Summary

ड्रोसोफिला तैयारी और दिल समारोह विवो में ऑप्टिकल जुटना माइक्रोस्कोपी का उपयोग के अनुदैर्ध्य इमेजिंग (ओसीएम)

Published: December 12, 2016
doi:

Summary

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Abstract

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Introduction

छोटे जानवरों में दिल के अनुदैर्ध्य अध्ययन में इस तरह के जीन से संबंधित जन्मजात हृदय दोष 1,2 के रूप में मानव संबंधित हृदय रोगों की एक किस्म को समझने के लिए योगदान देता है। पिछले दशकों में, इस तरह माउस 3,4, 5,6 Xenopus, zebrafish 7,8, एवियन 9, और ड्रोसोफिला 10-16 के रूप में विभिन्न पशु मॉडल में, मानव हृदय-विकास से संबंधित अनुसंधान का संचालन करने के लिए इस्तेमाल किया गया है। माउस मॉडल व्यापक रूप से सामान्य और असामान्य हृदय विकास और मानव हृदय 3,4 के साथ अपनी समानता के कारण हृदय दोष phenotypes अध्ययन करने के लिए इस्तेमाल किया गया है। Xenopus भ्रूण इसकी आसान हैंडलिंग और आंशिक पारदर्शिता 5,6 के कारण दिल के विकास के अध्ययन में विशेष रूप से उपयोगी है। भ्रूण और zebrafish मॉडल के शुरुआती लार्वा की पारदर्शिता हृदय विकास 7.8 की आसान ऑप्टिकल अवलोकन के लिए अनुमति देता है। एवियन मॉडल विकासात्मक दिल के अध्ययन का एक आम विषय है becausई दिल आसानी से अनावश्यक कार्य और मनुष्यों से 9 एवियन दिल की रूपात्मक समानता को हटाने के बाद पहुँचा जा सकता है। ड्रोसोफिला मॉडल है जो यह दिल की अनुदैर्ध्य अध्ययन के प्रदर्शन के लिए आदर्श बनाते हैं कुछ अद्वितीय विशेषताएं है। सबसे पहले, ड्रोसोफिला के दिल ट्यूब पृष्ठीय सतह के नीचे ~ 200 माइक्रोन, जो ऑप्टिकल उपयोग और दिल के अवलोकन के लिए सुविधा प्रदान करता है। इसके अतिरिक्त, कई आणविक तंत्र और आनुवंशिक रास्ते ड्रोसोफिला और रीढ़ के बीच संरक्षित कर रहे हैं। मानव रोग जीन का 75% से अधिक की orthologs ड्रोसोफिला, जो यह व्यापक रूप से ट्रांसजेनिक अध्ययनों 11,13 में इस्तेमाल बना दिया है में पाए गए। इसके अलावा, यह एक छोटे से जीवन चक्र और कम रखरखाव लागत है, और आमतौर पर विकासात्मक जीव विज्ञान अनुसंधान 14-16 के लिए एक नमूना मॉडल के रूप में इस्तेमाल किया गया है।

पिछली रिपोर्टों जैसे ड्रोसोफिला हृदय कार्यों की निगरानी के लिए प्रोटोकॉल का वर्णन किया है वहArtBeat। हालांकि, विच्छेदन प्रक्रियाओं 17,18 आवश्यक थे। ऑप्टिकल इमेजिंग अपने गैर-आक्रामक प्रकृति के कारण पशुओं में हृदय विकास कल्पना करने के लिए एक प्रभावी तरीका प्रदान करता है। अलग ऑप्टिकल इमेजिंग तौर तरीकों में इस तरह के दो photon माइक्रोस्कोपी 19, confocal माइक्रोस्कोपी 20,21, प्रकाश चादर माइक्रोस्कोपी 22, और ऑप्टिकल जुटना टोमोग्राफी (अक्टूबर) 16,23-26 के रूप में प्रदर्शन पशु हृदय अध्ययन में लागू किया गया है। तुलनात्मक रूप से, अक्टूबर, विपरीत एजेंटों का उपयोग किए बिना छोटे जानवर दिलों में महान इमेजिंग गहराई प्रदान करने के लिए एक उच्च संकल्प और एक ultrahigh इमेजिंग गति है, जो इमेजिंग जीवित पशुओं के लिए महत्वपूर्ण हैं रखते हुए करने में सक्षम है। इसके अतिरिक्त, एक अक्टूबर प्रणाली विकसित की कम लागत के नमूनों की ऑप्टिकल इमेजिंग के लिए इस तकनीक को लोकप्रिय बनाया गया है। अक्टूबर सफलतापूर्वक ड्रोसोफिला के अनुदैर्ध्य अध्ययन के लिए इस्तेमाल किया गया है। का उपयोग अक्टूबर, हृदय रूपात्मक और कार्यात्मक इमेजिंग दिल संरचनाओं का अध्ययन करने के लिए किया गया है, समारोहजीन की राष्ट्रीय भूमिका, और हृदय के विकास के दौरान उत्परिवर्ती मॉडल में हृदय दोष के तंत्र। उदाहरण के लिए, उम्र पर निर्भर हृदय समारोह में गिरावट नीचे विनियमित एंजियोटेनसिन परिवर्तित एंजाइम से संबंधित (ACER) ड्रोसोफिला में अक्टूबर 27 के साथ जीन के साथ की पुष्टि की थी। जीन से संबंधित कार्डियोमायोपैथी के phenotyping अक्टूबर 28-33 का उपयोग कर ड्रोसोफिला में प्रदर्शन किया गया। अनुसंधान OCT का उपयोग भी ड्रोसोफिला 34 के दिल में मानव जीन SOX5 के कार्यात्मक भूमिका का पता चला। अक्टूबर के साथ तुलना में, ओसीएम बेहतर अनुप्रस्थ संकल्प प्रदान करने के लिए एक उच्च संख्यात्मक एपर्चर के साथ एक उद्देश्य उपयोग करता है। अतीत में, दिल एक ortholog मानव circadian जीन dCry / dClock मुंह बंद करने की वजह से रोग एक कस्टम ओसीएम प्रणाली 15,16, साथ ही ड्रोसोफिला में cardiomyopathies पर उच्च वसा वाले आहार के प्रभाव का उपयोग कर मोटापा प्रेरित मानव समझने के लिए अध्ययन किया गया है हृदय रोगों। 15

इधर, वेंई प्रयोगात्मक प्रोटोकॉल दूसरे instar (एल 2), तीसरे instar (L3), प्यूपा दिन 1 (PD1), प्यूपा दिन 2 (PD2), प्यूपा दिन 3 पर ड्रोसोफिला में हृदय रूपात्मक और कार्यात्मक परिवर्तन के अनुदैर्ध्य अध्ययन के लिए संक्षेप (PD3) , प्यूपा दिन 4 (PD4), प्यूपा दिन 5 (PD5), और वयस्क (चित्रा 1) ओसीएम का उपयोग करते हुए मानव से संबंधित जन्मजात हृदय रोगों के अध्ययन की सुविधा के लिए। इस तरह के मानव संसाधन और टोपी के रूप में कार्डिएक कार्यात्मक मापदंडों, मात्रात्मक विकास के विभिन्न चरणों में विश्लेषण किया गया हृदय विकास सुविधाओं प्रकट करते हैं।

Protocol

ड्रोसोफिला 16 के ऑप्टिकल इमेजिंग के लिए ओसीएम प्रणाली के 1. तैयारी एक स्पेक्ट्रोमीटर और एक उच्च गति लाइन स्कैन कैमरा है कि कम से कम 80 फ्रेम / सेकंड की एक फ्रेम दर प्रदान करता है ताकि ओसीएम प्रणा?…

Representative Results

अनुदैर्ध्य हृदय इमेजिंग 24B-Gal4 / + ओसीएम के साथ कमरे के तापमान पर तनाव के साथ फल मक्खियों का उपयोग किया गया था। माप एल 2, एल 3 पर प्रदर्शन किया गया है, और PD4 को PD1 से 8 घंटे के अंतराल पर, और वयस्क दिन 1 (AD1) कायापलट की प्र…

Discussion

ड्रोसोफिला के तेजी से दिल की धड़कन, लार्वा और वयस्क चरणों में 400 बीपीएम के चारों ओर एक अधिकतम मानव संसाधन के साथ, दिल diastoles और systoles (कोई कम से कम 80 फ्रेम / सेकंड के अनुभवों के आधार पर) को हल करने के लिए उच्च गत?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by the Lehigh University Start-Up Fund, the NIH (R00EB010071 to C.Z., R15EB019704 to C.Z. and A.L., R03AR063271 to A.L., and R01AG014713 and R01MH060009 to R.E.T.), the NSF (1455613 to C.Z. and A.L.), the Cure Alzheimer’s Fund (to R.E.T.), and the Massachusetts General Hospital (Executive Committee on Research Award to A.L.). M.C. and Y.M. was supported by the National Key Basic Research Program of China (973 Program) under Grant No. 2014CB340404.

Materials

Custom OCM imaging system Developed in our lab
my Temp Mini Digital Incubator Benchmark H2200-HC
Cover glass AmScope 200PCS
Cotton Ball RITE AID
Instant Drosophila Formula CAROLINA formula 4-24
Yeast ActiveDry
Microscope SONY WILD M420
Brush Loew-Cornell 245B being used to move specimens
Labview software National Instruments
Image J National Institutes of Health
Matlab Mathworks
Tweezer Wiha AA SA to fix the fruit fly wings
FlyNap Carolina Biological Supply Company 4,224,898
Scotch Permanent Double Sided Tape, 3M Scotch
Pipette Fisherbrand MU18837
Organic Extra Coconut Oil Spring Valley 13183
Microscope Slide CapitolBrand M3504-E
Drosophila Vials SEOH 8401SS
All-trans-retinal Sigma-Aldrich Co. R2500

References

  1. Liberatore, C. M., Searcy-Schrick, R. D., Yutzey, K. E. Ventricular expression of tbx5 inhibits normal heart chamber development. Dev. Biol. 223 (1), 169-180 (2000).
  2. Christoffels, V. M., et al. Chamber formation and morphogenesis in the developing mammalian heart. Dev. Biol. 223 (2), 266-278 (2000).
  3. Wessels, A., Sedmera, D. Developmental anatomy of the heart: a tale of mice and man. Physiol. Genomics. 15 (3), 165-176 (2003).
  4. Savolainen, S. M., Foley, J. F., Elmore, S. A. Histology atlas of the developing mouse heart with emphasis on E11.5 to E18.5. Toxicol. Pathol. 37 (4), 395-414 (2009).
  5. Yang, V. X. D., et al. High speed, wide velocity dynamic range Doppler optical coherence tomography (Part II): Imaging in vivo cardiac dynamics of Xenopus laevis. Opt. Express. 11 (14), 1650-1658 (2003).
  6. Yelin, R., et al. Multimodality optical imaging of embryonic heart microstructure. J. Biomed. Opt. 12 (6), 064021 (2007).
  7. Bakkers, J. Zebrafish as a model to study cardiac development and human cardiac disease. Cardiovasc. Res. 91 (2), 279-288 (2011).
  8. Staudt, D., Stainier, D. Uncovering the molecular and cellular mechanisms of heart development using the zebrafish. Annu. Rev. Genet. 46, 397-418 (2012).
  9. Drake, V. J., Koprowski, S. L., Lough, J. W., Smith, S. M. Gastrulating chick embryo as a model for evaluating teratogenicity: a comparison of three approaches. Birth Defects Res. A. 76 (1), 66-71 (2006).
  10. Birse, R. T., et al. High-fat-diet-induced obesity and heart dysfunction are regulated by the TOR pathway in Drosophila. Cell Metab. 12 (5), 533-544 (2010).
  11. Bodmer, R. Heart development in Drosophila and its relationship to vertebrates. Trends in Cardiovas. Med. 5 (1), 21-28 (1995).
  12. Harvey, R. P. Nk-2homeobox genes and heart development. Dev. Biol. 178 (2), 203-216 (1996).
  13. Bodmer, R., Venkatesh, T. V. Heart development in Drosophila and vertebrates: conservation of molecular mechanisms. Dev Genet. 22 (3), 181-186 (1998).
  14. Cripps, R. M., Olson, E. N. Control of cardiac development by an evolutionarily conserved transcriptional network. Dev. Biol. 246 (1), 14-28 (2002).
  15. Men, J., et al. Optical coherence tomography for brain imaging and developmental biology. J. Sel. Top. Quantum Electron. 22 (4), 6803213 (2016).
  16. Alex, A., et al. A circadian clock gene, Cry, affects heart morphogenesis and function in Drosophila as revealed by optical coherence microscopy. PloS one. 10 (9), e0137236 (2015).
  17. Vogler, G., Ocorr, K. Visualizing the beating heart in Drosophila. J Vis Exp. (31), e1425 (2009).
  18. Cooper, A. S., Rymond, K. E., Ward, M. A., Bocook, E. L., Cooper, R. L. Monitoring heart function in larval Drosophila melanogaster for physiological studies. J Vis Exp. (33), e1425 (2009).
  19. Yalcin, H. C., et al. Two-photon microscopy-guided femtosecond-laser photoablation of avian cardiogenesis: noninvasive creation of localized heart defects. Am. J. Physiol. Heart C. 299 (5), H1728-H1735 (2010).
  20. Dolber, P. C., Spach, M. S. Conventional and confocal fluorescence microscopy of collagen fibers in the heart. J. Histochem. Cytochem. 41 (3), 465-469 (1993).
  21. Mao, H., Gribble, M., Pertsov, A. M., Wang, L., Shi, P. Understanding embryonic heart morphogenesis through automatic segmentation and confocal imaging with optical clearing. ISBI. , 1303-1306 (2014).
  22. Bouchard, M. B., et al. Swept confocally-aligned planar excitation (SCAPE) microscopy for high-speed volumetric imaging of behaving organisms. Nat. Photonics. 9 (2), 113-119 (2015).
  23. Boppart, S. A., et al. Noninvasive assessment of the developing Xenopus cardiovascular system using optical coherence tomography. Proc. Natl. Acad. Sci. 94 (9), 4256-4261 (1997).
  24. Kagemann, L., et al. Repeated, noninvasive, high resolution spectral domain optical coherence tomography imaging of zebrafish embryos. Molecular Vision. 14, 2157-2170 (2008).
  25. Jenkins, M. W., et al. Ultrahigh-speed optical coherence tomography imaging and visualization of the embryonic avian heart using a buffered Fourier Domain Mode Locked laser. Opt. Express. 15 (10), 6251-6267 (2007).
  26. Larin, K. V., Larina, I. V., Liebling, M., Dickinson, M. E. Live imaging of early developmental processes in mammalian embryos with optical coherence tomography. J. Innov. Opt. Health Sci. 2 (03), 253-259 (2009).
  27. Liao, F. -. T., Chang, C. -. Y., Su, M. -. T., Kuo, W. -. C. Necessity of angiotensin-converting enzyme-related gene for cardiac functions and longevity of Drosophila melanogaster assessed by optical coherence tomography. J. Biomed. Opt. 19 (1), 011014 (2014).
  28. Wolf, M. J., et al. Drosophila as a model for the identification of genes causing adult human heart disease. Proc. Natl. Acad. Sci. 103 (5), 1394-1399 (2006).
  29. Choma, M. A., Izatt, S. D., Wessells, R. J., Bodmer, R., Izatt, J. A. In vivo imaging of the adult Drosophila melanogaster heart with real-time optical coherence tomography. Circulation. 114 (2), e35-e36 (2006).
  30. Li, A., et al. Changes in the expression of the Alzheimer’s disease-associated presenilin gene in drosophila heart leads to cardiac dysfunction. Curr. Alzheimer Res. 8 (3), 313 (2011).
  31. Choma, M. A., Suter, M. J., Vakoc, B. J., Bouma, B., Tearney, G. J. Heart wall velocimetry and exogenous contrast-based cardiac flow imaging in Drosophila melanogaster using Doppler optical coherence tomography. J. Biomed. Opt. 15 (5), 056020 (2010).
  32. Choma, M. A., Suter, M. J., Vakoc, B. J., Bouma, B. E., Tearney, G. J. Physiological homology between Drosophila melanogaster and vertebrate cardiovascular systems. Dis. Model. Mech. 4 (3), 411-420 (2011).
  33. Tsai, M. T., et al. Noninvasive imaging of heart chamber in Drosophila with dual-beam optical coherence tomography. J. Biophotonics. 6 (9), 708-717 (2013).
  34. Li, A., et al. Silencing of the Drosophila ortholog of SOX5 in heart leads to cardiac dysfunction as detected by optical coherence tomography. Hum. Mol. Genet. 22 (18), 3798-3806 (2013).
  35. Alex, A., Li, A., Tanzi, R. E., Zhou, C. Optogenetic pacing in Drosophila melanogaster. Sci. Adv. 1 (9), e1500639 (2015).
  36. Mirault, M. E., Goldschmidt-Clermont, M., Moran, L., Arrigo, A. P., Tissieres, A. The effect of heat shock on gene expression in Drosophila melanogaster. IEEE T. Med. Imaging. 42, 819-827 (1978).
  37. Boothroyd, C. E., Wijnen, H., Naef, F., Saez, L., Young, M. W. Integration of Light and Temperature in the Regulation of Circadian Gene Expression in Drosophila. PLoS Genet. 3 (4), (2007).
  38. McGuire, S. E., Roman, G., Davis, R. L. Gene expression systems in Drosophila: a synthesis of time and space. Trends Genet. 20 (8), 384-391 (2004).
  39. Ashburner, M., Bonner, J. J. The induction of gene activity in drosophila by heat shock. Cell. 17 (2), 241-254 (1979).
  40. Ashburner, M., Thompson, J. N. . Laboratory culture of Drosophila. 2a, 1-109 (1978).
  41. Ashburner, M. . Drosophila: a laboratory handbook. , (1978).
  42. Molina, M. R., Ostia Cripps, R. M. the inflow tracts of the Drosophila heart, develop from a genetically distinct subset of cardial cells. Mech. Dev. 109 (1), 51-59 (2001).
  43. Monier, B., Astier, M., Sémériva, M., Perrin, L. Steroid-dependent modification of Hox function drives myocyte reprogramming in the Drosophila heart. Development. 132 (23), 5283-5293 (2005).
  44. Liu, L., et al. Imaging the subcellular structure of human coronary atherosclerosis using micro-optical coherence tomography. Nat. Med. 17 (8), 1010-1014 (2011).
  45. Ahsen, O. O., et al. Swept source optical coherence microscopy using a 1310 nm VCSEL light source. Opt. Express. 21 (15), 18021-18033 (2013).
check_url/kr/55002?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Men, J., Jerwick, J., Wu, P., Chen, M., Alex, A., Ma, Y., Tanzi, R. E., Li, A., Zhou, C. Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM). J. Vis. Exp. (118), e55002, doi:10.3791/55002 (2016).

View Video