Summary

Rask og konkret vurdering av halogene peroxydaseaktivitet i Leukocytt-anriket blodprøver

Published: July 28, 2016
doi:

Summary

This protocol describes the quick enrichment of leukocytes from small blood samples for a subsequent specific determination of the halogenating peroxidase activity within the cells. The method can be applied to human and non-human material and may contribute to the evaluation of new inflammatory markers.

Abstract

I denne artikkelen en protokoll for rask og standardisert anrikning av leukocytter fra små fullblodprøver, er beskrevet. Denne fremgangsmåten er basert på hypotonisk lysering av erytrocytter og kan brukes til humane prøver, så vel som til blod av ikke-human opprinnelse. Den lille innledende prøvevolum på ca 50 til 100 ul gjør denne metoden anvendelig for å tilbakevendende blodprøver fra små forsøksdyr. Videre er leukocytter berikelse oppnådd i løpet av minutter, og med lave materielle innsats angående kjemikalier og instrumentering, noe som gjør denne metoden er aktuelt i flere laboratorier.

Standardisert rensing av leukocytter er kombinert med en meget selektiv farging metode for å evaluere halogenerende peroksydase-aktivitet av heme peroksidaser, myeloperoksidase (MPO) og eosinofil peroksidase (EPO), dvs. dannelse av underklorsyrling og underbromsyrling (HOCl og HOBr). Mens MPO er sterkt uttrykt i neutrophils, den mest vanlige immuncelletype i humant blod så vel som i monocytter, den tilknyttede enzym EPO er utelukkende uttrykt i eosinofiler. Halogene aktiviteten til disse enzymene blir adressert ved hjelp av nesten HOCl- og HOBr-spesifikk fargestoff aminofenyl fluorescein (APF) og den primære peroksydasesubstrat hydrogenperoksyd. Ved etterfølgende strømningscytometri-analyse alle peroksidase-positive celler (nøytrofiler, monocytter, eosinofiler) kan skilles og deres halogenerings peroksydase-aktivitet kan kvantifiseres. Siden APF-farging kan kombineres med påføringen av celleoverflatemarkører, kan denne protokollen bli utvidet til spesielt adresse leukocytt sub-fraksjoner. Metoden kan brukes til å oppdage HOCl og HOBr produksjon både i menneskelig og gnager leukocytter.

Gitt allment og diversely diskutert immunologisk rollen til disse enzymatiske produktene i kroniske inflammatoriske sykdommer, kan denne protokollen bidra til en bedre forståelse avimmunologiske relevansen av leukocytter-avledet heme peroxidases.

Introduction

Polymorfonukleære leukocytter (PMN, også kalt granulocytter og monocytter) representerer viktige cellulære komponenter i det medfødte immunsystemet i blodet 1,2. De bidrar til det primære forsvar mot patogener, så vel som til aktiveringen av ervervet immunsystemet og initiering av en systemisk inflammatorisk respons 2-4. Likevel spesielt nøytrofile, den mest tallrike typen granulocytter og monocytter også bidra vesentlig til regulering og avslutning av akutte inflammatoriske hendelser 5. Derfor er disse cellene kan også spille en viktig rolle i kroniske inflammatoriske sykdommer som reumatoid artritt 6,7. Faktisk, astma, kronisk inflammatorisk luftveissykdom, er preget av en svekket apoptose av eosinofiler, den nest mest granulocytter type i blodet åtte. Men apoptose av granulocytter og deres rask fjerning av makrofager er to viktige skritt i løpet av mobiltermineringsav betennelse 9-11.

I de navngitte immunceller to nært beslektede enzymer, nemlig Myeloperoxidase (MPO, nøytrofile granulocytter og monocytter) og eosinofil peroksidase (EPO, eosinofile) finnes 12,13. Disse heme peroksydaser er klassisk relatert til den humorale immunrespons som de to-elektronisk oksidere (pseudo) halogenider til de tilsvarende hypo (pseudo) halogensyrer som er kjent for sin bakteriedrepende egenskaper 14-16. Under fysiologiske betingelser MPO hovedsakelig danner underklorsyrling (HOCl) og hypothiocyanite (- OSCN) mens den sistnevnte og hypobromsyre (HOBr) er dannet av EPO 17-19. Nye resultater tyder på at dette (pseudo) halogeneenzymaktivitet kan også bidra til reguleringen av betennelsesreaksjoner og til oppsigelse av immunreaksjoner 20,21. Faktisk ble det HOCl produksjon av MPO og avledede produkter vist seg å undertrykke T-cellebasert adaptive immunresponser 22-24.

For å få mer innsikt i den immunologiske rolle av leukocytter fra det medfødte immunsystemet ved kroniske inflammatoriske sykdommer og for å bestemme bidraget av MPO og EPO til denne fysiologiske funksjon vi utviklet en metode for raskt å berike leukocytter fra små blodprøver for en etterfølgende spesifikk bestemmelse av halogene peroksydase-aktivitet i disse cellene. For erytrocytt uttømming har vi valgt en standardisert metode som omfatter to påfølgende hypotone lysis trinn med destillert vann, noe som fører til en rask leukocytt anrikning ved lave materialkostnader. For den etterfølgende bestemmelse av halogene MPO og EPO aktivitet og HOCl- HOBr-spesifikk fargestoff aminofenyl fluorescein (APF) ble anvendt 25-27. I motsetning til anvendelsen av uspesifikk peroxidase farvemetoder 28,29, lar denne tilnærmingen selektiv påvisning av halogene peroksydase-aktivitet, som ofte blir svekket ved alvorlige inflinflammasjon 30,31.

Protocol

Alle humane blodprøver ble tatt fra friske frivillige, og brukes leukocytter berikelse protokollen følger retningslinjene for etikk provisjon av Det medisinske fakultet ved Universitetet i Leipzig. Forsøkene med rotte blod ble godkjent av ansvarlig lokal etisk komité (Landesdirektion Sachsen, Referat 24), i henhold til de tyske retningslinjer for dyr omsorg og bruk. 1. Forsøksoppsett MERK: Som hypotonisk lyseringsprosedyren for uttømming av erytrocytter fra b…

Representative Results

Som rapportert tidligere fremgangsmåten beskrevet ovenfor viste seg å være anvendelig både for mennesker og til ikke-menneskelige materiale 32. Videre, som vist for mus med astmatiske symptomer APF flekker kan være et passende verktøy for å detektere forskjeller i den systemiske pro-inflammatorisk status. Derfor i en senere studie vi brukte denne protokollen for å gjentatte ganger evaluere halogene aktivitet av MPO (og EPO) hos hunn Mørk Agouti rotter med pri…

Discussion

Som neutrofiler er de mest tallrike leukocytter i humant blod isolering av peroksidase-positive celler fokuserer ofte bare på disse cellene, og inkluderer en separasjon av neutrofiler fra andre leukocytter ved tetthetsgradient sentrifugering 38. Likevel som neutrofiler er mye mindre rik på murine blodprøver 39 for de sistnevnte mer kompliserte metoder må benyttes 40. Videre har begge metoder også føre til fjerning av peroksidase-positive monocytter fra prøvene og, på grunn av beh…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was made possible by funding from the German Federal Ministry of Education and Research (BMBF, 1315883) as well as by the Sächsische Aufbaubank (SAB) project 100116526 from a funding of the European Regional Development Fund (ERDF).

Materials

materials/equipment
15 ml centrifugation tubes VWR/Corning 734-0451
1.5 ml sample tubes VWR/Eppendorf 211-2130DE
Pipettes for volumes up to 5 ml Eppendorf e.g. 3120000070 We are using Eppendorf Resarch plus pipettes with adjustable volumes in the range 1-10 µl, 10-100µl, 100-1000 µl an 500-5000µl
laminar flow bench Thermo Electron Corperation HeraSafe
Vortex mixer Bender & Hobein AG Vortex Genie 2
Tabletop centrifuge Kendro Laboratory Products Laborfuge 400R The centrifuge should be able to be used at 450x g
Small centrifuge eppendorf 5415D The centrifuge should be able to be used at 400x g
Incubator Heraeus cytoperm 2 Settings: 37 °C, 95% humidity, 5 % CO2 content
UV-Vis spectrophotometer Varian Cary 50 bio A spectrum between 200 and 300 nm has to be recorded. Thus quartz cuvettes have to be applied
Flow cytometer Becton, Dickinson BD Facs Calibur Any flow cytometer can be used which is equiped with a laser suitable for the excitation of fluorescein (e.g 488 nm argon laser)
Name Company Catalog Number Comments
Chemicals
Phosphate buffered saline (PBS) amresco K812 sterile solution, ready to use
Sigma-Aldrich P4417 tablets for solving in 200 ml millipore water
Hanks balanced salt solution (HBSS) with Ca(2+) Sigma-Aldrich H1387 970 mg/100 ml, carefully check and adjust the pH value to 7.4
Hydrochloric acid Merck Millipore 1.09057.1000 1M solution
Sodium hydroxide Riedel-deHaën 30620 Solid pellets. For a 1M solution solve 4 g/100 ml Millipore water
Aminophenyl fluorescein Cayman 10157 5 mg/ml solution (11.81 mM) in methyl acetate, aliquotes of e.g. 100 µl should be prepared and stored at -20 °C
Hydrogen peroxide Sigma-Aldrich H1009 This 30% stock solution corresponds to a concentration of about 8.8 M. Further dilutions have to be freshly prepared in distilled water immediately prior to use and quantified by absorbance measurements
4-aminobenzoic acid hydrazide (4-ABAH) Sigma-Aldrich A41909 A first stock solution of 1 M should be prepared in DMSO a second one of 100 mM by 1:10 dilution in HBSS
DMSO VWR chemicals 23500.26

References

  1. Cline, M. J. Monocytes, macrophages, and their diseases in man. J Invest Dermatol. 71 (1), 56-58 (1978).
  2. Wright, H. L., Moots, R. J., Bucknall, R. C., Edwards, S. W. Neutrophil function in inflammation and inflammatory diseases. Rheumatology. 49, 1618-1631 (2010).
  3. Brinkmann, V., et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria. Science. 303 (5663), 1532-1535 (2004).
  4. Ishihara, K., Yamaguchi, Y., Okabe, K., Ogawa, M. Neutrophil elastase enhances macrophage production of chemokines in receptor-mediated reaction. Res Commun Mol Pathol Pharmacol. 103 (2), 139-147 (1999).
  5. Henson, P. M. Resolution of inflammation. A perspective. Chest. 99 (3 Suppl), 2S-6S (1991).
  6. Lefkowitz, D. L., Lefkowitz, S. S. Macrophage-neutrophil interaction: a paradigm for chronic inflammation revisited. Immunol Cell Biol. 79 (5), 502-506 (2001).
  7. Wright, H. L., Moots, R. J., Edwards, S. W. The multifactorial role of neutrophils in rheumatoid arthritis. Nat Rev Rheumatol. 10 (10), 593-601 (2014).
  8. Kankaanranta, H., et al. Delayed eosinophil apoptosis in asthma. J Allergy Clin Immunol. 106 (1 Pt 1), 77-83 (2000).
  9. Peng, S. L. Neutrophil apoptosis in autoimmunity. J Mol Med. 84 (2), 122-125 (2006).
  10. Simon, H. U. Neutrophil apoptosis pathways and their modifications in inflammation. Immunol Rev. 193, 101-110 (2003).
  11. Vandivier, R. W., Henson, P. M., Douglas, I. S. Burying the dead: the impact of failed apoptotic cell removal (efferocytosis) on chronic inflammatory lung disease. Chest. 129 (6), 1673-1682 (2006).
  12. Loughran, N. B., O’Connor, B., O’Fagain, C., O’Connell, M. J. The phylogeny of the mammalian heme peroxidases and the evolution of their diverse functions. BMC Evol Biol. 8, 101-115 (2008).
  13. Zámocký, M., Obinger, C., Torres, E., Ayala, E. M. Ch. 2. Biocatalysis based on heme peroxidases. , 7-35 (2010).
  14. Klebanoff, S. J. Myeloperoxidase-halide-hydrogen peroxide antibacterial system. J Bacteriol. 95 (6), 2131-2138 (1968).
  15. Klebanoff, S. J. Myeloperoxidase: friend and foe. J Leukoc Biol. 77 (5), 598-625 (2005).
  16. Wang, J., Slungaard, A. Role of eosinophil peroxidase in host defense and disease pathology. Arch Biochem Biophys. 445 (2), 256-260 (2006).
  17. Arnhold, J., Furtmuller, P. G., Regelsberger, G., Obinger, C. Redox properties of the couple compound I/native enzyme of myeloperoxidase and eosinophil peroxidase. Eur J Biochem. 268 (19), 5142-5148 (2001).
  18. Bafort, F., Parisi, O., Perraudin, J. P., Jijakli, M. H. Mode of action of lactoperoxidase as related to its antimicrobial activity: a review. Enzyme Res. , 1-13 (2014).
  19. van Dalen, C. J., Whitehouse, M. W., Winterbourn, C. C., Kettle, A. J. Thiocyanate and chloride as competing substrates for myeloperoxidase. Biochem J. 327 (Pt 2), 487-492 (1997).
  20. Arnhold, J., Flemmig, J. Human myeloperoxidase in innate and acquired immunity. Arch Biochem Biophys. 500 (1), 92-106 (2010).
  21. Flemmig, J., Lessig, J., Reibetanz, U., Dautel, P., Arnhold, J. Non-vital polymorphonuclear leukocytes express myeloperoxidase on their surface. Cell Physiol Biochem. 21 (4), 287-296 (2008).
  22. Odobasic, D., Kitching, A. R., Semple, T. J., Holdsworth, S. R. Endogenous myeloperoxidase promotes neutrophil-mediated renal injury, but attenuates T cell immunity inducing crescentic glomerulonephritis. J Am Soc Nephrol. 18 (3), 760-770 (2007).
  23. Odobasic, D., et al. Neutrophil myeloperoxidase regulates T-cell-driven tissue inflammation in mice by inhibiting dendritic cell function. Blood. 121 (20), 4195-4204 (2013).
  24. Ogino, T., et al. Oxidative modification of IkappaB by monochloramine inhibits tumor necrosis factor alpha-induced NF-kappaB activation. Biochim Biophys Acta. 1746 (2), 135-142 (2005).
  25. Flemmig, J., Remmler, J., Zschaler, J., Arnhold, J. Detection of the halogenating activity of heme peroxidases in leukocytes by aminophenyl fluorescein. Free Radic Res. 49 (6), 768-776 (2015).
  26. Flemmig, J., Zschaler, J., Remmler, J., Arnhold, J. The fluorescein-derived dye aminophenyl fluorescein is a suitable tool to detect hypobromous acid (HOBr)-producing activity in eosinophils. J Biol Chem. 287 (33), 27913-27923 (2012).
  27. Setsukinai, K., Urano, Y., Kakinuma, K., Majima, H. J., Nagano, T. Development of novel fluorescence probes that can reliably detect reactive oxygen species and distinguish specific species. J Biol Chem. 278 (5), 3170-3175 (2003).
  28. Presentey, B., Szapiro, L. Heriditary deficiency of peroxidase and phospholipids in eosinophil granulocytes. Acta Haematol. 41, 359-362 (1969).
  29. Undritz, E. The Alius-Grignaschi anomaly: the hereditary constitutional peroxidase defect of the neutrophils and monocytes. Blut. 14 (3), 129-136 (1966).
  30. Kutter, D. Prevalence of myeloperoxidase deficiency: population studies using Bayer-Technicon automated hematology. J Mol Med.(Berl). 76 (10), 669-675 (1998).
  31. Lanza, F. Clinical manifestation of myeloperoxidase deficiency. J Mol Med. 76 (10), 676-681 (1998).
  32. Flemmig, J., et al. Rapid and reliable determination of the halogenating peroxidase activity in blood samples. J Immunol Methods. 415, 46-56 (2014).
  33. Flemmig, J., Remmler, J., Rohring, F., Arnhold, J. (-)-Epicatechin regenerates the chlorinating activity of myeloperoxidase in vitro and in neutrophil granulocytes. J Inorg Biochem. 130, 84-91 (2014).
  34. Beers, R. F., Sizer, I. W. A spectrophotometric method for measuring the breakdown of hydrogen peroxide by catalase. J Biol Chem. 195 (1), 133-140 (1952).
  35. Kettle, A. J., Gedye, C. A., Winterbourn, C. C. Mechanism of inactivation of myeloperoxidase by 4-aminobenzoic acid hydrazide. Biochem J. 321 (2), 503-508 (1997).
  36. Nakazato, T., et al. Myeloperoxidase is a key regulator of oxidative stress mediated apoptosis in myeloid leukemic cells. Clin Cancer Res. 13 (18), 5436-5445 (2007).
  37. Machwe, M. K. Effect of concentration on fluorescence spectrum of fluorescein. Curr Sci. 39 (18), 412-413 (1970).
  38. Hu, Y., Ashman, R. B. Ch. 7. Leucocytes: Methods and Protocols. , 101-113 (2012).
  39. Zschaler, J., Schlorke, D., Arnhold, J. Differences in innate immune response between man and mouse. Crit Rev Immunol. 34 (5), 433-454 (2014).
  40. Hasenberg, M., et al. Rapid immunomagnetic negative enrichment of neutrophil granulocytes from murine bone marrow for functional studies in vitro and in vivo. PLoS One. 6 (2), e17314 (2011).
  41. Mendez-David, I., et al. A method for biomarker measurements in peripheral blood mononuclear cells isolated from anxious and depressed mice: beta-arrestin 1 protein levels in depression and treatment. Front Pharmacol. 4 (124), 1-8 (2013).
  42. Cotter, M. J., Norman, K. E., Hellewell, P. G., Ridger, V. C. A novel method for isolation of neutrophils from murine blood using negative immunomagnetic separation. Am J Pathol. 159 (2), 473-481 (2001).
  43. Dorward, D. A., et al. Technical advance: autofluorescence-based sorting: rapid and nonperturbing isolation of ultrapure neutrophils to determine cytokine production. J Leukoc Biol. 94 (1), 193-202 (2013).
  44. Freitas, M., Lima, J. L., Fernandes, E. Optical probes for detection and quantification of neutrophils’ oxidative burst. A review. Anal Chim Acta. 649 (1), 8-23 (2009).
  45. Winterbourn, C. C. The challenges of using fluorescent probes to detect and quantify specific reactive oxygen species in living cells. Biochim Biophys Acta. 1840 (2), 730-738 (2014).
  46. Kusenbach, G., Rister, M. Myeloperoxidase deficiency as a cause of recurrent infections. Klin Padiatr. 197 (5), 443-445 (1985).
  47. Zipfel, M., Carmine, T. C., Gerber, C., Niethammer, D., Bruchelt, G. Evidence for the activation of myeloperoxidase by f-Meth-Leu-Phe prior to its release from neutrophil granulocytes. Biochem Biophys Res Commun. 232 (1), 209-212 (1997).
  48. Whiteman, M., Spencer, J. P. Loss of 3-chlorotyrosine by inflammatory oxidants: implications for the use of 3-chlorotyrosine as a bio-marker in vivo. Biochem Biophys Res Commun. 371 (1), 50-53 (2008).
  49. Gerber, C. E., Kuci, S., Zipfel, M., Niethammer, D., Bruchelt, G. Phagocytic activity and oxidative burst of granulocytes in persons with myeloperoxidase deficiency. Eur J Clin Chem Clin Biochem. 34 (11), 901-908 (1996).
  50. Maghzal, G. J., et al. Assessment of myeloperoxidase activity by the conversion of hydroethidine to 2-chloroethidium. J Biol Chem. 289 (9), 5580-5595 (2014).
  51. Shepherd, J., et al. A fluorescent probe for the detection of myeloperoxidase activity in atherosclerosis-associated macrophages. Chem Biol. 14 (11), 1221-1231 (2007).
  52. Sun, Z. -. N., Liu, F. -. Q., Chen, Y., Tam, P. K. H., Yang, D. A highly specific BODIPY-based fluorescent probe for the detection of hypochlorous acid. J Am Chem Soc. 10 (11), 2171-2174 (2008).
  53. Kirchner, T., Flemmig, J., Furtmuller, P. G., Obinger, C., Arnhold, J. (-)Epicatechin enhances the chlorinating activity of human myeloperoxidase. Arch Biochem Biophys. 495 (1), 21-27 (2010).
check_url/kr/54484?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Flemmig, J., Schwarz, P., Bäcker, I., Leichsenring, A., Lange, F., Arnhold, J. Fast and Specific Assessment of the Halogenating Peroxidase Activity in Leukocyte-enriched Blood Samples. J. Vis. Exp. (113), e54484, doi:10.3791/54484 (2016).

View Video