При приеме внутрь люминесцентные, магнитные наночастицы для определения способности поглощения жидкости в насекомых
Summary
Жидкости кормление насекомые имеют возможность приобретать мельчайшие количества жидкостей из пористых поверхностей. Этот протокол описывает метод для непосредственно определяют способность для насекомых глотать жидкостей из пористых поверхностей с использованием кормления решения с флуоресцентные, магнитные наночастицы.
Abstract
Жидкости кормления насекомых глотать различные жидкости, которые присутствуют в окружающей среде, как бассейны, фильмы, или ограничивается мелкие поры. Исследования жидких приобретения требуют оценки mouthpart структуры и функции отношения; Однако исторически механизмов поглощения жидкости выводятся из наблюдений структурных архитектуры, иногда без сопровождения с экспериментальными данными. Здесь мы приводим новый метод для оценки способности поглощения жидкости с бабочек (Lepidoptera) и мух (Diptera), используя небольшое количество жидкости. Насекомых питаются с 20% раствор сахарозы, смешанного с флуоресцентные, магнитные наночастицы от фильтра документов размеров конкретных поры. Урожай (внутренняя структура, используемая для хранения жидкости) удаляется из насекомых и размещены на конфокального микроскопа. Магнит помахал посадки для определения присутствия наночастицы, которые указывают, если насекомые способны глотать жидкости. Эта методология используется выявить широко механизм кормления (капиллярность и жидких моста формирования), который потенциально распределяется между Lepidoptera и двукрылых, при кормлении из пористых поверхностей. Кроме того, этот метод может использоваться для исследования кормления механизмов среди различных жидкости кормления насекомых, включая важное значение передачи болезни и биомиметики и потенциально другие исследования, которые включают нано – или микро размера трубы где жидкого транспорт требует проверки.
Introduction
Многие группы насекомых имеют ротовые органы (proboscises) адаптирована для кормления на жидкости, такие как нектар, гниение фрукты, sap потоков (например двукрылых1, Lepidoptera2, перепончатокрылые3), ксилема (4полужесткокрылые), слезы (Lepidoptera 5) и кровь (Phthiraptera6, Siphonaptera7, двукрылых7, Полужесткокрылые8, Lepidoptera9). Способность насекомых питаются жидкости имеет отношение к здоровья экосистемы (например , опыление10), болезнь передачи4,11, biodiversification2,12и исследования 13конвергентной эволюции. Несмотря на большое разнообразие источников продовольствия тема среди некоторых жидкости кормления насекомых — возможность приобрести небольшое количество жидкости, которые могут ограничиваться микро – или нано размера капель, жидких пленок или пористых поверхностей.
Учитывая широкое разнообразие жидкости кормления насекомых (более 20% всех видов животных14,15) и их способности прокормить на различных источников питания, понимание их кормления поведения и механизмов поглощения жидкости важное значение во многих областях. Насекомое mouthpart функциональность, например, сыграла определенную роль в развитии биомиметических технологии, например, microfluidic приборы, которые могут выполнять задачи, такие как приобретение небольшого количества жидкости, с использованием методов, аналогичных тем, которые работают 16насекомых. Основная проблема в изучении механизмов поглощения жидкости, однако, определение не только как насекомые питаются жидкости, но приобретения экспериментальных доказательств того, что поддерживает механизм. Исключительно с помощью поведения (например, зондирование с Хоботок12,17) как индикатор для кормления недостаточно, потому что это не подтверждение успешного поглощения жидкости, и не предоставляет средства для определения маршрута, жидкости поездки, как они проходят через насекомых. Кроме того проведения экспериментов с небольшим количеством жидкости лучше представляет естественный кормления сценарии, где жидкости являются ограничения ресурсов2,12.
Рентген фазы контраст изображения была использована с бабочка монарх (Данай Плексипп L.) для оценки как бабочки питаются небольшое количество жидкости из пористых поверхностей12. Бабочки Монарх использовать капиллярность через пробелы между кутикулярного прогнозы (спинной legulae) вдоль Хоботок довести жидкости ограничивается мелкие поры в пищевой канал. Входящие жидкости образуют пленку на стене канала продовольственной, которая растет и падает в жидком мост на плато нестабильности12,18, который затем транспортируется в кишечнике бабочка действий всасывания насоса в голову. Хотя этап контраст рентгенография является оптимальный инструмент для визуализации потока жидкости внутри насекомых12,19,20,21, технология не является легкодоступной и более удобным метод необходим для быстрой оценки насекомого способность поглощения жидкости и глотать их.
Чтобы определить, если питание механизм для D. Северной относится к другим Lepidoptera и также мух (Diptera) (обе группы питаются жидкости из пористых поверхностей), Леннерт и др. 13 применяется техника для оценки способности насекомых кормить на небольшое количество жидкости из пористых поверхностей, который сообщается здесь подробно. Хотя протокол, изложенные здесь для исследований, которые используют смачивается и пористых поверхностей, методологии могут быть изменены для других исследованиях, например касающиеся кормления бассейн механизмов. Кроме того приложения распространяется на другие поля, включая микрофлюидика и bioinspired технологии.
Protocol
Representative Results
Discussion
Насекомое mouthpart функциональность исторически выводится из исследований валового морфологии (например., спаривающиеся Хоботок функции, относящиеся к выпивая сторновки25,26); Однако недавние исследования, которые включают экспериментальные свидетель…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа была поддержана Национальный фонд науки (NSF) Грант нет. IOS 1354956. Мы благодарим д-р Эндрю D. Уоррен (McGuire центр Lepidoptera и биоразнообразия, Флорида музей естественной истории, Университет штата Флорида) для получения разрешения на использование изображений бабочка.
Materials
| 20% sucrose solution | Domino Sugar | Sugar needed to produce the sucrose solution with dH2O | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Sigma-Aldrich | P5493 | 10X concentration diluted to 1X in dH2O for insect dissections |
| Single depression concave slide | AmScope | BS-C6 | Slide is necessary for feeding stage setup |
| Filter paper | EMD Millipore | NY6004700 (60 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY4104700 (41 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY3004700 (30 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY2004700 (20 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | NY1104700 (11 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TCTP04700 (10 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TETP04700 (8 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | TMTP04700 (5 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Filter paper | EMD Millipore | RTTP04700 (1 µm) | Nylon net filters and isopore filters needed to produce a porous surface for insect feeding |
| Iris microdissecting scissors | Carolina Biological Supply Company | 623555 | Scissors used for dissections |
| Insect pins (#1) | Bioquip Products | 1208B1 | Pins used during dissections and feeding trials |
| Extra-fine point dissecting forceps | Carolina Biological Supply Company | 624684 | Dissecting equipment |
| Leica M205 C Stereoscope | Leica Microsystems | M205 C | Stereoscope used for dissections |
| Inverted confocal microscope | Olympus | IX81 | Fluorescent microscope used to detect magnetic nanoparticles |
| Fisherbrand PTFE Disposable Stir Bar | Fisherscientific | S68067 | Magnet used to detect nanoparticles |
| Kimtech Science Kimwipes | Kimberly-Clark Professional | 34155 | Tissues used to secure insects during feeding trials |
| House fly (Musca domestica) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Blue bottle fly (Calliphora vomitoria) pupae | Mantisplace.com | insects for experiments | |
| Cabbage butterfly (Pieris rapae) larvae | Carolina Biological Supply Company | 144102 | insects for experiments |
| Finnpipette F1 | ThermoFisher Scientific | 4641080N | micropipette for dispensing liquids |
| Finntip 250 pipette tips | ThermoFisher Scientific | 9400250 | micropipette tips |
| Microscope Glass cover slides (=coverslips) (24 x 24 mm) | AmScope | CS-S24-100 | coverslips for viewing the insect's crop on confocal microscope |
References
- Vijaysegaran, S., Walter, G. H., Drew, R. A. I. Mouthpart structure, feeding mechanisms, and natural food sources of adult Bactrocera (Diptera: Tephritidae). Ann Entomol Soc Am. 90, 184-201 (1997).
- Lehnert, M. S., Monaenkova, D., Andrukh, T., Beard, C. E., Adler, P. H., Kornev, K. G. Hydrophobic-hydrophilic dichotomy of the butterfly proboscis. J R Soc Interface. 10, 1-10 (2013).
- Zhao, J., Wu, J., Yan, S. Erection mechanism of glossal hairs during honeybee feeding. J Theor biol. 386, 62-68 (2015).
- Redak, R. A., Purcell, A. H., Lopes, J. R. S., Blua, M. J., Mizell, R. F., Andersen, P. C. The biology of xylem fluid-feeding insect vectors of Xylella fastidiosa and their relation to disease epidemiology. Ann. Review Entomol. 49, 243-270 (2004).
- Büttiker, W., Krenn, H. W., Putterill, J. F. The proboscis of eye-frequenting and piercing Lepidoptera (Insecta). Zoomorphology. 116, 77-83 (1996).
- Light, J. E., Smith, V. S., Allen, J. M., Durden, L. A., Reed, D. L. Evolutionary history of mammalian sucking lice (Phthiraptera: Anoplura). BMC Evol Biol. 10, (2010).
- Krenn, H. W., Aspock, H. Form, function and evolution of the mouthparts of blood-feeding Arthropoda. Arthropod Struct Dev. 41, 101-118 (2012).
- Lehnert, M. P., Pereira, R. M., Koehler, P. G., Walker, W., Lehnert, M. S. Control of Cimex lectularius using heat combined with dichlorvos resin strips. Med Vet Entomol. 25, 460-464 (2011).
- Zaspel, J. M., Kononenko, V. S., Goldstein, P. Z. Another blood feeder? Experimental feeding of a fruit-piercing moth species on human blood in the Primorye Territory of far eastern Russia (Lepidoptera: Noctuidae: Calpinae). J Insect Behav. 20, 437-451 (2007).
- Barth, F. G. . Insects and flowers: the biology of a partnership. , (1991).
- Foil, L. D., Adams, W. V., McManus, J. M., Issel, C. J. Bloodmeal residues on mouthparts of Tabanus fuscicostatus (Diptera: Tabanidae) and the potential for mechanical transmission of pathogens. J Med Entomol. 24, 613-616 (1987).
- Monaenkova, D., et al. Butterfly proboscis: combining a drinking straw with a nanosponge facilitated diversification of feeding habits. J R Soc Interface. 9, 720-726 (2012).
- Lehnert, M. S., et al. Mouthpart conduit sizes of fluid-feeding insects determine the ability to feed from pores. Proc. R. Soc. B. 284, (2017).
- Grimaldi, D., Engel, M. S. . Evolution of the insects. , (2005).
- Adler, P. H., Foottit, R. G. . Insect biodiversity: science and society. , (2009).
- Tsai, C. C., et al. Nanoporous artificial proboscis for probing minute amount of liquids. Nanoscale. 3, (2011).
- Krenn, H. W. Proboscis sensilla in Vanessa cardui (Nympahlidae, Lepidoptera): Functional morphology and significance of flower-probing. Zoomorphology. 118, 23-30 (1998).
- Plateau, J. A. F. Experimental and theoretical researches on the figures of equilibrium of liquid mass withdrawn from the action of gravity. (Transl). Annual Report of the Board Regents Smithsonian Institution. , 207-285 (1863).
- Socha, J. J., Westneat, M. W., Harrison, J. F., Waters, J. S., Lee, W. -. K. Real-time phase-contrast x-ray imaging: a new technique for the study of animal form and function. BMC Biol. 5, 6 (2007).
- Westneat, M. W., Socha, J. J., Lee, W. -. K. Advances in biological structure, function and physiology using synchrotron x-ray imaging. Annu Rev Physiol. 70, 119-142 (2008).
- Lee, W. -. K., Socha, J. J. Direct visualization of hemolymph flow in the heart of a grasshopper (Schistocerca americana). BMC Physiology. 9, 2 (2009).
- Lehnert, M. S., Mulvane, C. P., Brother, A. Mouthpart separation does not impede butterfly feeding. Arthropod Struct Dev. 43, 97-102 (2014).
- Lehnert, M. S., Beard, C. E., Gerard, P. D., Kornev, K. G., Adler, P. H. Structure of the lepidopteran proboscis in relation to feeding guild. J Morphol. 277, 167-182 (2016).
- Yan, H., Sung, B., Kim, M. -. H., Kim, C. A novel strategy for functionalizable photoluminescent magnetic nanoparticles. Mater. Res. Express. 1, 045032 (2014).
- Kingsolver, J. G., Daniel, T. L. On the mechanics and energetics of nectar feeding in butterflies. J Theor Biol. 76, 167-179 (1979).
- Krenn, H. W. Feeding mechanisms of adult Lepidoptera: Structure, function, and evolution of the mouthparts. Ann Rev Entomol. 55, 307-327 (2010).
- Tsai, C. -. C., Monaenkova, D., Beard, C. E., Adler, P. H., Kornev, K. G. Paradox of the drinking-straw model of the butterfly proboscis. J Exp Biol. 217, 2130-2138 (2014).
- Bauder, J. A. S., Handschuh, S., Metscher, B. D., Krenn, H. W. Functional morphology of the feeding apparatus and evolution of proboscis length in metalmark butterflies (Lepidoptera: Riodinidae). Biol J Linn Soc. 110, 291-304 (2013).
