Summary

Una nueva técnica para generar y Observación de quimioluminiscencia en un Contexto biológico

Published: March 09, 2017
doi:

Summary

This protocol describes a new intraoperative imaging technique that uses a ruthenium complex as a source of chemiluminescent light emission, thereby producing high signal-to-noise ratios during in vivo imaging. Intraoperative imaging is an expanding field that could revolutionize the way that surgical procedures are performed.

Abstract

Intraoperative imaging techniques have the potential to make surgical interventions safer and more effective; for these reasons, such techniques are quickly moving into the operating room. Here, we present a new approach that utilizes a technique not yet explored for intraoperative imaging: chemiluminescent imaging. This method employs a ruthenium-based chemiluminescent reporter along with a custom-built nebulizing system to produce ex vivo or in vivo images with high signal-to-noise ratios. The ruthenium-based reporter produces light following exposure to an aqueous oxidizing solution and re-reduction within the surrounding tissue. This method has allowed us to detect reporter concentrations as low as 6.9 pmol/cm2. In this work, we present a visual guide to our proof-of-concept in vivo studies involving subdermal and intravenous injections in mice. The results suggest that this technology is a promising candidate for further preclinical research and might ultimately become a useful tool in the operating room.

Introduction

En las últimas décadas, las tecnologías de imágenes han revolucionado la forma en que los médicos a diagnosticar y controlar la enfermedad. Estas tecnologías de la imagen, sin embargo, han sido en gran parte limitada a los sistemas de formación de imágenes de todo el cuerpo, como la tomografía por emisión de positrones (PET), emisión de fotón único tomografía computarizada (SPECT), tomografía computarizada (TC) y la resonancia magnética nuclear (RMN). Especial atención se ha prestado a cáncer, y los avances tecnológicos de imagen han mejorado en gran medida la forma en que esta enfermedad es diagnosticada y tratada. A pesar de estos avances, hay un lugar donde estas tecnologías de imagen simplemente no encajan: la sala de operaciones. Mientras que las técnicas de imagen de todo el cuerpo puede ayudar en la planificación quirúrgica, por lo general carecen de resolución espacial lo suficientemente altas como para ayudar a los médicos a determinar en tiempo real si todo el tejido del tumor ha sido eliminado o tejido tumoral residual permanece oculto en los márgenes quirúrgicos 1. Asegurándose de que no infiltrantelos márgenes del tumor se quedan atrás es uno de los objetivos quirúrgicos más importantes, y los cirujanos deben caminar una cuerda floja entre la resección de tejido rigurosa y prudente. Si se quita demasiado, se exacerban los efectos secundarios no deseados para el paciente; si no hubiese suficiente se retira, las tasas de recurrencia se incrementan 2, 3. Por lo tanto, es crucial para delinear los márgenes tumorales precisos, y creemos que las imágenes intraoperatorias quimioluminiscente puede ayudar a mejorar la precisión de la identificación de los márgenes del tumor, ayudando a los cirujanos visualizar el tejido maligno que de otro modo podrían no ser detectados con técnicas establecidas.

Hay muchas tecnologías de imagen que actualmente se investigan por su posible utilidad como sistemas de imágenes intraoperatorias. Estos incluyen sondas y ß-γ-emisores de radiación de fluorescencia óptica 4, 5, 6 espectroscopia Raman </sup>, 7 y Cherenkov luminiscencia 8, 9. Hasta la fecha, sin embargo, ninguno de ellos se han establecido como herramientas clínicas estándar. imágenes de fluorescencia óptica hasta ahora ha demostrado ser el más prometedor de estas técnicas y por lo tanto es el más explorado. Si bien ya se ha demostrado ser una herramienta valiosa para muchas aplicaciones, no es sin sus limitaciones. De hecho, su principal inconveniente es la fluorescencia de fondo generado por el tejido biológico inherentemente autofluorescent. Esta señal de fondo autofluorescente es un producto de la excitación del tejido circundante, además de la fluoróforo, por la fuente de luz externa necesaria para la generación de una señal fluorescente. Desde una perspectiva práctica, esta autofluorescencia puede potencialmente conducir a bajas relaciones señal-ruido, que pueden limitar la utilidad de esta tecnología en la sala de operaciones.

El directorventaja de quimioluminiscencia de imágenes sobre imágenes de fluorescencia es que ninguna luz de excitación es necesario. Como resultado, no hay fondo autofluorescencia. En las imágenes de quimioluminiscencia, la energía de excitación en su lugar se genera químicamente. Este proceso no produce señal de fondo no deseada y por lo tanto puede dar lugar a mayores relaciones de señal a ruido. Esto podría resultar en última instancia, la detección más precisa y exacta de los márgenes quirúrgicos. Sorprendentemente, la utilidad de este enfoque como una técnica de imagen intraoperatoria ha permanecido inexplorado 10. De hecho, el ejemplo más cercano a esta técnica es la oxidación del luminol por la mieloperoxidasa en ratones 11, 12, 13. Por lo tanto, las imágenes biomédicas quimioluminiscente es una zona bastante inexplorada de la investigación que podría ofrecer las siguientes ventajas: (1) autofluorescencia mínima que resulta en una señal de fondo baja con hiGher relaciones de señal a ruido; (2) longitudes de onda sintonizables de las emisiones de quimioluminiscencia que van desde lo visible a lo infrarrojo cercano; y (3) los complejos de quimioluminiscencia funcionalizables que, cuando se combina con las tecnologías de engarce y biomoléculas que ya existen dirigido, proporcionan acceso a bibliotecas enteras de sondas de imagen moleculares específicos 14.

Este estudio de prueba de principio ilustra la utilidad potencial de las imágenes quimioluminiscente en el entorno biomédico utilizando un agente de formación de imágenes basado en rutenio. Las propiedades de este compuesto quimioluminiscente están bien estudiados, con las investigaciones que se remontan a mediados de la década de 1960 15. Tras la activación química, el agente produce la luz en torno a 600 nm 16, que es muy adecuado para los propósitos de imágenes médicas. La energía de activación se proporciona por una reacción redox que conduce a un estado excitado, que tiene una duración de 650 ns en agua 17 -folladeudado por la generación de fotones sobre la relajación de este estado excitado. A través del uso de un nebulizador a distancia especialmente diseñado, hemos sido capaces de detectar el compuesto tanto ex vivo como in vivo. Los resultados de los experimentos iniciales son muy prometedores, lo que sugiere una mayor investigación de esta tecnología.

Protocol

Declaración de la ética: Todos los experimentos con animales en vivo descritos se llevaron a cabo de acuerdo con un protocolo aprobado y bajo las directrices éticas del Memorial Sloan Kettering Cancer Center (MSK) Cuidado de Animales institucional y el empleo Comisión (IACUC). 1. Construcción de un dispositivo de nebulización Adjuntar parte de madera A (12,5 x 2,5 x 1,8 cm 3) en posición vertical en el centro de la parte B (12,7 x 10,7 x 1,8 cm 3),<…

Representative Results

El sistema nebulizador se describe en la sección de protocolo 1 puede construirse a partir de materiales fácilmente disponibles a un bajo costo. Se tiene la intención de ser una inserción para-remoto activado pulverización del agente reductor / oxidante dentro de un lector de bioluminiscencia (Figura 1). Nuestro diseño permite la operación segura del nebulizador en el lector de bioluminiscencia a una distancia de 14 cm desde el objetivo. No se observó ningún emp…

Discussion

Aquí, hemos presentado una tecnología que es capaz de delinear ópticamente tejido por medio de la emisión de fotones creados por un reportero de quimioluminiscencia. En contraste con otras, más establecido, las tecnologías de 4, 5, 6, 7, 8, 9, este sistema reportero quimioluminiscente emplea una sonda de formación de …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors thank Prof. Jan Grimm and Mr. Travis Shaffer for their helpful discussions and Mr. David Gregory for editing the manuscript. Technical services provided by the MSK Animal Imaging Core Facility, supported in part by NIH Cancer Center Support Grant P30CA008748-48, are gratefully acknowledged. The authors thank the NIH (K25 EB016673 and R21 CA191679, T.R. and 4R00CA178205-02, B.M.Z.), the MSK Center for Molecular Imaging and Nanotechnology (T.R.), the Tow Foundation (B.C.), and the National Science Foundation Integrative Graduate Education and Research Traineeship (IGERT 0965983 at Hunter College for B.C. and T.M.S.) for their generous support. The research reported in this publication was supported by funding from the King Abdullah University of Science and Technology.

Materials

Wood part A (12.5×2.5×1.8 cm)  Woodcraft 131404 Cut from a 3/4” x 24” x 30” birch plywood sheet
Wood part B (12.7×10.7×1.8cm) Woodcraft 131404 Cut from a 3/4” x 24” x 30” birch plywood sheet
Wood part C (11×2.5×1.8cm) Woodcraft 131404 Cut from a 3/4” x 24” x 30” birch plywood sheet
Screws (4×25 mm) Screwfix 79939
Harmon Face Values 3oz mini sprayer Bed, Bath and Beyond
stainless steel rod (10 cm of 1/16” steel) Metals Depot Int. Inc. 2192
Pencil Classic HB Papermate 58592
Paper clip Office Depot 221720
speaker cable RCA Inc. AH1650SN
Energizer 9V alkaline battery Energizer Holdings Inc. EN22
Hitech HS-82MG Micro Servo Motor, 3.4kg/cm output torque @ 6V Hitech RCD USA Inc. 32082S
Name Company Catalog Number Comments
28 cm plastic cable ties General Electric Inc. 50725
Duct tape 3M Inc. 3939
littleBits w1 wire littleBits Inc. w1 wire
littleBits p1 power littleBits Inc. p1 power
littleBits i2 toggle switch littleBits Inc. i2 toggle switch
littleBits 011 servo littleBits Inc. 011 servo
20 cm plastic covered wire twist ties Four Star Plastics 71TIE8000
Tris(2,2′-bipyridyl)dichlororuthenium(II) hexahydrate Sigma-Aldrich Inc. 224758
Ammonium cerium(IV) nitrate Sigma-Aldrich Inc. 22249
Isofluorane Baxter Healthcare 1001936060
PBS Sigma-Aldrich PBS1
Ethanol Sigma-Aldrich 2854
Triethylamine Sigma-Aldrich Inc. T0886
Water Water was purified using a Milipore Mili-Q (R ≥ 18 MΩ)
Female nude (outbred) mice Jackson Laboratories 1929 age 5 – 6 weeks
Strain C57BL/6J  
NU/J male mice at  Jackson Laboratories 2019 age 6 – 8 weeks
IVIS 200 bioluminescence reader Caliper Live Science
Live Image 4.2 software Perkin-Elmer 128165
Microscope slides ThermoScientific 4951PLUS4

References

  1. Fong, Y., Giulianotti, P. C., Lewis, J., Koerkamp, B. G., Reiner, T. . Imaging and Visualization in The Modern Operating Room: A Comprehensive Guide for Physicians. , (2015).
  2. Nguyen, Q. T., Tsien, R. Y. Fluorescence-guided surgery with live molecular navigation – a new cutting edge. Nat. Rev. Cancer. 13 (9), 653-662 (2013).
  3. Weissleder, R., Pittet, M. J. Imaging in the era of molecular oncology. Nature. 452, 580-589 (2008).
  4. Heller, S., Zanzonico, P. Nuclear probes and intraoperative gamma cameras. Semin. Nucl. Med. 41 (3), 166-181 (2011).
  5. van Dam, G. M., et al. Intraoperative tumor-specific fluorescence imaging in ovarian cancer by folate receptor-α targeting: first in-human results. Nat. Med. 17 (10), 1315-1319 (2011).
  6. Zavaleta, C. L., et al. A Raman-based endoscopic strategy for multiplexed molecular imaging. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 110 (25), E2288-E2297 (2013).
  7. Harmsen, S., Bedics, M. A., Wall, M. A., Huang, R., Detty, M. R., Kircher, M. F. Rational design of a chalcogenopyrylium-based surface-enhanced resonance Raman scattering nanoprobe with attomolar sensitivity. Nat. Commun. 6, 1-9 (2015).
  8. Thorek, D. L., et al. Positron Lymphography: Multimodal, High-Resolution, Dynamic Mapping and Resection of Lymph Nodes After Intradermal Injection of 18F-FDG. Nucl. Med. 53 (9), 1438-1445 (2012).
  9. Thorek, D. L. J., Riedl, C. C., Grimm, J. Clinical Cerenkov Luminescence Imaging of 18F-FDG. Nucl. Med. 55 (1), 95-98 (2014).
  10. Gross, S., et al. Bioluminescence imaging of myeloperoxidase activity in vivo. Nat. Med. 15 (4), 455-461 (2009).
  11. Lee, J. -. J., White, A. G., Rice, D. R., Smith, B. D. In vivo imaging using polymeric nanoparticles stained with near-infrared chemiluminescent and fluorescent squaraine catenane endoperoxide. Chem. Commun. 49 (29), 3016-3018 (2013).
  12. Lee, D., et al. In vivo imaging of hydrogen peroxide with chemiluminescent nanoparticles. Nat. Mater. 6 (10), 765-769 (2007).
  13. Baumes, J. M., et al. thermally activated, near-infrared chemiluminescent dyes and dye-stained microparticles for optical imaging. Nat. Chem. 2 (12), 1025-1030 (2010).
  14. Siraj, N., et al. Fluorescence, Phosphorescence, and Chemiluminescence. Anal. Chem. 88 (1), 170-202 (2016).
  15. Hercules, D. M., Lytle, F. E. Chemiluminescence from Reduction Reactions. Am. Chem. Soc. 88 (20), 4745-4746 (1966).
  16. Kerr, E. Annihilation electrogenerated chemiluminescence of mixed metal chelates in solution: modulating emission colour by manipulating the energetics. Chem. Sci. 6, 472-479 (2015).
  17. Montalti, M., Credi, A., Prodi, L., Gandolfi, M. T. . Handbook of Photochemistry 3rd Ed. , 379-404 (2006).
  18. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole Animal Perfusion Fixation for Rhodents. J. Vis. Exp. (65), e3564 (2012).
  19. Büchel, G. E., et al. Near-infrared intraoperative chemiluminescent imaging. ChemMedChem. , (2016).
  20. Ntziachristos, V., Ripoll, J., Wang, L. V., Weissleder, R. Looking and Listening to Light: the Evolution of Whole-Body Photonic Imaging. Nat. Biotechnol. 23, 313-320 (2005).
  21. Koch, J. H., Gyarfas, E. C., Dwyer, F. P. Biological Activity of Complex Ions Mechanism of Inhibition of Acetylcholinesterase. Austral. J. Biol. Sci. 9 (3), 371-381 (1956).
  22. Juris, A., Balzani, V., Barigelletti, F., Campagna, S., Belser, P., Zelewsky, A. V. Ru(II) polypyridine complexes: photophysics, photochemistry, electrochemistry, and chemiluminescence. Coord. Chem. Rev. 84, 85-277 (1988).
  23. Knoll, J. D., Turro, C. Control and utilization of ruthenium and rhodium metal complex excited states for photoactivated cancer therapy. Coord. Chem. Rev. 282, 110-126 (2015).
  24. Haley, T. J. Pharmacology and toxicology of the rare earth elements. J. Pharm. Sci. 54 (5), 663-670 (1965).
  25. Siekierski, S., Mioduski, T., Salomon, M. . IUPAC Commission on Solubility Data. Solubility Data Series. Vol 13. Scandium, Yttrium, Lanthanum, and Lanthanide Nitrates. , (1983).
  26. Reiner, T., Jantke, D., Marziale, A. N., Raba, A., Eppinger, J. Metal-Conjugated Affinity Labels: A New Concept to Create Enantioselective Artificial Metalloenzymes. ChemistryOpen. 2, 50-54 (2013).
  27. Zanarini, S., et al. Synthesis and Electrochemiluminescence of a Ru(bpy)3-Labeled Coupling Adduct Produced on a Self-Assembled Monolayer. J. Phys. Chem. C. 112 (8), 2949-2957 (2008).
  28. Liu, R., Lv, Y., Hou, X., Yang, L., Mester, Z. Protein Quantitation Using Ru-NHS Ester Tagging and Isotope Dilution High-Pressure Liquid Chromatography-Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry Determination. Anal. Chem. 84 (6), 2769-2775 (2012).
  29. Jantke, D., et al. Synthetic strategies for efficient conjugation of organometallic complexes with pendant protein reactive markers. J. Organomet. Chem. 744, 82-91 (2013).
  30. Aoki, Y., et al. An experimental xenograft mouse model of diffuse pontine glioma designed for therapeutic testing. J Neurooncol. 108 (1), 29-35 (2012).
  31. Forster, R. J., Bertoncello, P., Keyes, T. E. Electrogenerated Chemiluminescence. Annual Rev. Anal. Chem. 2, 359-385 (2009).
  32. Connell, T. U., James, J. L., White, A. R., Donnelly, P. S. Protein Labelling with Versatile Phosphorescent Metal Complexes for Live Cell Luminescence Imaging. Chem. Eur. J. 21 (40), 14146-14155 (2015).
  33. Zhou, X., et al. Synthesis, labeling and bioanalytical applications of a tris(2,2′-bipyridyl)ruthenium(II)-based electrochemiluminescence probe. Nat. Protoc. 9 (5), 1146-1159 (2014).
  34. Bœuf, G., et al. Encapsulated Ruthenium(II) Complexes in Biocompatible Poly(d,l-lactide-co-glycolide) Nanoparticles for Application in Photodynamic Therapy. ChemPlusChem. 79 (1), 171-180 (2014).
  35. Loizidou, M., Seifalian, A. M. Nanotechnology and its applications in surgery. Brit. J. Surgery. 97 (4), 463-465 (2010).
  36. Barry, N. P. E., Sadler, P. J. Challenges for Metals in Medicine: How Nanotechnology May Help To Shape the Future. ACS Nano. 7, 5654-5659 (2013).
  37. Hasan, K., Bansal, A. K., Samuel, I. D. W., Roldán-Carmona, C., Bolink, H. J., Zysman-Colman, E. Tuning the Emission of Cationic Iridium (III) Complexes Towards the Red Through Methoxy Substitution of the Cyclometalating Ligand. Nat.Sci. Rep. 5, 1-15 (2015).
  38. Truong, J., et al. Chemiluminescence detection with water-soluble iridium(III) complexes containing a sulfonate-functionalised ancillary ligand. Analyst. 139 (22), 6028-6035 (2014).
check_url/kr/54694?article_type=t

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Büchel, G. E., Carney, B., Tang, J., Zeglis, B. M., Eppinger, J., Reiner, T. A Novel Technique for Generating and Observing Chemiluminescence in a Biological Setting. J. Vis. Exp. (121), e54694, doi:10.3791/54694 (2017).

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