Summary

マウス顎下腺唾液腺の直立した生体顕微鏡検査のための準備

Published: May 07, 2018
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Summary

手術を公開し、直立した生体顕微鏡を用いた生体イメージングのマウス顎下腺唾液腺を安定させるためのプロトコルについて述べる。このプロトコルは、頭部および頸部マウスの他の小さい齧歯動物の他の外分泌腺に容易に適応です。

Abstract

顎下腺の唾液腺 (SMG) は、生物学的研究、細胞生物学、腫瘍学、歯科学、免疫学などの様々 な分野の関心の 3 つの大唾液腺の一つです。SMG は外分泌腺の分泌の上皮細胞、芽、血管内皮細胞、神経、細胞外マトリックスで構成されています。ラット、マウス SMG の動的な細胞プロセス イメージが以前作成された、逆多光子顕微鏡システムを用いた主。ここでは、直立した多光子顕微鏡システムを生体内イメージングのための麻酔下のマウスのマウスの SMG の安定化と手術の準備のための簡単なプロトコルについて述べる。我々 は内因性の代表的な生体画像セットを提示し、に対して転送蛍光細胞、血管や唾液管フィブリル型コラーゲンを視覚化する第 2 高調波発生のラベルを含みます。合計では、私達のプロトコルは生体イメージング免疫学の分野でよく使用される正立顕微鏡システムでマウス唾液腺の手術準備のためことができます。

Introduction

唾液は消化酵素として抗菌物質1,2を提供する食品を注油、口腔管の粘膜の表面を保護する外分泌腺から分泌されます。口腔粘膜に散在の小唾液腺、に加えて、位置1,2によると主要な腺、舌下腺, 顎下腺, 耳下腺, として識別の 3 つの両側セットがあります。ピラミッド状の上皮細胞がフラスコ状嚢 (腺) に編成または筋上皮細胞と基底膜に囲まれた demilunes 唾1の漿液性と粘液の成分を分泌します。彼らは最終的に単一の排泄ダクト1に参加するまで横紋筋性ダクトに結合する介在部に腺下水管の狭い内腔領域。SMG の主排泄管ウォートンのダクト (WD) と舌下涙丘3,4に表示されます。SMG 上皮区画は、したがって、マニホールド ターミナル エンドポイント、ブドウ1,5,6のバンドルに似た高い葉状構造を表します。SMG 間質は、副交感神経神経8と細胞外マトリックス5を含む結合組織7に埋め込まれた血液やリンパ容器で構成されます。通常の人間と齧歯動物の唾液腺には、T 細胞、マクロファージ、樹状細胞9と同様、免疫グロブリンを分泌する形質細胞 (伊賀) 唾9,10にも含まれます。健康と病気、その多面的な機能のため、SMG は生物学的研究、細胞生物学、生理学8、腫瘍12免疫11歯科4などの多くの分野の関心の対象3

細胞の動的過程と相互作用のイメージングは、生物学研究13,14の強力なツールです。複雑な組織13 の細胞プロセスを直接調べるの深部組織イメージングと革新的な inmicroscopes 非線形光学 (固定) に基づく、散乱またはサンプルによって複数の光子の吸収を利用する開発ができました、15。複数の光子の吸収低エネルギー光子、焦点面にどの範囲蛍光励起によって合計励起エネルギーの配信を含みより深い組織浸透還元生成やフォーカスの外からのノイズをできるように励起13,15。この原則は 2 光子励起顕微鏡 (14) で採用されている、まで 1 mm15,16の深さにおける蛍光試料のイメージングできます。市販 14 ユーザーフレンドリーかつ信頼性の高い設定となっている、生体イメージングのための主要な挑戦は慎重に公開し、イメージング時系列経過のため特に麻酔下マウスの臓器を安定させます。デジタル ドリフト補正データ集録後のいくつかのメソッド公開17,18と我々 は最近”VivoFollow”、リアルタイムを使用して遅い組織ドリフトを打ち消す自動補正システムを開発、コンピューター化されたステージ19。ただし、まだ高画質化組織運動、呼吸や鼓動19によって引き起こされる特に高速な動きを最小限に抑えるために重要です。準備および安定化の手順は、脊髄20、肝21、皮膚2223肺リンパ節24など、複数の臓器に発行されています。さらに、ラット唾液腺イメージングのためのモデル開発3,25をされているし、さらに洗練された高解像度 SMG に合わせて、倒立顕微鏡セットアップ26,マウスの生体イメージング27,28

ここでは、免疫学の分野で生体イメージングに用いられる直立非線形顕微鏡を用いたしてマウス SMG の生体イメージングのための実用的かつ適応プロトコルを提示します。このため、膝窩リンパ節の準備に使用される広く使用されている固定ステージを変更しました。

Protocol

すべての動物の仕事を動物実験のための州委員会によって承認されており、連邦政府のガイドラインに従って実施します。 1. マウスを麻酔します。 白衣、手袋など保護具を着用します。 ケタミン、キシラジンと作業濃度 20 mg/mL と 1 mg/mL の生理食塩水をそれぞれ混ぜます。在庫を腹腔内注入 (i. p.) 8-10 μ L/マウスの g で。ケージに戻るには、マウスを置き?…

Representative Results

このプロトコルでは、ほぼ全体背や腹側の SMG の画像をことができます。また、ビューのフィールドには、細胞構成4の SMG とは少し異なります舌下腺の唾液腺も含まれています。両方の腺はフィブリル型コラーゲンによってカプセル化され、葉に細分されます。ほとんど 14 システム 2nd高調波信号を測定することによってフィブリル型コラー?…

Discussion

このプロトコルでは、免疫学の分野でよく使用されます直立の非線型顕微鏡を用いたマウスの顎下腺と舌下腺唾液腺の生体内イメージングのための簡単な方法を提供しています。メソッドは、頭頸部領域の他の外分泌腺のイメージングのために合わせることができます。例えば、私たちの研究室は (図示せず) 類似している方法で、涙腺のイメージングを実行しています。

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Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この作品は、スイス国立財団 (SNF) プロジェクト助成金 31003A_135649、31003A_153457 と (合弁会社) に 31003A_172994 とレオポルジナ親睦 LPDS 2011-16 (BS) の資金を供給されました。この作業を「顕微鏡イメージング センター」(MIC) ベルン大学光セットアップから恩恵を受けて。

Materials

Narketan 10 %  (Ketamine) 20ml (100 mg/ml) Vetoquinol 3605877535982
Rompun 2% (Xylazine) 25 ml (20 mg/ml) Bayer 680538150144
Saline NaCl 0.9% B. Braun 3535789
Prequillan 1% (Acepromazine) 10 ml (10 mg/ml) Fatro 6805671900029
Electric shaver Wahl 9818L or similar
Hair removal cream Veet 4002448090656
Durapore Surgical tape (2.5 cm x 9.1 m and 1.25 cm x 9.1 m) Durapore (3M) 1538-1
Durapore Surgical tape (2.5 cm x 9.1 m and 1.25 cm x 9.1 m) Durapore (3M) 1538-0
Super glue Ultra gel, instantaneous glue Pattex, Henkel 4015000415040
Microscope cover glass slides 20 mm and 22 mm Menzel-Gläser 631-1343/ 631-1344
Grease for laboratories 60 g glisseal N Borer (VWR supplier) DECO514215.00-CA15
Surgical scissors Fine Science Tools (F.S.T ) 14090-09 or similar
Fine Forceps Fine Science Tools (F.S.T ) 11252-20 or similar
Cotton swab Migros 617027988254 or similar
Gauze Gazin 5 x 5 cm Lohmann and Rauscher 18500 or similar
Stereomicroscope Leica MZ16 or similar
Texas Red dextran 70kDa  Molecular Probes D1864
Cascade Blue dextran 10kDa invitrogen D1976
Two-photon system LaVision Biotec TrimScope I and II or similar
XLUMPLANFL 20x/0.95 W objective Olympus n/a or other water immersion objective 
Digital thermometer Fluke 95969077651

References

  1. Pakurar, A. S., Bigbee, J. W. Digestive System. Digital Histology. , 101-121 (2005).
  2. Carpenter, G. Role of Saliva in the Oral Processing of Food. Food Oral Processing. , 45-60 (2012).
  3. Masedunskas, A., Weigert, R. Intravital two-photon microscopy for studying the uptake and trafficking of fluorescently conjugated molecules in live rodents. Traffic. 9 (10), 1801-1810 (2008).
  4. Amano, O., Mizobe, K., Bando, Y., Sakiyama, K. Anatomy and histology of rodent and human major salivary glands. Acta Histochem Cytochem. 45 (5), 241-250 (2012).
  5. Sequeira, S. J., Larsen, M., DeVine, T. Extracellular matrix and growth factors in salivary gland development. Front Oral Biol. 14, 48-77 (2010).
  6. Takeyama, A., Yoshikawa, Y., Ikeo, T., Morita, S., Hieda, Y. Expression patterns of CD66a and CD117 in the mouse submandibular gland. Acta Histochem. 117 (1), 76-82 (2015).
  7. Hata, M., Ueki, T., Sato, A., Kojima, H., Sawa, Y. Expression of podoplanin in the mouse salivary glands. Arch Oral Biol. 53 (9), 835-841 (2008).
  8. Proctor, G. B., Carpenter, G. H. Regulation of salivary gland function by autonomic nerves. Auton Neurosci. 133 (1), 3-18 (2007).
  9. Le, A., Saverin, M., Hand, A. R. Distribution of Dendritic Cells in Normal Human Salivary Glands. Acta Histochem Cytochem. 44 (4), 165-173 (2011).
  10. Hofmann, M., Pircher, H. E-cadherin promotes accumulation of a unique memory CD8 T-cell population in murine salivary glands. Proc Natl Acad Sci. 108 (40), 16741-16746 (2011).
  11. Bombardieri, M., Barone, F., Lucchesi, D., et al. Inducible tertiary lymphoid structures, autoimmunity, and exocrine dysfunction in a novel model of salivary gland inflammation in C57BL/6 mice. J Immunol. 189 (7), 3767-3776 (2012).
  12. Szwarc, M. M., Kommagani, R., Jacob, A. P., Dougall, W. C., Ittmann, M. M., Lydon, J. P. Aberrant activation of the RANK signaling receptor induces murine salivary gland tumors. PLoS One. 10 (6), e0128467 (2015).
  13. Weigert, R., Sramkova, M., Parente, L., Amornphimoltham, P., Masedunskas, A. Intravital microscopy: A novel tool to study cell biology in living animals. Histochem Cell Biol. 133 (5), 481-491 (2010).
  14. Masedunskas, A., Milberg, O., Porat-Shliom, N., et al. Intravital microscopy. Bioarchitecture. 2 (5), 143-157 (2012).
  15. Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: Multiphoton microscopy in the biosciences. Nat Biotechnol. 21 (11), 1369-1377 (2003).
  16. Theer, P., Hasan, M. T., Denk, W. Two-photon imaging to a depth of 1000 µm in living brains by use of a Ti:Al_2O_3 regenerative amplifier. Opt Lett. 28 (12), 1022 (2003).
  17. Gomez-Conde, I., Caetano, S. S., Tadokoro, C. E., Olivieri, D. N. Stabilizing 3D in vivo intravital microscopy images with an iteratively refined soft-tissue model for immunology experiments. Comput Biol Med. 64, 246-260 (2015).
  18. Parslow, A., Cardona, A., Bryson-Richardson, R. J. Sample drift correction following 4D confocal time-lapse imaging. J Vis Exp. (86), (2014).
  19. Vladymyrov, M., Abe, J., Moalli, F., Stein, J. V., Ariga, A. Real-time tissue offset correction system for intravital multiphoton microscopy. J Immunol Methods. 438, 35-41 (2016).
  20. Haghayegh Jahromi, N., Tardent, H., Enzmann, G., et al. A novel cervical spinal cord window preparation allows for two-photon imaging of T-Cell interactions with the cervical spinal cord microvasculature during experimental autoimmune encephalomyelitis. Front Immunol. 8, 406 (2017).
  21. Heymann, F., Niemietz, P. M., Peusquens, J., et al. Long term intravital multiphoton microscopy imaging of immune cells in healthy and diseased liver using CXCR6.Gfp reporter mice. J Vis Exp. (97), e52607 (2015).
  22. Gaylo, A., Overstreet, M. G., Fowell, D. J. Imaging CD4 T cell interstitial migration in the inflamed dermis. J Vis Exp. (109), e53585 (2016).
  23. Looney, M. R., Thornton, E. E., Sen, D., Lamm, W. J., Glenny, R. W., Krummel, M. F. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nat Methods. 8 (8), 91-96 (2011).
  24. Liou, H. L. R., Myers, J. T., Barkauskas, D. S., Huang, A. Y. Intravital imaging of the mouse popliteal lymph node. J Vis Exp. (60), e3720 (2012).
  25. Sramkova, M., Masedunskas, A., Parente, L., Molinolo, A., Weigert, R. Expression of plasmid DNA in the salivary gland epithelium: novel approaches to study dynamic cellular processes in live animals. Am J Physiol Cell Physiol. 297 (6), C1347-C1357 (2009).
  26. Masedunskas, A., Porat-shliom, N., Tora, M., Milberg, O., Weigert, R. Intravital microscopy for imaging subcellular structures in live mice expressing fluorescent proteins. J Vis Exp. (79), e50558 (2013).
  27. Masedunskas, A., Sramkova, M., Parente, L., et al. Role for the actomyosin complex in regulated exocytosis revealed by intravital microscopy. Proc Natl Acad Sci. 108 (33), 13552-13557 (2011).
  28. Milberg, O., Shitara, A., Ebrahim, S., et al. Concerted actions of distinct nonmuscle myosin II isoforms drive intracellular membrane remodeling in live animals. J Cell Biol. 216 (7), 1925-1936 (2017).
  29. Kuriki, Y., Liu, Y., Xia, D., et al. Cannulation of the mouse submandibular salivary gland via the Wharton’s duct. J Vis Exp. (51), e3074 (2011).
  30. Chen, G. Y., Nuñez, G. Sterile inflammation: Sensing and reacting to damage. Nat Rev Immunol. 10 (12), 826-837 (2010).
  31. McLaren, A. Some causes of variation of body temperature in mice. Q J Exp Physiol Cogn Med Sci. 46 (1), 38-45 (1961).
  32. Baumgart, K., Wagner, F., Gröger, M., et al. Cardiac and metabolic effects of hypothermia and inhaled hydrogen sulfide in anesthetized and ventilated mice. Crit Care Med. 38 (2), 588-595 (2010).
  33. Crouch, A. C., Manders, A. B., Cao, A. A., Scheven, U. M., Greve, J. M. Cross-sectional area of the murine aorta linearly increases with increasing core body temperature. Int J Hyperth. , 1-13 (2017).
  34. Smith, C. J., Caldeira-Dantas, S., Turula, H., Snyder, C. M. Murine CMV infection induces the continuous production of mucosal resident T cells. Cell Rep. 13 (6), 1137-1148 (2015).
  35. Lindquist, R. L., Shakhar, G., Dudziak, D., et al. Visualizing dendritic cell networks in vivo. Nat Immunol. 5 (12), 1243-1250 (2004).
  36. Riedl, J., Flynn, K. C., Raducanu, A., et al. Lifeact mice for studying F-actin dynamics. Nat Methods. 7 (3), 168-169 (2010).
  37. Chtanova, T., Hampton, H. R., Waterhouse, L. A., et al. Real-time interactive two-photon photoconversion of recirculating lymphocytes for discontinuous cell tracking in live adult mice. J Biophotonics. 7 (6), 425-433 (2014).
  38. Kyratsous, N. I., Bauer, I. J., Zhang, G., et al. Visualizing context-dependent calcium signaling in encephalitogenic T cells in vivo by two-photon microscopy. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (31), E6381-E6389 (2017).
  39. Mank, M., Reiff, D. F., Heim, N., Friedrich, M. W., Borst, A., Griesbeck, O. A FRET-based calcium biosensor with fast signal kinetics and high fluorescence change. Biophys J. 90 (5), 1790-1796 (2006).
  40. Tsyboulski, D., Orlova, N., Saggau, P. Amplitude modulation of femtosecond laser pulses in the megahertz range for frequency-multiplexed two-photon imaging. Opt Express. 25 (8), 9435 (2017).
  41. Potma, E. O., Xie, X. S. Detection of single lipid bilayers with coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) microscopy. J Raman Spectrosc. 34 (9), 642-650 (2003).
check_url/kr/57283?article_type=t

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Ficht, X., Thelen, F., Stolp, B., Stein, J. V. Preparation of Murine Submandibular Salivary Gland for Upright Intravital Microscopy. J. Vis. Exp. (135), e57283, doi:10.3791/57283 (2018).

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