In Vivo Elektrofysiologiske målinger af rotte Nervus Nerve med cytoskeletale ophidselse test
Summary
Cytoskeletale ophidselse teknikker give et kraftfuldt værktøj til at undersøge Patofysiologi og Biofysisk ændringer, der går forud for irreversible degenerative begivenheder. Dette manuskript demonstrerer brugen af disse teknikker på nervus ulnaris bedøvede rotter.
Abstract
Elektrofysiologi muliggør en objektiv vurdering af perifere nerve funktion in vivo. Traditionelle nerve varmeledning foranstaltninger såsom amplitude og latenstid opdager kronisk axon tab og demyelinering, henholdsvis. Cytoskeletale ophidselse teknikker “af tærsklen tracking” udvide disse foranstaltninger ved at give oplysninger om aktiviteten af Ionkanaler, pumper og varmevekslere, der vedrører akut funktion og kan gå forud for degenerative begivenheder. Som sådan, kan brug af cytoskeletale ophidselse i dyremodeller for neurologiske lidelser give en nyttig i vivo foranstaltning for at vurdere nye terapeutiske indgreb. Her beskriver vi en eksperimentel opsætning for flere foranstaltninger af motor cytoskeletale ophidselse teknikker i rotte nervus ulnaris.
Dyrene er bedøvede med isofluran og overvåges nøje for at sikre konstant og tilstrækkelig dybde af anæstesi. Kropstemperatur, åndedræt sats, puls og mætning af ilt i blodet overvåges løbende. Cytoskeletale ophidselse undersøgelser udføres ved hjælp af perkutan stimulation af nervus ulnaris og optagelse fra hypothenar musklerne i forelimb pote. Med korrekte elektrode placering registreres en tydelig sammensatte muskel handling potentiale, der øger i amplitude med stigende stimulus intensitet. En automatiseret program er derefter udnyttet til at levere en række af elektriske impulser, der genererer 5 specifikke ophidselse foranstaltninger i følgende rækkefølge: stimulus svar funktionsmåde, styrke varighed tid konstant, tærskel electrotonus, nuværende-tærskel forholdet og opsving cyklus.
Data præsenteres her viser, at disse foranstaltninger er gentagelig og vise lighed mellem venstre og højre nervus nerver når vurderet på samme dag. En begrænsning af disse teknikker i denne indstilling er effekten af dosis og tidspunkt under anæstesi. Omhyggelig overvågning og registrering af disse variabler bør foretages mod vederlag i forbindelse med analysen.
Introduction
Brug af elektrofysiologiske teknikker er et vigtigt redskab for i vivo undersøgelse af perifere nervefunktion i neurologiske lidelser. Konventionelle nerve varmeledning metoder udnytte supramaximal stimuli til at registrere motor aktionspotentialet amplitude og latenstid. Disse teknikker derfor give nyttige oplysninger om antallet af udførelse fibre og varmeledning hastigheden af de hurtigste fibre. En værdifuld supplerende værktøj er cytoskeletale ophidselse test. Denne teknik bruger sofistikeret elektrofysiologiske stimulation mønstre til indirekte vurdere de biofysiske egenskaber af perifere nerver, som aktiviteten af Ionkanaler, energiafhængige pumper, ionbytning processer og membran potentiale 1.
Cytoskeletale ophidselse test er almindeligt udnyttet i de kliniske omgivelser at undersøge patofysiologiske processer og effekter af terapeutiske interventioner på forskellige neurologiske lidelser. Vigtigere, cytoskeletale ophidselse foranstaltninger er følsomme over for terapeutiske indgreb, der påvirker perifere nervefunktion såsom intravenøs immunglobulin (IVIg) terapi2,3 og calcineurin inhibitor (CNI) kemoterapibehandling 4. selv om disse undersøgelser har givet vigtige indsigter, kliniske undersøgelser ofte udelukker undersøgelse af tidlig sygdom træk og nye terapeutiske muligheder5. Derfor har brugen af disse metoder i dyremodeller for neurologiske lidelser for nylig fået trækkraft6,7,8,9. Ja, disse metoder giver en mulighed for at forstå de specifikke nerve ophidselse ændringer forbundet med disse lidelser, dermed fremme Translationel forskning.
Proceduren beskrevet her er en simpel og pålidelig metode til at registrere cytoskeletale ophidselse foranstaltninger på nervus nerverne af intakte rotter.
Protocol
Representative Results
Discussion
Den beskrevne fremgangsmà ¥ de viser en enkel og pålidelig, minimalt invasive teknik, der tillader vurdering af egenskaberne biofysiske og membran potentiale af axon i en kort periode. Sammenlignet med andre mere invasive teknikker, hvilket medfører eksponering af nerven, den nuværende metode til cytoskeletale ophidselse test inducerer minimal vævsskader, herigennem muliggører i vivo vurdering, der bevarer de fysiologiske forhold af den Nerven af interesse og giver mulighed for gentagne målinger.
<p …Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Projektet blev støttet af Lundbeckfonden, Novo Nordisk Fonden, statens medicinske Forskningsråd, af Ludvig og Sara Elsass Foundation, Institut for forskning i Neurologi og Jytte og Kaj Dahlboms fond. Gert er understøttet af en tidlig karriere Post-Doctoral Fellowship of National sundhed og Medical Research Rådet for Australien (#1091006)
Materials
| QTracS Program | Digitimer Ltd. | Axonal excitability program | |
| AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz | SDR Scientific | 850005 | Stimulator |
| High Performance AC Amplifier Model LP511 | Grass Technologies | Amplifier | |
| Humbug 50/60Hz Noise eliminator | Quest Scientific Instruments | 726310 | Noise eliminator |
| Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes | Grass Technologies | F-E2-24 | Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes | Cephalon | 9013L0702 | Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Multifunction I/O Device Model USB-6341 | National Instruments | Multifunction input/output device | |
| Iron Base Plate IP | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Rotating X-block X-4 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Magnetic Stand GJ-8 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Micromanipulator M-3333 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place |
References
- Krishnan, A. V., Lin, C. S. -. Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective. Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).
- Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).
- Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity. J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).
- Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -. Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients. Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of motor axons in the maturing mouse. J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).
- Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis. Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).
- Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration. Neurosci. 241, 239-249 (2013).
- Fledrich, R., et al. Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A. Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).
- Vianello, S., et al. Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models. FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).
- Osaki, Y., et al. Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice. Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).
- Biessels, G. J., et al. Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab). J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents. J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).
- Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility. J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).
- Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. Motor axon excitability during Wallerian degeneration. Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).
- Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation. J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).
- Moldovan, M., Krarup, C. Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve. J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).
