Summary

En enkel metode for isolering av soyabønner Protoplasts og programmet forbigående Gene Expression analyser

Published: January 25, 2018
doi:

Summary

Vi utviklet en enkel og effektiv protokoll for utarbeidelse av store mengder soyabønner protoplasts å studere komplekse regulatoriske og signalnettverk mekanismer i levende celler.

Abstract

Soyabønner (Glycine max (L.) Merr.) er en viktig avling og har blitt en legume modell for studier av genetiske og biokjemiske. Derfor er det viktig å etablere en effektiv forbigående gene expression system i soyabønner. Her rapporterer vi en enkel protokoll for utarbeidelse av soyabønner protoplasts og programmet for forbigående funksjonelle analyser. Vi fant at unge unifoliate blader fra soybean frøplanter resulterte i store mengder av høykvalitets protoplasts. Ved å optimalisere en PEG-kalsium-mediert transformasjon metoden, oppnådd vi høye transformasjon effektivitet ved hjelp soyabønner unifoliate protoplasts. Dette systemet gir en effektiv og allsidig modell for undersøkelse av komplekse regulatoriske og signalnettverk mekanismer i live soyabønner celler og kan bidra til å bedre forstå ulike mobilnettet, utviklingsmessige og fysiologiske prosesser av belgfrukter.

Introduction

Protoplasts er anlegget celler som har cellevegger fjernet. De vedlikeholde det meste av funksjoner og aktiviteter i anlegget celler, protoplasts er en god modell å observere og vurdere ulike mobilnettet arrangementer, og er verdifulle verktøy å studere somatisk hybridiseringen1 og plante gjenfødelse2. Protoplasts har vært også mye benyttet for plante transformasjon3,4,5, siden cellevegger ellers blokkere passasjen av DNA i cellen. Protoplasts har noen av de fysiologiske responser og cellulære prosesser intakt planter, derfor tilbyr grunnleggende verdien i grunnleggende forskning til å studere subcellular protein lokalisering6,7,8, Protein-protein interaksjoner9,10og promoter aktivitet11,12,13 i lever celler.

Isolasjon av anlegget protoplasts ble først rapportert i 196014 og protokollene for både isolasjon og transformasjonen av protoplasts er utviklet og optimalisert. En standard prosedyre protoplast isolasjon innebærer skjæring av blader og enzymatiske fordøyelsen av cellevegger, etterfulgt av separasjon av utgitt protoplasts fra ikke-fordøyd vev rusk. Transformasjon strategier inkluderer electroporation15,16, microinjection17,18og polyetylenglykol-basert (PEG)4,5,19 metoder. En rekke arter har rapportert vellykket for protoplast isolasjon, inkludert sitrus20, Brassica21, Solanaceae22 og andre dekorative plant familier23,24. Mens ulike vev brukes i ulike arter, er et system av forbigående uttrykk i Arabidopsis mesophyll protoplast (TEAMP) isolert fra bladene av modellen anlegget Arabidopsis thaliana godt etablert25 og vidt vedtatt å forskjellige programmer.

Soyabønner (Glycine max (L.) Merr.) er en av de viktigste protein og olje avlinger26. I motsetning Arabidopsis og ris, er skaffe transgene soyabønner planter kjent for å være ganske vanskelig og lav effektivitet. Agrobacterium tumefaciens-mediert infiltrasjon har blitt populært brukt for forbigående gene expression studier i epidermal cellene i tobakk27 og planter i Arabidopsis28,29, mens Agrobacterium rhizogenes har blitt brukt for transformasjon av hårete røtter i soyabønner30. Forårsaket av virus genet stanse tilnærminger har blitt benyttet for downregulation målet gener31,32 og forbigående uttrykk33 i en systemisk måte. Protoplasts gir en verdifull og allsidig alternativ til disse tilnærmingene. Protoplasts kan fås fra soyabønner aboveground materialer og tillate rask og synkronisert transgene uttrykk. Men siden den første vellykkede isolering av soyabønner protoplasts i 198334, har det vært begrenset rapporter på anvendelse av protoplasts i soyabønner35,36,37, 38, hovedsakelig på grunn av relativt lav avkastning på soyabønner protoplasts.

Her beskriver vi en enkel og effektiv protokoll for isolering av soyabønner protoplasts og programmet for forbigående gene expression studier. Bruker unge unifoliate blader fra soybean frøplanter, kunne vi få store mengder av avgjørende protoplasts i noen timer. Dessuten, har vi optimalisert en PEG-kalsium-mediert transformasjon metode som er enkelt og rimelig å levere DNA i soyabønner protoplasts med høy effektivitet.

Protocol

1. vekst av planter Så 5-10 soyabønner frø (Williams 82) i en 13 cm pott i drivhuset under lange dager forhold (16 h lys på 1500 µmol m-2 s-1) ved 25 ° C på egendefinerte jord blanding for soyabønner (1:1:1 ratio med jord, perlitt og torpedo sand). 2. utarbeidelse av plasmider DNA Bruke et sterilt pipette tips eller tannpirker, Velg en enkelt koloni eller frosne glyserol lager av E. coli bærer plasmider inneholder genet av inter…

Representative Results

Ulike organer av 10 – dagers gammel soyabønner ble testet for protoplast forberedelse (figur 1) og gir ble observert under mikroskopet (figur 2). Cellevegger fra hypocotyl og epicotyl var knapt fordøyd, og noen celler ble festet til hverandre (figur 2B, 2 C). I cotyledon (figur 2D) og roten (figur 2A), ble cellevegger fjer…

Discussion

Denne protokollen for isolering av soyabønner protoplasts og programmet forbigående uttrykk studier har blitt grundig testet og fungerer godt i vårt laboratorium. Fremgangsmåten er enkel og lett og krever vanlig utstyr og minimale kostnader. Våre protokollen gir store mengder ensartet, høy kvalitet protoplasts i forhold til tidligere rapportert metoder,34,,35,,36,,37,,<sup clas…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbeidet ble støttet av anlegget Genome Research Program fra National Science Foundation (NSF-PGRP-IOS-1339388).

Materials

MES Sigma Aldrich  M8250-100G
Cellulase CELF Worthington Biological Corporation LS002611
Pectolyase Y-23 BioWorld 9033-35-6
CELLULASE "ONOZUKA" R-10 yakult 10g
MACEROZYME R-10 yakult 10g
Mannitol ICN Biomedicals  152540
CaCl2 Fisher  C79-500g 
BSA NEB R3535S
DTT Sigma Aldrich  D5545-5G
NaCl Sigma Aldrich  S7653-1kg
KCl Fisher  P217-500g 
MgCl2 Sigma Aldrich  M8266-100g
PEG4000 Fluka 81240
nylon mesh carolina 652222N
Tissue Culture Plates  USA Scientific CC7682-7506
Razor Blades Fisher 12-640
hemacytometer hausserscientific 1483
QIAprep Spin Miniprep Kit Qiagen 27104
EZNA plasmid miniprep kit Omega D6942-01
GeneJET Plasmid Miniprep Kit Thermo Scientific K0502
Centrifuge 5810 eppendorf 5811000827
Centrifuge 5424 eppendorf 22620401
Jencons Powerpette Plus Pipet Controller Jencons 14526-202
Zeiss 710 Confocal Microscope Zeiss N/A
Nonstick, RNase-free Microfuge Tubes, 1.5 mL Ambion AM12450
15 mL Centrifuge Tubes Denville C1018-P
50 mL Centrifuge Tubes Denville C1060-P
Newborn Calf Serum Thermo Scientific 16010159
Soil Ingram's Nursery
perlite Vigoro 100521091
Torpedo Sand JKS Ventures
LB Broth, Lennox (Powder) Fisher BP1427-500

References

  1. Melchers, G., Labib, G. Somatic hybridisation of plants by fusion of protoplasts. Mol. Gen. Genet. 135 (4), 277-294 (1974).
  2. Gresshoff, P. M. In vitro culture of white clover: callus, suspension, protoplast culture, and plant regeneration. Bot. Gaz. 141 (2), 157-164 (1980).
  3. Lörz, H., Baker, B., Schell, J. Gene transfer to cereal cells mediated by protoplast transformation. Mol. Gen. Genet. 199 (2), 178-182 (1985).
  4. Hayashimoto, A., Li, Z., Murai, N. A polyethylene glycol-mediated protoplast transformation system for production of fertile transgenic rice plants. Plant Physiol. 93 (3), 857-863 (1990).
  5. Koop, H. -. U., et al. Integration of foreign sequences into the tobacco plastome via polyethylene glycol-mediated protoplast transformation. Planta. 199 (2), 193-201 (1996).
  6. Hrazdina, G., Wagner, G. J., Siegelman, H. W. Subcellular localization of enzymes of anthocyanin biosynthesis in protoplasts. Phytochemistry. 17 (1), 53-56 (1978).
  7. Lin, W., Wittenbach, V. A. Subcellular localization of proteases in wheat and corn mesophyll protoplasts. Plant Physiol. 67 (5), 969-972 (1981).
  8. Vögeli-Lange, R., Wagner, G. J. Subcellular localization of cadmium and cadmium-binding peptides in tobacco leaves. Plant Physiol. 92 (4), 1086-1093 (1990).
  9. Chen, S., et al. A highly efficient transient protoplast system for analyzing defence gene expression and protein-protein interactions in rice. Mol. Plant Pathol. 7 (5), 417-427 (2006).
  10. Wu, F. -. H., et al. Tape-Arabidopsis Sandwich-a simpler Arabidopsis protoplast isolation method. Plant methods. 5 (1), 16 (2009).
  11. Christensen, A. H., Sharrock, R. A., Quail, P. H. Maize polyubiquitin genes: structure, thermal perturbation of expression and transcript splicing, and promoter activity following transfer to protoplasts by electroporation. Plant Mol. Biol. 18 (4), 675-689 (1992).
  12. Marcotte, W. R., Bayley, C. C., Quatrano, R. S. Regulation of a wheat promoter by abscisic acid in rice protoplasts. Nature. 335 (6189), 454-457 (1988).
  13. Dron, M., Clouse, S. D., Dixon, R. A., Lawton, M. A., Lamb, C. J. Glutathione and fungal elicitor regulation of a plant defense gene promoter in electroporated protoplasts. P. Natl. A. Sci. USA. 85 (18), 6738-6742 (1988).
  14. Cocking, E. A method for the isolation of plant protoplasts and vacuoles. Nature. 187 (4741), 962-963 (1960).
  15. Zhang, H., et al. Transgenic rice plants produced by electroporation-mediated plasmid uptake into protoplasts. Plant Cell Rep. 7 (6), 379-384 (1988).
  16. Fromm, M., Taylor, L. P., Walbot, V. Expression of genes transferred into monocot and dicot plant cells by electroporation. P. Natl. A. Sci. USA. 82 (17), 5824-5828 (1985).
  17. Crossway, A., et al. Integration of foreign DNA following microinjection of tobacco mesophyll protoplasts. Mol. Gen. Genet. 202 (2), 179-185 (1986).
  18. Holm, P. B., Olsen, O., Schnorf, M., Brinch-Pedersen, H., Knudsen, S. Transformation of barley by microinjection into isolated zygote protoplasts. Transgenic Res. 9 (1), 21-32 (2000).
  19. Schapire, A. L., Lois, L. M. A simplified and rapid method for the isolation and transfection of Arabidopsis leaf mesophyll protoplasts for large-scale applications. Plant Signal Transduction: Methods and Protocols. 1363, 79-88 (2016).
  20. Niedz, R. P. Regeneration of somatic embryos from sweet orange (C. sinensis) protoplasts using semi-permeable membranes. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 84 (3), 353-357 (2006).
  21. Sheng, X., et al. Protoplast isolation and plant regeneration of different doubled haploid lines of cauliflower (Brassica oleracea var. botrytis). Plant Cell Tiss. Org. 107 (3), 513-520 (2011).
  22. Grun, P., Chu, L. -. J. Development of plants from protoplasts of Solanum (Solanaceae). Am. J. Bot. 65 (5), 538-543 (1978).
  23. Davey, M. R., Anthony, P., Power, J. B., Lowe, K. C. Plant protoplasts: status and biotechnological perspectives. Biotechnol. Adv. 23 (2), 131-171 (2005).
  24. Pitzschke, A., Persak, H. Poinsettia protoplasts-a simple, robust and efficient system for transient gene expression studies. Plant methods. 8 (1), 14 (2012).
  25. Yoo, S. -. D., Cho, Y. -. H., Sheen, J. Arabidopsis mesophyll protoplasts: a versatile cell system for transient gene expression analysis. Nat. Protoc. 2 (7), 1565 (2007).
  26. Sedivy, E. J., Wu, F., Hanzawa, Y. Soybean domestication: the origin, genetic architecture and molecular bases. New Phytol. 214 (2), 539-553 (2017).
  27. Yang, Y., Li, R., Qi, M. In vivo analysis of plant promoters and transcription factors by agroinfiltration of tobacco leaves. Plant J. 22 (6), 543-551 (2000).
  28. Marion, J., et al. Systematic analysis of protein subcellular localization and interaction using high-throughput transient transformation of Arabidopsis seedlings. Plant J. 56 (1), 169-179 (2008).
  29. Wu, H. -. Y., et al. AGROBEST: an efficient Agrobacterium-mediated transient expression method for versatile gene function analyses in Arabidopsis seedlings. Plant methods. 10 (1), 19 (2014).
  30. Govindarajulu, M., Elmore, J. M., Fester, T., Taylor, C. G. Evaluation of constitutive viral promoters in transgenic soybean roots and nodules. Mol Plant Pathol. 21 (8), 1027-1035 (2008).
  31. Nagamatsu, A., et al. Functional analysis of soybean genes involved in flavonoid biosynthesis by virus-induced gene silencing. Plant Biotechnol. J. 5 (6), 778-790 (2007).
  32. Juvale, P. S., et al. Temporal and spatial Bean pod mottle virus-induced gene silencing in soybean. Mol. Plant Pathol. 13 (9), 1140-1148 (2012).
  33. Zhang, C., Bradshaw, J. D., Whitham, S. A., Hill, J. H. The development of an efficient multipurpose bean pod mottle virus viral vector set for foreign gene expression and RNA silencing. Plant Physiol. 153 (1), 52-65 (2010).
  34. Lin, W. Isolation of mesophyll protoplasts from mature leaves of soybeans. Plant Physiol. 73 (4), 1067-1069 (1983).
  35. Yi, J., et al. A single-repeat MYB transcription factor, GmMYB176, regulates CHS8 gene expression and affects isoflavonoid biosynthesis in soybean. Plant J. 62 (6), 1019-1034 (2010).
  36. Faria, J. A., et al. The NAC domain-containing protein, GmNAC6, is a downstream component of the ER stress-and osmotic stress-induced NRP-mediated cell-death signaling pathway. BMC Plant Biol. 11 (1), 129 (2011).
  37. Kidokoro, S., et al. Soybean DREB1/CBF-type transcription factors function in heat and drought as well as cold stress-responsive gene expression. Plant J. 81 (3), 505-518 (2015).
  38. Sun, X., et al. Targeted mutagenesis in soybean using the CRISPR-Cas9 system. Sci Rep-UK. 5, 10342 (2015).
  39. Karimi, M., Inzé, D., Depicker, A. GATEWAY™ vectors for Agrobacterium-mediated plant transformation. Trends Plant Sci. 7 (5), 193-195 (2002).
  40. Xia, Z., et al. Positional cloning and characterization reveal the molecular basis for soybean maturity locus E1 that regulates photoperiodic flowering. P. Natl. A. Sci. USA. 109 (32), E2155-E2164 (2012).
check_url/kr/57258?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Wu, F., Hanzawa, Y. A Simple Method for Isolation of Soybean Protoplasts and Application to Transient Gene Expression Analyses. J. Vis. Exp. (131), e57258, doi:10.3791/57258 (2018).

View Video