L'ingestione di fluorescente, nanoparticelle magnetiche per determinare la capacità di assorbimento di liquido negli insetti
Summary
Fluido di alimentazione gli insetti hanno la capacità di acquistare piccole quantità di liquidi da superfici porose. Questo protocollo descrive un metodo per determinare direttamente la capacità per gli insetti di ingerire liquidi da superfici porose utilizzando soluzioni d’alimentazione con nanoparticelle fluorescenti, magnetiche.
Abstract
Fluido di alimentazione insetti ingeriscono una varietà di liquidi, che sono presenti nell’ambiente come piscine, pellicole, o confinati a piccoli pori. Gli studi del liquido acquisizione richiedono valutazione relazioni di struttura e funzione di parte della bocca; Tuttavia, meccanismi di assorbimento fluido storicamente vengono dedotti dalle osservazioni di architettura strutturale, a volte non accompagnato con prove sperimentali. Qui, segnaliamo un nuovo metodo per la valutazione della capacità di assorbimento di liquido con farfalle (Lepidoptera) e mosche (Diptera) utilizzando piccole quantità di liquidi. Gli insetti sono alimentati con una soluzione di saccarosio 20% mescolata con nanoparticelle fluorescenti, magnetiche da filtri di carta delle dimensioni dei pori specifici. Il raccolto (struttura interna utilizzata per la conservazione dei liquidi) è rimosso dall’insetto e collocato su un microscopio confocale. Un magnete è sventolato la coltura per determinare la presenza di nanoparticelle, che indicano se gli insetti sono in grado di ingerire liquidi. Questa metodologia viene utilizzata per rivelare un diffuso meccanismo di alimentazione (azione capillare e la formazione di liquido ponte) che è potenzialmente condivisa tra lepidotteri e Ditteri quando si alimentano da superfici porose. Inoltre, questo metodo può essere utilizzato per studi di meccanismi tra una varietà di insetti d’alimentazione fluido, compresi quelli di importante nella trasmissione della malattia e biomimetica e potenzialmente altri studi che coinvolgono un nano o micro-imprese condotti di alimentazione dove trasporto liquido richiede la verifica.
Introduction
Molti gruppi degli insetti hanno apparato boccale (proboscide) adattato per cibarsi di fluidi, ad esempio nettare, frutta, di decomposizione sap flussi (ad es. Ditteri1, Lepidoptera2, imenotteri3), xilema (Hemiptera4), lacrime (Lepidoptera 5) e il sangue (Phthiraptera6, Siphonaptera7, Ditteri7, Hemiptera8, Lepidoptera9). La capacità degli insetti di nutrirsi di fluidi è rilevante per la salute dell’ecosistema (per esempio l’impollinazione10), malattia trasmissione4,11, morfofunzionale2,12e studi di evoluzione convergente13. Nonostante l’ampia varietà di fonti di cibo, un tema fra alcuni insetti d’alimentazione fluido è la possibilità di acquistare piccole quantità di liquidi, che potrebbero essere limitati alle goccioline micro o nano-dimensioni, pellicole liquide o superfici porose.
Data la vasta diversità di insetti d’alimentazione fluido (oltre il 20% di tutte le specie animali14,15) e la loro capacità di alimentazione su una varietà di fonti dell’alimento, comprendere la loro alimentazione comportamenti e meccanismi di assorbimento di liquido è importante in molti campi. Funzionalità di parte della bocca dell’insetto, per esempio, ha giocato un ruolo nello sviluppo della tecnologia biomimetici, ad esempio, dispositivi microfluidici che possono eseguire attività quali l’acquisizione di piccole quantità di liquidi utilizzando metodi simili a quelli impiegati da insetti16. Un problema fondamentale negli studi dei meccanismi di assorbimento fluido, tuttavia, è determinare non solo come gli insetti si nutrono di fluidi, ma l’evidenza sperimentale che supporta il meccanismo di acquisizione. Utilizzando esclusivamente il comportamento (ad es., sondando con la proboscide12,17) come un indicatore per l’alimentazione è insufficiente perché non confermare il successo assorbimento dei liquidi, né fornisce un mezzo per determinare la route che fluidi di viaggio che passano attraverso l’insetto. Inoltre, effettuando esperimenti con piccole quantità di fluidi meglio rappresenta gli scenari d’alimentazione naturali dove i fluidi sono una limitazione delle risorse2,12.
X-ray imaging contrasto è stato utilizzato con la farfalla monarca (Danaus plexippus L.) per valutare come le farfalle si nutrono di piccole quantità di liquidi da superfici porose12fase. Farfalle monarca utilizzare azione capillare tramite spazi tra proiezioni cuticolari (dorsale legulae) lungo la proboscide per portare fluidi confinati a piccoli pori nel canale alimentare. I fluidi in ingresso formano una pellicola sulla parete del canale alimentare che cresce e collassa in un ponte liquido da Plateau instabilità12,18, che viene quindi trasportato all’intestino della farfalla di azione della pompa succhia in testa. Anche se imaging di contrasto di fase a raggi x è uno strumento ottimo per la visualizzazione di flusso del fluido all’interno di insetti12,19,20,21, la tecnica non è prontamente disponibile e un più conveniente Metodo è necessario per la rapida valutazione della capacità di un insetto di fluidi di assorbimento e li ingeriscono.
Per determinare se il meccanismo di alimentazione per d. plexippus vale per altri lepidotteri e anche per mosche (Diptera) (entrambi i gruppi si nutrono di liquidi da superfici porose), Lehnert et al. 13 applicata una tecnica per la valutazione della capacità di un insetto di piccole quantità di liquidi si nutrono da superfici porose, che è segnalata dettagliatamente qui. Sebbene il protocollo descritto qui è per gli studi che utilizzano bagnati e superfici porose, la metodologia può essere alterata per altri studi, come quelli d’alimentazione piscina meccanismi di indirizzamento. Inoltre, le applicazioni di estendono ad altri campi, compresa la tecnologia microfluidica e ispirati.
Protocol
Representative Results
Discussion
Funzionalità di parte della bocca dell’insetto storicamente viene dedotto dagli studi della morfologia lordo (ad es., lepidotteri proboscide funzionalità relative a un bere di paglia25,26); Tuttavia, recenti studi che incorporano la prova sperimentale hanno provocato un cambiamento di paradigma nella nostra comprensione della complessità dell’apparato boccale degli insetti e struttura-funzione relazioni2,<sup class="…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Questo lavoro è stato sostenuto dalla National Science Foundation (NSF) concedere no. IOS 1354956. Si ringrazia il Dr. Andrew D. Warren (McGuire centro di lepidotteri e biodiversità, Florida Museum of Natural History, University of Florida) per il permesso di utilizzare le immagini di farfalla.
Materials
| 20% sucrose solution | Domino Sugar | Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | P5493 | 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections |
| Single depression concave slide | AmScope | BS-C6 | Slide is necessary for feeding stage setup |
| Filter paper | EMD Millipore | NY6004700 (60 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY4104700 (41 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY3004700 (30 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY2004700 (20 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY1104700 (11 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TCTP04700 (10 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TETP04700 (8 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TMTP04700 (5 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | RTTP04700 (1 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Iris microdissecting scissors | Carolina Biological Supply Company | 623555 | Scissors used for dissections |
| Insect pins (#1) | Bioquip Products | 1208B1 | Pins used during dissections and feeding trials |
| Extra-fine point dissecting forceps | Carolina Biological Supply Company | 624684 | Dissecting equipment |
| Leica M205 C Stereoscope | Leica Microsystems | M205 C | Stereoscope used for dissections |
| Inverted confocal microscope | Olympus | IX81 | Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles |
| Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar | Fisherscientific | S68067 | Magnet used to detect nanoparticles |
| Kimtech Science Kimwipes | Kimberly-Clark Professional | 34155 | Tissues used to secure insects during feeding trials |
| House fly (Musca domestica) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae | Carolina Biological Supply Company | 144102 | insects for experiments |
| Finnpipette F1 | ThermoFisher Scientific | 4641080N | micropipette for dispensing liquids |
| Finntip 250 pipette tips | ThermoFisher Scientific | 9400250 | micropipette tips |
| Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) | AmScope | CS-S24-100 | coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope |
References
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