Summary

Valutazione delle terapie con cellule staminali in un modello di lesione bilaterale del tendine Patellar in ratti

Published: March 30, 2018
doi:

Summary

Questo articolo descrive la preparazione e la valutazione di cordone ombelicale cellule staminali mesenchimali derivate matrice sferoidi con un modello di difetto bilaterale del tendine patellar in un ratto. Questo modello è stato associato con una morbilità accettabile ed è stato trovato per rilevare le differenze tra i tendini non trattati e trattati e tra i due trattamenti testato.

Abstract

Medicina rigenerativa fornisce romanzo alternative a condizioni che sfidano i trattamenti tradizionali. La prevalenza e la morbosità di tendinopathy tra le specie, combinata con le proprietà curative limitate di questo tessuto, hanno richiesto la ricerca di terapie cellulari e azionato lo sviluppo di modelli sperimentali per studiare la loro efficacia. Cordone ombelicale matrix-derivate cellule staminali mesenchimali (UCM-MSC) sono candidati attraenti perché sono abbondanti, facili da raccogliere, eludere le preoccupazioni di ordine etico e il rischio di formazione di teratoma, ma assomigliano più molto attentamente a cellule staminali embrionali primitive rispetto adulto tessuto-derivato MSCs. significativo interesse si è focalizzato su chitosano come strategia per migliorare le proprietà di MSCs attraverso la formazione della sferoide. Questa carta dettagli tecniche per isolare UCM-MSCs, preparare sferoidi su pellicola di chitosano e analizzare l’effetto di formazione della sferoide sull’espressione di superficie dell’indicatore. Di conseguenza, creazione di un modello di lesione bilaterale del tendine patellar in ratti è descritto per l’impianto in vivo di UCM-MSC sferoidi formata sulla pellicola di chitosano. Nessuna complicazione è stata osservata nello studio rispetto alla morbosità, sottolineare crescenti effetti, o l’infezione del tessuto. Il Punteggio totale funzionale dei ratti operati alle 7 giorni era inferiore a quello dei ratti normali, ma hanno rinviato al normale entro 28 giorni dopo la chirurgia. Istologici punteggi di guarigione del tessuto ha confermato la presenza di un coagulo nei trattati difetti valutati a 7 giorni, assenza di reazione da corpo estraneo e progredendo guarigione a 28 giorni. Questo modello di difetto del tendine della rotula bilaterale controlla la variabilità inter-individuale tramite creazione di un controllo interno in ogni ratto, era associato con la morbosità accettabile e ha permesso la rilevazione delle differenze tra i tendini non trattati e trattamenti.

Introduction

Lesione del tendine è una delle più comuni cause di atrofia del muscolo e dolore significativo tra specie1. In medicina veterinaria, tendine e lesioni ai legamenti sono di particolare interesse per i cavalli, come 82% di tutte le lesioni in cavalli da corsa coinvolgere il sistema muscolo-scheletrico, e 46% di quelli interessare tendini e legamenti2,3. Formazione di tessuto cicatriziale colpisce le proprietà biomeccaniche dei tendini guariti e spiega la prognosi custodita per ritorno all’uso atletico dopo lesioni del tendine del flessore; re-infortunio si verifica entro 2 anni in fino al 67% di cavalli trattati conservativamente4. Medicina rigenerativa fornisce alternative romanzo ad una condizione che sfida i trattamenti tradizionali. Terapia con cellule staminali autologhe ha prodotto alcuni risultati incoraggianti5,6 , ma è limitata dalla morbosità connessa con la raccolta di tessuto, amministrazione in ritardo a causa di elaborazione/riprogrammazione delle cellule e l’influenza della lo stato di salute del paziente (ad esempio età) sulle proprietà delle staminali cellule7,8. Queste limitazioni forniscono una spiegazione razionale per lo studio di cellule staminali allogeniche in alternativa disponibile immediatamente. Cellule derivate da annessi fetali sono candidati attraenti perché essi eludere le preoccupazioni di ordine etico e rischio di formazione di teratoma è associata con le cellule staminali embrionali. Tra annessi fetali, matrice del cordone ombelicale (UCM), anche denominato gelatina di Wharton, è abbondante e facile da raccogliere.

Indipendentemente dall’origine delle cellule, migliorando la staminalità è indispensabile istituire una banca di cellule per trapianto allogenico medicina rigenerativa. Da un punto di vista funzionale, staminalità può definirsi il potenziale di differenziazione di auto-rinnovamento e multi-lignaggio9. Prova di staminalità si basa sulla proliferazione e differenziamento saggi, con l’espressione di gene marcatori Oct4, Sox2 e Nanog9. Una strategia per migliorare la staminalità si basa sull’uso di biomateriali per servire come Sub riempitivi e vettori migliorando la proliferazione e la differenziazione di UCM-MSCs. Questo approccio elimina le preoccupazioni relative alla manipolazione di fattori trascrizionali per riprogrammare cellule mature in cellule pluripotenti indotte. Tra biomateriali considerati come potenziali vettori per le cellule staminali, chitosano è attraente per la sua biocompatibilità e degradabilità10. Questo aminopolysaccharide naturale è formata da deacetilazione alcalina della chitina, il secondo più abbondante polisaccaride naturale, ottenuta principalmente come un sottoprodotti di crostacei10. In precedenza abbiamo studiato le interazioni tra MSCs e chitosano scaffold e osservato la formazione di sferoidi11,12,13,14,15, 16. abbiamo anche segnalato sulla superiorità di Condrogenesi il chitosano matrici12,13,14,15,16,17, 18. Più recentemente, due studi indipendenti hanno descritto sferoidi formazione di tessuto adiposo e placenta tessuto derivato MSCs coltivate su una pellicola di chitosano19,20. Questa formazione di sferoidi non solo migliorato la staminalità, ma anche migliorato la conservazione di cellule staminali dopo in vivo l’impianto20.

La prevalenza e la morbosità di tendinopathy attraverso le specie hanno richiesto lo sviluppo di modelli sperimentali per studiare la fisiopatologia delle tendinopatie e testare nuove terapie come iniezioni di cellule staminali. Nei cavalli, indotta da collagenosi tendinite è un modello comune per dimostrare l’efficacia utilizzando MSCs nel tendine riparazione21. La rilevanza di questo approccio è limitata, come iniezioni causano cambiamenti infiammatori acuti, mentre tendinopatie cliniche sono generalmente frutto di cronica affaticare22,23. Inoltre, induzione chimica della malattia del tendine induce una risposta di guarigione e non replica il processo di guarigione alterato presente in casi clinici22,23. L’asportazione di un segmento del tendine flessore superficiale è stato descritto come un modello chirurgico di tendinite in cavalli24. Più recentemente, è stato utilizzato un approccio mini-invasivo per limitare il danno traumatico al nucleo centrale del tendine flessore superficiale25. Modelli chirurgici non simulare il meccanismo di affaticamento che può condurre alla malattia naturale del tendine e tendono alla mancanza di riproducibilità nell’entità del danno creato25. Indipendentemente dal modello, morbilità e costi associati modelli equine del tendine malattie sono ulteriori limitazioni, che giustificano un interesse nei modelli del roditore come un primo passo per la valutazione in vivo di nuove terapie.

Uno dei principali vantaggi dei modelli sperimentali in roditori è costituito dal costo e la capacità di controllare la variabilità inter-individuale. Roditori possono essere standardizzate riguardo ai vari fattori fisiologici a causa dei loro tassi di crescita rapida e relativamente brevi durate, limitazione delle fonti di variazione e riducendo pertanto il numero di animali necessari per rilevare le differenze. Strategie per indurre malattie del tendine in roditori hanno contato su induzione chimica, ma anche sulla creazione chirurgica di parziale del tendine difetti21. Modelli chirurgici possono simulare naturale tendinopatie meglio di modelli chimici, ma possono portare a più alta morbilità e fallimento catastrofico del tendine danneggiato. A tale proposito, ratti sembrano candidati migliori rispetto ai topi per questi modelli, come la loro dimensione consente la creazione di più grandi difetti, facilitando così la valutazione della guarigione dei tessuti. Ratti Sprague-Dawley sono stati utilizzati in studi sperimentali di tendinopatie in quattro gruppi principali del tendine: cuffia dei rotatori, flessori, Achille e tendini patellar26. Tra questi modelli che coinvolgono il tendine rotuleo sono particolarmente attraente per la taglia più grande di questo tendine e la facilità di accesso allo stesso27. Il tendine rotuleo si attacca il muscolo quadricipite alla tuberosità tibiale. All’interno di questo meccanismo dell’estensore, la rotula è un osso sesamoide che dirige l’azione del quadricipite e delinea il limite prossimale del tendine rotuleo. La presenza di ancoraggi ossute gli extent prossimali e distali del tendine patellar facilita prove biomeccaniche. Modelli che tipicamente coinvolgono il tendine rotuleo si basano sui vizi chirurgiche unilaterale, con un tendine intatto controlaterale che serve come un controllo28,29. Il modello più diffuso di difetto tendine rotuleo coinvolge asportare la parte centrale (1 mm di larghezza) del tendine rotuleo dall’apice distale della rotula per l’inserimento della tuberosità tibiale, mentre il tendine rotuleo controlaterale è lasciato intatto. Misure dei risultati hanno incluso l’istologia, prove biomeccaniche distruttive o prove biomeccaniche per fallimento, formazione immagine di ultrasuono, ex vivo imaging di fluorescenza, lordo osservazione e test funzionali28,30 ,31. Modelli unilaterale non permettere il confronto di un trattamento proposto con l’amministrazione conservatrice di una ferita simile all’interno dello stesso animale. Allo stesso modo, il confronto tra diversi trattamenti richiede animali separati. Un modello bilaterale sarebbe eliminare le variazioni inter-individuali e ridurre il numero di animali necessari per un Studio32. Tuttavia, le lesioni bilaterali possono aumentare la morbosità e zoppia bilaterale potrebbe ostacolare la valutazione della terapia. Alcuni studi segnalano brevemente l’uso bilaterale del tendine patellar difetti di ratti ma si concentrano sugli effetti di trattamenti anziché amministrazione peri-attiva e morbosità del modello33,34.

Obiettivo a lungo termine di questo studio è quello di sviluppare una strategia per migliorare la sopravvivenza di staminalità e in vivo di UCM-MSCs destinati al trapianto allogenico. Per raggiungere questo obiettivo, recentemente abbiamo segnalato staminalità migliorata di UCM-MSCs dalla formazione di sferoidi sulla pellicola di chitosano e incubazione sotto ambiente ipossico35. Queste proprietà in vitro sono state associate con migliorate proprietà biomeccaniche del tendine rotuleo difetti trattati con condizionata UCM-MSCs. basato su questi risultati, il modello di difetto bilaterale del tendine patellar del ratto sembra adatto a testare il candidato trattamenti per tendine lesioni36. Lo scopo dello studio segnalato qui è quello di fornire protocolli dettagliati per isolamento e caratterizzazione di UCM-MSCs, preparazione di un sistema di consegna biologico per le cellule staminali, creazione e trattamento di difetti del tendine della rotula bilaterale e post-operatorio recupero e valutazione di guarigione all’interno dei difetti dei tessuti.

Protocol

Tutti i metodi descritti qui sono stati approvati dal istituzionale Animal Care e uso Committee (IACUC) di Western University of Health Sciences. 1. isolamento ed espansione di cellule staminali mesenchimali da cordone ombelicale equino Matrix Ottenere la placenta da un mare adulto (incinto) dopo osservato parto e asetticamente isolare il cordone ombelicale dalla placenta. Tenere il cordone ombelicale in tampone fosfato salino (PBS) con 1% di penicillina-streptomicina (P/S) a 4 ° C …

Representative Results

Nello studio corrente, i risultati sono presentati come media ± deviazione standard (deviazione standard). Le cellule sono state isolate dai cavi ombelicali di 6 mares, e percentuale di linee cellulari isolate che esprimono ogni indicatore della superficie delle cellule sotto condizionata standard o chitosano sono stati confrontati con un test di Friedman, come un’analisi della varianza non parametrica con ripetuto misure. Per la creazione di modelli di difetto del tendine, 8 ratti sono …

Discussion

Cellule Equine sono state selezionate per questo progetto, perché alla fine abbiamo intenzione di testare candidato approcci nella gestione delle tendinopatie naturale nei cavalli. Infatti, lesioni del tendine nei cavalli sono attraenti come modelli naturali di tendinopathy nell’uomo a causa della somiglianza biologica tra il flessore digitale superficiale equino e tendine di Achille in esseri umani41. Gli indicatori di superficie delle cellule CD44, CD90, CD105, CD34 e MHC II sono stati selezion…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori desidera ringraziare Dr. Su, PhD, per la sua analisi statistica dei dati. Gli autori ringraziano anche Dr. McClure, DVM, PhD, DACLAM, per la sua consulenza sull’anestesia e dolore gestione protocolli utilizzati nello studio. Questo progetto è stato sostenuto da sovvenzioni da Western University of Health Sciences ufficio del Vice Presidente per la ricerca (12678v) e USDA sezione 1433 fondi (2090).

Materials

PBS 10X Hyclone SH30258.01 Consumable
Collagenase type IA Worthington LS004197 Consumable
DMEM low glucose Hyclone SH30021.FS Consumable
Fetal Bovine Serum Hyclone SH30910.03 Consumable
Penicillin/Streptomycin 100X Hyclone SV30010 Consumable
Trypsin 0.25% Hyclone SH30042.01 Consumable
Accutase Innovative Cell Technologies AT104 Consumable
Trypan blue Hyclone SV30084.01 Consumable
Dimethyl Sulfoxide Sigma D2650 Consumable
Chitosan Sigma C3646 Consumable
Sodium Hydroxide Sigma S8045 Consumable
Bovine Serum Albumin Hyclone SH30574.01 Consumable
Round bottom polystyrene tube Corning 149591A Consumable
Mouse anti-horse CD44 (FITC) AbD serotec MCA1082F Consumable
Mouse anti-rat CD90 (FITC) AbD serotec MCA47FT Consumable
Mouse anti-horse MHC-II (FITC) AbD serotec MCA1085F Consumable
Mouse IgG1 (FITC) – Isotype Control AbD serotec MCA928F Consumable
Mouse monoclonal [SN6] to CD105 (FITC) abcam ab11415 Consumable
Mouse IgG1 (FITC) – Isotype Control abcam ab91356 Consumable
Mouse anti-human CD34 (FITC) BD BDB560942 Consumable
Mouse IdG1 kappa (FITC) BD BDB555748 Consumable
7-AAD BD BDB559925 Consumable
BD Accuri C6 Flow Cytometer BD Equipment
Vacutainer 5ml Med Vet International RED5.0 Consumable
Acid-citrate-dextrose Sigma C3821 Consumable
Calcium Chloride Sigma C5670 Consumable
Sevoflurane JD Medical 60307-320-25 Consumable
Rats Charles River Strain code: 400 Experimental animal
Rat surgical kit Harvard apparatus 728942 Equipment
Surgical Blade #15 MEDLINE MDS15115 Consumable
Rat MD's Baytril (2 mg/Tablet),
Rimadyl (2 mg/Tablet)
Bio Serv F06801 Consumable
Polyglactin 910, 5-0 Ethicon J436G Consumable
Eosin alchol shandon Thermo scientific 6766007 Consumable
Harris Hematoxylin Thermo scientific 143907 Consumable

References

  1. Rossdale, P. D., Hopes, R., Digby, N. J., offord, K. Epidemiological study of wastage among racehorses 1982 and 1983. Vet Rec. 116 (3), 66-69 (1982).
  2. Black, D. A., Tucci, M., Puckett, A., Lawyer, T., Benghuzzi, H. Strength of a new method of achilles tendon repair in the rat – biomed 2011. Biomed Sci Instrum. 47, 112-117 (2011).
  3. Lake, S. P., Ansorge, H. L., Soslowsky, L. J. Animal models of tendinopathy. Disabil Rehabil. 30 (20-22), 1530-1541 (2008).
  4. Frank, C. B. Ligament structure, physiology and function. J Musculoskelet Neuronal Interact. 4 (2), 199-201 (2004).
  5. Godwin, E. E., Young, N. J., Dudhia, J., Beamish, I. C., Smith, R. K. Implantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Equine Vet J. 44 (1), 25-32 (2012).
  6. Smith, R. K., et al. Beneficial effects of autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells in naturally occurring tendinopathy. PLoS One. 8 (9), e75697 (2013).
  7. Fossett, E., Khan, W. S., Longo, U. G., Smitham, P. J. Effect of age and gender on cell proliferation and cell surface characterization of synovial fat pad derived mesenchymal stem cells. J Orthop Res. 30 (7), 1013-1018 (2012).
  8. Zaim, M., Karaman, S., Cetin, G., Isik, S. Donor age and long-term culture affect differentiation and proliferation of human bone marrow mesenchymal stem cells. Ann Hematol. 91 (8), 1175-1186 (2012).
  9. Leychkis, Y., Munzer, S. R., Richardson, J. L. What is stemness?. Stud Hist Philos Biol Biomed Sci. 40 (4), 312-320 (2009).
  10. VandeVord, P. J., et al. Evaluation of the biocompatibility of a chitosan scaffold in mice. J Biomed Mater Res. 59 (3), 585-590 (2002).
  11. Griffon, D. J., Abulencia, J. P., Ragetly, G. R., Fredericks, L. P., Chaieb, S. A comparative study of seeding techniques and three-dimensional matrices for mesenchymal cell attachment. J Tissue Eng Regen Med. 5 (3), 169-179 (2011).
  12. Schwartz, Z., Griffon, D. J., Fredericks, L. P., Lee, H. B., Weng, H. Y. Hyaluronic acid and chondrogenesis of murine bone marrow mesenchymal stem cells in chitosan sponges. Am J Vet Res. 72 (1), 42-50 (2011).
  13. Ragetly, G., Griffon, D. J., Chung, Y. S. The effect of type II collagen coating of chitosan fibrous scaffolds on mesenchymal stem cell adhesion and chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (10), 3988-3997 (2010).
  14. Ragetly, G. R., Griffon, D. J., Lee, H. B., Chung, Y. S. Effect of collagen II coating on mesenchymal stem cell adhesion on chitosan and on reacetylated chitosan fibrous scaffolds. J Mater Sci Mater Med. 21 (8), 2479-2490 (2010).
  15. Ragetly, G. R., et al. Effect of chitosan scaffold microstructure on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (4), 1430-1436 (2010).
  16. Ragetly, G. R., Slavik, G. J., Cunningham, B. T., Schaeffer, D. J., Griffon, D. J. Cartilage tissue engineering on fibrous chitosan scaffolds produced by a replica molding technique. J Biomed Mater Res A. 93 (1), 46-55 (2010).
  17. Slavik, G. J., Ragetly, G., Ganesh, N., Griffon, D. J., Cunningham, B. T. A replica molding technique for producing fibrous chitosan scaffolds for cartilage engineering. Journal of Materials Chemistry. 17 (38), 4095-4101 (2007).
  18. Griffon, D. J., Sedighi, M. R., Schaeffer, D. V., Eurell, J. A., Johnson, A. L. Chitosan scaffolds: interconnective pore size and cartilage engineering. Acta Biomater. 2 (3), 313-320 (2006).
  19. Huang, G. S., Dai, L. G., Yen, B. L., Hsu, S. H. Spheroid formation of mesenchymal stem cells on chitosan and chitosan-hyaluronan membranes. Biomaterials. 32 (29), 6929-6945 (2011).
  20. Cheng, N. C., Wang, S., Young, T. H. The influence of spheroid formation of human adipose-derived stem cells on chitosan films on stemness and differentiation capabilities. Biomaterials. 33 (6), 1748-1758 (2012).
  21. Webster, R. A., Blaber, S. P., Herbert, B. R., Wilkins, M. R., Vesey, G. The role of mesenchymal stem cells in veterinary therapeutics – a review. N Z Vet J. 60 (5), 265-272 (2012).
  22. Khan, M. H., Li, Z., Wang, J. H. Repeated exposure of tendon to prostaglandin-E2 leads to localized tendon degeneration. Clin J Sport Med. 15 (1), 27-33 (2005).
  23. Sullo, A., Maffulli, N., Capasso, G., Testa, V. The effects of prolonged peritendinous administration of PGE1 to the rat Achilles tendon: a possible animal model of chronic Achilles tendinopathy. J Orthop Sci. 6 (4), 349-357 (2001).
  24. van Schie, H. T., et al. Monitoring of the repair process of surgically created lesions in equine superficial digital flexor tendons by use of computerized ultrasonography. Am J Vet Res. 70 (1), 37-48 (2009).
  25. Schramme, M., Kerekes, Z., Hunter, S., Labens, R. Mr imaging features of surgically induced core lesions in the equine superficial digital flexor tendon. Vet Radiol Ultrasound. 51 (3), 280-287 (2010).
  26. Hast, M. W., Zuskov, A., Soslowsky, L. J. The role of animal models in tendon research. Bone Joint Res. 3 (6), 193-202 (2014).
  27. Warden, S. J. Animal models for the study of tendinopathy. Br J Sports Med. 41 (4), 232-240 (2007).
  28. Murrell, G. A., et al. Achilles tendon injuries: a comparison of surgical repair versus no repair in a rat model. Foot Ankle. 14 (7), 400-406 (1993).
  29. Ozer, H., et al. Effect of glucosamine chondroitine sulphate on repaired tenotomized rat Achilles tendons. Eklem Hastalik Cerrahisi. 22 (2), 100-106 (2011).
  30. Chan, B. P., Fu, S. C., Qin, L., Rolf, C., Chan, K. M. Pyridinoline in relation to ultimate stress of the patellar tendon during healing: an animal study. J Orthop Res. 16 (5), 597-603 (1998).
  31. Ni, M., et al. Tendon-derived stem cells (TDSCs) promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. J Orthop Res. 30 (4), 613-619 (2012).
  32. Orth, P., Zurakowski, D., Alini, M., Cucchiarini, M., Madry, H. Reduction of sample size requirements by bilateral versus unilateral research designs in animal models for cartilage tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods. 19 (11), 885-891 (2013).
  33. Kajikawa, Y., et al. Platelet-rich plasma enhances the initial mobilization of circulation-derived cells for tendon healing. J Cell Physiol. 215 (3), 837-845 (2008).
  34. Xu, W., et al. Human iPSC-derived neural crest stem cells promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. Tissue Eng Part A. 19 (21-22), 2439-2451 (2013).
  35. Taguchi, T., et al. Influence of hypoxia on the stemness of umbilical cord matrix-derived mesenchymal stem cells cultured on chitosan films. J Biomed Mat Res B: Appl Biomat. , (2017).
  36. Griffon, D. J., et al. Effects of Hypoxia and Chitosan on Equine Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells Int. , 2987140 (2016).
  37. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. Eur J Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  38. Sotocinal, S. G., et al. The Rat Grimace Scale: a partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55 (2011).
  39. Rosenbaum, A. J., et al. Histologic stages of healing correlate with restoration of tensile strength in a model of experimental tendon repair. HSS J. 6 (2), 164-170 (2010).
  40. Vidal, M. A., Walker, N. J., Napoli, E., Borjesson, D. L. Evaluation of senescence in mesenchymal stem cells isolated from equine bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord tissue. Stem cells and development. 21 (2), 273-283 (2011).
  41. Patterson-Kane, J., Becker, D., Rich, T. The pathogenesis of tendon microdamage in athletes: the horse as a natural model for basic cellular research. J Compar Pathol. 147 (2), 227-247 (2012).
  42. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  43. Bartosh, T. J., et al. Aggregation of human mesenchymal stromal cells (MSCs) into 3D spheroids enhances their antiinflammatory properties. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (31), 13724-13729 (2010).
  44. Zhang, K., Yan, S., Li, G., Cui, L., Yin, J. In-situ birth of MSCs multicellular spheroids in poly(L-glutamic acid)/chitosan scaffold for hyaline-like cartilage regeneration. Biomaterials. 71, 24-34 (2015).
  45. Montanez-Sauri, S. I., Beebe, D. J., Sung, K. E. Microscale screening systems for 3D cellular microenvironments: platforms, advances, and challenges. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 72 (2), 237-249 (2015).
  46. Butler, D. L., et al. The use of mesenchymal stem cells in collagen-based scaffolds for tissue-engineered repair of tendons. Nat Protoc. 5 (5), 849-863 (2010).
  47. Brennan, M. P., Sinusas, A. J., Horvath, T. L., Collins, J. G., Harding, M. J. Correlation between body weight changes and postoperative pain in rats treated with meloxicam or buprenorphine. Lab Anim (NY). 38 (3), 87-93 (2009).
  48. Ramon-Cueto, A., Cordero, M. I., Santos-Benito, F. F., Avila, J. Functional recovery of paraplegic rats and motor axon regeneration in their spinal cords by olfactory ensheathing glia. Neuron. 25 (2), 425-435 (2000).
  49. Arculus, S. L. Use of meloxicam as an analgesic in canine orthopaedic surgery. Vet Rec. 155 (24), 784 (2004).
  50. Bervar, M. Video analysis of standing–an alternative footprint analysis to assess functional loss following injury to the rat sciatic nerve. J Neurosci Methods. 102 (2), 109-116 (2000).
  51. Perry, S. M., Getz, C. L., Soslowsky, L. J. Alterations in function after rotator cuff tears in an animal model. J Shoulder Elbow Surg. 18 (2), 296-304 (2009).
  52. Stoll, C., et al. Healing parameters in a rabbit partial tendon defect following tenocyte/biomaterial implantation. Biomaterials. 32 (21), 4806-4815 (2011).
  53. Hankemeier, S., et al. Bone marrow stromal cells in a liquid fibrin matrix improve the healing process of patellar tendon window defects. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1019-1030 (2009).
  54. Silver, I. A., et al. A clinical and experimental study of tendon injury, healing and treatment in the horse. Equine Vet J Suppl. (1), 1-43 (1983).
  55. Enwemeka, C. S. Inflammation, cellularity, and fibrillogenesis in regenerating tendon: implications for tendon rehabilitation. Phys Ther. 69 (10), 816-825 (1989).
  56. Goldin, B., Block, W. D., Pearson, J. R. Wound healing of tendon–I. Physical, mechanical and metabolic changes. J Biomech. 13 (3), 241-256 (1980).
  57. Lyras, D. N., et al. The effect of platelet-rich plasma gel in the early phase of patellar tendon healing. Arch Orthop Trauma Surg. 129 (11), 1577-1582 (2009).
  58. Oshiro, W., Lou, J., Xing, X., Tu, Y., Manske, P. R. Flexor tendon healing in the rat: a histologic and gene expression study. J Hand Surg Am. 28 (5), 814-823 (2003).
  59. Visser, L. C., Arnoczky, S. P., Caballero, O., Gardner, K. L. Evaluation of the use of an autologous platelet-rich fibrin membrane to enhance tendon healing in dogs. Am J Vet Res. 72 (5), 699-705 (2011).
check_url/kr/56810?article_type=t

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Wagner, J. R., Taguchi, T., Cho, J. Y., Charavaryamath, C., Griffon, D. J. Evaluation of Stem Cell Therapies in a Bilateral Patellar Tendon Injury Model in Rats. J. Vis. Exp. (133), e56810, doi:10.3791/56810 (2018).

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