Summary

Kontrast-matchande tvättmedel i liten vinkel Neutron Scattering experiment för membran Protein strukturell analys och Ab Initio modellering

Published: October 21, 2018
doi:

Summary

Detta protokoll visar hur du skaffar en lågupplöst rättsverkan modell och strukturella Detaljer för ett tvättmedel-solubilized membranprotein i lösningen med liten vinkel neutronspridning med kontrast-matchning av tvättmedel.

Abstract

Det biologiska small-angle neutron scattering instrumentet på High-Flux isotopen reaktorn av Oak Ridge National Laboratory är tillägnad utredningen av biologiska material, biobränsle bearbetning och bio-inspirerade material som täcker nanometer till mikrometer längdskalor. De metoder som presenteras här för att utreda fysiska egenskaper (dvs., storlek och form) av membranproteiner (här, MmIAP, en intermembrana aspartyl proteashämmare från Methanoculleus marisnigri) i lösningar av micelle-bilda rengöringsmedel är väl lämpad för detta liten vinkel neutron scattering instrument, bland annat. Andra biofysiska karakterisering tekniker hindras av deras oförmåga att ta itu med tvättmedel bidragen i en protein-tvättmedel komplex struktur. Dessutom ger tillgång till Bio-Deuteration Lab unika möjligheter för att förbereda storskaliga odlingar och uttrycker deuterium-märkt proteiner för förbättrad spridning signal från proteinet. Medan detta teknik ger inte strukturella Detaljer på högupplösta, strukturella kunskapsluckorna för membranproteiner innehåller många adresserbara områden av forskning utan nära-atomär upplösning. Dessa områden omfattar exempelvis bestämning av Oligomera stater, komplexa bildande, konfirmerande förändringar under störning och vikning/utspelas händelser. Dessa undersökningar kan lätt åstadkommas genom tillämpningar av denna metod.

Introduction

Membranproteiner är kodade med uppskattningsvis 30% av alla gener1 och utgör en stark majoritet av mål för moderna läkemedel. 2 dessa proteiner utför ett brett spektrum av vitala cellulära funktioner,3 men trots deras överflöd och betydelse — endast utgör cirka 1 procent av totala strukturer deponeras i forsknings Collaboratory struktur Bioinformatik (RCSB) protein Data banken. 4 på grund av deras delvis hydrofoba karaktären, strukturella bestämning av membran-bundna proteiner har varit oerhört utmanande. 5 , 6 , 7

Eftersom många biofysiska tekniker kräver monodisperse partiklar i lösningen för mätning, har isolera membranproteiner från infödda membran och stabilisera dessa proteiner i en löslig härma av infödda membran varit ett aktivt område av forskning under de senaste årtiondena. 8 , 9 , 10 det undersökningarna har lett till utvecklingen av många roman amfifila församlingar till solubilize membranproteiner, såsom nanodiscs,11,12,13 bicelles,14,15 och amphipols. 16 , 17 , användning av rengöringsmedel miceller förblir dock en av de vanligaste och enkla metoderna för att tillfredsställa löslighet kraven i ett visst protein. 18 , 19 , 20 , 21 , 22 , 23 , 24 , 25 tyvärr ingen enda tvättmedel eller magiska blandning av rengöringsmedel för närvarande finns som uppfyller alla membranproteiner; Således måste dessa villkor undersökas empiriskt för de unika kraven i varje protein. 26 , 27

Rengöringsmedel montera själv i lösning över deras kritiska micelle koncentration att bilda sammanlagda strukturer kallas miceller. Miceller består av många tvättmedel monomerer (vanligtvis mellan 20-200) med hydrofoba alkyl kedjor bildar en micelle kärna och hydrofil huvud grupper ordnade i ett micelle skallager inför det vattenbaserade lösningsmedlet. Uppförandet av tvättmedel och micelle bildning klassiskt har beskrivits av Charles Tanford i Det hydrofoba effekten,28 och storlekar och former av miceller från vanliga tvättmedel i membran protein studier har varit kännetecknas med liten vinkel spridning. 29 , 30 tvättmedel organisation om membranproteiner har också undersökts, och bildandet av protein-tvättmedel komplex (PDC) förväntas med tvättmedel molekyler kring proteinet i ett arrangemang som liknar den snyggt diskmedel miceller. 31

En tillsatt fördelen i att använda rengöringsmedel är att de resulterande micelle egenskaperna kan manipuleras genom att införliva andra rengöringsmedel. Många rengöringsmedel uppvisar perfekt blandning, och välj egenskaper av blandade miceller kan även förutsägas från komponenter och förhållandet mellan blandning. 22 men förekomsten av rengöringsmedel kan fortfarande presenterar utmaningar för biofysiska karakteriseringar genom att bidra till den övergripande signalen. Exempelvis med röntgen och ljusspridning tekniker är signalen från tvättmedel i PDC praktiskt taget omöjlig att skilja från protein. 32 utredningar med singel-particle kryo-elektronmikroskopi (cryo-EM) normalt förlitar sig på instängd (fryst) partiklar; strukturella Detaljer av proteinet är fortfarande skyms av vissa tvättmedel eller en hög koncentration av tvättmedel som läggs till i bakgrunden. 33 alternativa metoder mot tolka full PDC-strukturen (inklusive tvättmedel) har gjorts genom beräkningsmetoder som syftar till att rekonstruera tvättmedel runt en given membranprotein. 34

För fallet av neutronspridning producerar core-shell arrangemanget av tvättmedel i micelle en formfaktor som bidrar till den observerade spridningen. Lyckligtvis kan komponenter ändras så att de inte bidrar till netto observerade spridningen. ”Kontrast matchande” processen uppnås genom att ersätta deuterium för vätgas att uppnå en scattering längd täthet som matchar bakgrunden (buffert). Ett klokt val av tvättmedel (med tillgängliga deutererade motsvarigheter) och deras förhållande av blandning måste beaktas. För tvättmedel miceller, kan denna substitution utföras med ett rengöringsmedel med samma huvud grupp men har en deutererade alkyl kedja (d-svans i stället för h-tail). Eftersom tvätt är väl blandade,35 deras aggregat har en spridning längd täthet som är den mole-fraktionen vägt genomsnitt av de två komponenterna (h-svansar och d-tails). När denna genomsnittliga kontrast är konsistent med gruppen huvud, kan de enhetliga sammanlagda strukturerna matchas helt för att ta bort alla bidrag till observerade spridning.

Vi presenterar här ett protokoll för att manipulera tvättmedel miceller neutron kontrast genom att införliva kemiskt identiska tvättmedel molekyler med deuterium-märkt alkyl kedjor. 19 , 36 , 37 Detta möjliggör komplett samtidig kontrast matchning av micelle kärna och skal, som är en unik funktion av neutronspridning. 35 , 38 med denna betydligt raffinerade detaljnivå, kontrast matchande kan aktivera annars omöjligt studier av protein membranstrukturer. Dessutom skulle denna kontrast-matchande strategi kunna utvidgas till andra system med rengöringsmedel, såsom polymer exchange reaktioner39 och olja-vatten dispergeringsmedel,40 eller även andra solubilizing medel, såsom bicelles,41 nanodiscs,42 eller block sampolymerer. 43 A liknande tillvägagångssätt som beskrivs i detta manuskript, men sysselsätter en enda tvättmedel art med partiell deuterium substitutioner på alkyl kedja eller huvud grupp, publicerades nyligen. 37 även om detta kan förväntas förbättra den slumpmässiga fördelningen av väte och deuterium i hela tvättmedel jämfört med den strategi som presenteras här, det begränsade antalet tillgängliga positioner på tvättmedel för substitution och tvåstegsverifiering rengöringsmedel syntes krävs poser ytterligare utmaningar för bedömningen.

Steg 1 och 2 i protokollet beskrivs nedan ofta överlappar varandra eftersom första försöket planering måste göras för att lägga fram ett förslag om kvalitet. Förslaget inlämning anses dock här som det första steget att betona att denna process bör inledas i god tid före en neutron experiment. Det bör också noteras att ett nödvändigt steg, som ska styrkas med förslaget, är att ha biokemiska och fysikaliska karakterisering (inklusive renhet och stabilitet) av provet stödja behovet av neutron studier. En allmän diskussion av små-vinkel neutron scattering (SANS) är utanför ramen för denna artikel. En kort men grundlig introduktion finns i referensunderlag Karakterisering av material av Kaufmann,44 och en heltäckande lärobok fokuserade på biologiska small-angle lösning spridning har nyligen publicerats. 45 vidare Rekommenderad läsning ges i avsnittet diskussion. Liten vinkel scattering använder så kallade scattering vektorn Q som den centrala kvantitet som beskriver spridningen. Denna artikel använder allmänt accepterade definitionen Q = 4π synd (θ) / λ, där θ är halva vinkeln mellan inkommande och spridda balk och λ är våglängden av neutronstrålning i Ångström. Andra definitioner finns att använda olika symboler såsom ‘s’ för spridning vektorn, och att skilja med en faktor 2π eller nanometer i stället för Ångström (se också diskussionen av figur 10).

Protocol

1. förbereda och lämna in en Neutron anläggning Beam tid och Instrument förslag Konsultera online-resurser för att identifiera neutron scattering faciliteter som tillhandahåller allmänna neutron beam tid användaråtkomst, såsom Oak Ridge National Laboratory (ORNL). En karta över neutron faciliteter och information om neutron forskning över hela världen är tillgänglig online. 46 vara medveten om att dessa anläggningar normalt har regelbunden förslagsinfordringar. Detta avg…

Representative Results

Beam tid och instrumentet förslag bör tydligt förmedla all information som behövs till utskottet för granskning så att en giltig bedömning av det föreslagna experimentet kan göras. Kommunikation med en NSS är bäst för oerfarna användare. NSS kan bedöma inledande genomförbarhet och guide förslag inlämning att betona genomförbarhet, säkerhet och risken för stor genomslagskraft vetenskap. Informationen i förslaget bör omfatta bakgrundsinformation och sammanhang för bet…

Discussion

Strukturbiologi forskare dra nytta av kompletterande strukturella metoder såsom lösning scattering få biokemiska och strukturella detaljer (t.ex. övergripande storleken och formen) från biomolekyler i lösning. SANS är en särskilt attraktiv teknik för bestämning av membranproteiner strukturer på låg upplösning, en kärna fokus modern strukturell biologi och biokemi. SANS kräver mängder renade proteiner jämförbara med kristallografiska studier (1 mg/prov). Den nyligen växande kommersiella tillgången av h…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Den kontor av biologiska- och miljöforskning stöds forskning vid ORNL’S Center för strukturella molekylärbiologi (CSMB) och Bio-SANS med faciliteter som stöds av vetenskapliga användaren faciliteter Division, Office av grundläggande Energivetenskaper, US Department av energi. Strukturella arbete på membranproteiner i Lieberman labbet har stötts av NIH (DK091357, GM095638) och NSF (0845445).

Materials

Amicon Ultra MWCO 50KDa concentrator  EMD Millipore UFC905096 labware
Ammonium citrate dibasic Fisher Scientific A663 medium component
Ammonium sulfate EMD Millipore 2150 medium component
Bioflo 310 Bioreactor System Eppendorf M1287-2110 equipment
Calcium chloride dihydrate Acros 423525000 medium component
Carbenicillin IBI Scientific IB02025 antibiotic
Chloramphenicol EMD Millipore 3130 antibiotic
Cobalt (II) chloride Acros AC21413-0050 medium component
Copper (II) sulfate Acros AC19771-1000  medium component
Deuterium oxide Sigma-Aldrich 756822 medium component
Drierite Gas Purifier W.A. Hammond Drierite Co. Ltd. 27068
EDTA, disodium, dihydrate EMD Millipore 4010 medium component
Emulsiflex-C3 Avestin EF-C3 equipment
Äkta Purifier UPC100 GE Healthcare  equipment
Glycerol Sigma-Aldrich G5516 medium component
HEPES Sigma-Aldrich H4034
HiPrep 16/60 Sephacryl S-300 HR column GE Healthcare  17116701
Imidazole VWR 97064-622
IPTG Teknova I3325
Iron(III) chloride hexahydrate MP Biochemicals ICN19404590 medium component
LB Agar Miller Fisher Scientific BP1425-2
Magnesium sulfate heptahydrate VWR 97062-134 medium component
Manganese(II) sulfate monohydrate Acros AC20590-5000 medium component
MaxQ 6000 Incubated/Refrigerated Shaker Thermo Scientific SHKE6000-7  equipment
n-Dodecyl-d25-β-D-maltopyranoside Anatrace D310T
n-Dodecyl-β-D-maltopyranoside Anatrace D310A
Potassium phosphate monobasic VWR 97062-346 medium component
RC 6 Plus Centrifuge Thermo Scientific Sorvall 46910 equipment
SIGMAFAST protease inhibitor cocktail tablets, EDTA-free Sigma-Aldrich S8830
Sodium chloride Sigma-Aldrich S3014
Sodium hydroxide Sigma-Aldrich 795429
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich S7907 medium component
Sterile 25mm syringe filter with 0.2µm PES membrane VWR 28145-501 labware
Sterile disposable bottle top filter with 0.2µm PES membrane Thermo Scientific 596-4520  labware
Superdex 200 10/300 GL  GE Healthcare  17517501
Superose-12 10/300 GL column  GE Healthcare  17517301
Ultrospec 10 Cell Density Meter GE Healthcare  80211630 equipment
Zinc sulfate monohydrate Acros AC38980-2500  medium component

References

  1. Wallin, E., Heijne, G. V. Genome-wide analysis of integral membrane proteins from eubacterial, archaean, and eukaryotic organisms. Protein Science. 7 (4), 1029-1038 (1998).
  2. Tautermann, C. S. GPCR structures in drug design, emerging opportunities with new structures. Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 24 (17), 4073-4079 (2014).
  3. Cournia, Z., et al. Membrane protein structure, function, and dynamics: A perspective from experiments and theory. The Journal of Membrane Biology. 248 (4), 611-640 (2015).
  4. Doerr, A. Membrane protein structures. Nature Methods. 6, 35 (2008).
  5. Bill, R. M., et al. Overcoming barriers to membrane protein structure determination. Nature Biotechnology. 29, 335 (2011).
  6. Carpenter, E. P., Beis, K., Cameron, A. D., Iwata, S. Overcoming the challenges of membrane protein crystallography. Current Opinion in Structural Biology. 18 (5), 581-586 (2008).
  7. Sanders, C. R., Sönnichsen, F. Solution NMR of membrane proteins: Practice and challenges. Magnetic Resonance in Chemistry. 44 (S1), S24-S40 (2006).
  8. Garavito, R. M., Ferguson-Miller, S. Detergents as tools in membrane biochemistry. Journal of Biological Chemistry. 276 (35), 32403-32406 (2001).
  9. Privé, G. G. Detergents for the stabilization and crystallization of membrane proteins. Methods. 41 (4), 388-397 (2007).
  10. Wessel, D., Flügge, U. I. A method for the quantitative recovery of protein in dilute solution in the presence of detergents and lipids. Analytical Biochemistry. 138 (1), 141-143 (1984).
  11. Bayburt, T. H., Grinkova, Y. V., Sligar, S. G. Self-assembly of discoidal phospholipid bilayer nanoparticles with membrane scaffold proteins. Nano Letters. 2 (8), 853-856 (2002).
  12. Bayburt, T. H., Sligar, S. G. Membrane protein assembly into Nanodiscs. FEBS Letters. 584 (9), 1721-1727 (2010).
  13. Skar-Gislinge, N., et al. Elliptical structure of phospholipid bilayer nanodiscs encapsulated by scaffold proteins: Casting the roles of the lipids and the protein. Journal of the American Chemical Society. 132 (39), 13713-13722 (2010).
  14. Sanders, C. R., Schwonek, J. P. Characterization of magnetically orientable bilayers in mixtures of dihexanoylphosphatidylcholine and dimyristoylphosphatidylcholine by solid-state NMR. 생화학. 31 (37), 8898-8905 (1992).
  15. Vestergaard, M., Kraft, J. F., Vosegaard, T., Thøgersen, L., Schiøtt, B. Bicelles and other membrane mimics: comparison of structure, properties, and dynamics from MD simulations. The Journal of Physical Chemistry B. 119 (52), 15831-15843 (2015).
  16. Popot, J. -. L., et al. Amphipols From A to Z. Annual Review of Biophysics. 40 (1), 379-408 (2011).
  17. Tribet, C., Audebert, R., Popot, J. -. L. Amphipols: Polymers that keep membrane proteins soluble in aqueous solutions. Proceedings of the National Academy of Sciences. 93 (26), 15047 (1996).
  18. Fernández, C., Wüthrich, K. NMR solution structure determination of membrane proteins reconstituted in detergent micelles. FEBS Letters. 555 (1), 144-150 (2003).
  19. Hiruma-Shimizu, K., Shimizu, H., Thompson, G. S., Kalverda, A. P., Patching, S. G. Deuterated detergents for structural and functional studies of membrane proteins: Properties, chemical synthesis and applications. Molecular Membrane Biology. 32 (5-8), 139-155 (2015).
  20. Krueger-Koplin, R. D., et al. An evaluation of detergents for NMR structural studies of membrane proteins. Journal of Biomolecular NMR. 28 (1), 43-57 (2004).
  21. Linke, D., Burgess, R. R., Deutscher, M. P. . Methods in Enzymology. 463, 603-617 (2009).
  22. Oliver, R. C., et al. Tuning micelle dimensions and properties with binary surfactant mixtures. Langmuir. 30 (44), 13353-13361 (2014).
  23. Orwick-Rydmark, M., Arnold, T., Linke, D. The use of detergents to purify membrane proteins. Current Protocols in Protein Science. 84 (1), (2016).
  24. Tanford, C., Reynolds, J. A. Characterization of membrane proteins in detergent solutions. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Reviews on Biomembranes. 457 (2), 133-170 (1976).
  25. Tulumello, D. V., Deber, C. M. Efficiency of detergents at maintaining membrane protein structures in their biologically relevant forms. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1818 (5), 1351-1358 (2012).
  26. Arachea, B. T., et al. Detergent selection for enhanced extraction of membrane proteins. Protein Expression and Purification. 86 (1), 12-20 (2012).
  27. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: Not just a soap opera. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1666 (1), 105-117 (2004).
  28. Tanford, C. . The Hydrophobic Effect: Formation of Micelles and Biological Membranes. , (1980).
  29. Littrell, K., Urban, V., Tiede, D., Thiyagarajan, P. Solution structure of detergent micelles at conditions relevant to membrane protein crystallization. Journal of Applied Crystallography. 33 (3 Part 1), 577-581 (2000).
  30. Oliver, R. C., et al. Dependence of micelle size and shape on detergent alkyl chain length and head group. PLOS ONE. 8 (5), e62488 (2013).
  31. Maire, M., Champeil, P., Møller, J. V. Interaction of membrane proteins and lipids with solubilizing detergents. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranes. 1508 (1), 86-111 (2000).
  32. Hong, X., Weng, Y. -. X., Li, M. Determination of the topological shape of integral membrane protein light-harvesting complex LH2 from photosynthetic bacteria in the detergent solution by small-angle X-ray scattering. Biophysical Journal. 86 (2), 1082-1088 (2004).
  33. Vinothkumar, K. R. Membrane protein structures without crystals, by single particle electron cryomicroscopy. Current Opinion in Structural Biology. 33, 103-114 (2015).
  34. Pérez, J., Koutsioubas, A. Memprot: A program to model the detergent corona around a membrane protein based on S-SAXS data. Acta Crystallographica Section D. 71 (1), 86-93 (2015).
  35. Oliver, R. C., Pingali, S. V., Urban, V. S. Designing mixed detergent micelles for uniform neutron contrast. The Journal of Physical Chemistry Letters. 8 (20), 5041-5046 (2017).
  36. Hiruma-Shimizu, K., Kalverda, A. P., Henderson, P. J. F., Homans, S. W., Patching, S. G. Synthesis of uniformly deuterated n-dodecyl-β-D-maltoside (d39-DDM) for solubilization of membrane proteins in TROSY NMR experiments. Journal of Labelled Compounds & Radiopharmaceuticals. 57 (14), 737-743 (2014).
  37. Midtgaard, S. R., et al. Invisible detergents for structure determination of membrane proteins by small-angle neutron scattering. The FEBS Journal. 285 (2), 357-371 (2018).
  38. Gabel, F., Chaudhuri, B., Muñoz, I. G., Qian, S., Urban, V. S. . Biological Small Angle Scattering: Techniques, Strategies and Tips. , 201-214 (2017).
  39. Schantz, A. B., et al. PEE-PEO Block copolymer exchange rate between mixed micelles is detergent and temperature activated. Macromolecules. 50 (6), 2484-2494 (2017).
  40. Liyana-Arachchi, T. P., et al. Bubble bursting as an aerosol generation mechanism during an oil spill in the deep-sea environment: Molecular dynamics simulations of oil alkanes and dispersants in atmospheric air/salt water interfaces. Environmental Science: Processes & Impacts. 16 (1), 53-64 (2014).
  41. Dos Santos Morais, R., et al. Contrast-matched isotropic bicelles: A versatile tool to specifically probe the solution structure of peripheral membrane proteins using SANS. Langmuir. 33 (26), 6572-6580 (2017).
  42. Maric, S., et al. Stealth carriers for low-resolution structure determination of membrane proteins in solution. Acta Crystallographica Section D. 70 (2), 317-328 (2014).
  43. Pedersen, J. S., Svaneborg, C., Almdal, K., Hamley, I. W., Young, R. N. A small-angle neutron and x-ray contrast variation scattering study of the structure of block copolymer micelles: Corona shape and excluded volume interactions. Macromolecules. 36 (2), 416-433 (2003).
  44. Urban, V. S., Kaufmann, E. N. . Characterization of Materials. , (2012).
  45. Chaudhuri, B., Muñoz, I. G., Qian, S., Urban, V. S., Cohen, I. R., et al. . Advances in Experimental Medicine and Biology. 1009, 1-268 (2017).
  46. . Submitting a Research Proposal Available from: https://neutrons.ornl.gov/users/proposals (2018)
  47. . Accompanying Bio-Deuteration Laboratory Proposal Available from: https://www.ornl.gov/sites/default/files/BDL_info_request.docx (2014)
  48. Whitten, A. E., Cai, S., Trewhella, J. MULCh: Modules for the analysis of small-angle neutron contrast variation data from biomolecular assemblies. Journal of Applied Crystallography. 41 (1), 222-226 (2008).
  49. . Scattering Length Density Calculator by National Institute of Standards and Technology (NIST) Center for Neutron Research Available from: https://www.ncnr.nist.gov/resources/activation/ (2018)
  50. Ibel, K., Stuhrmann, H. B. Comparison of neutron and X-ray scattering of dilute myoglobin solutions. Journal of Molecular Biology. 93 (2), 255-265 (1975).
  51. Holme, T., Arvidson, S., Lindholm, B., Pavlu, B. Enzymes: Laboratory-scale production. Process Biochemistry. 5 (9), 62-66 (1970).
  52. Larsson, G., Enfors, S. -. O. Protein release and foaming in Escherichia coli cultures grown in minimal medium. Bioprocess Engineering. 15 (5), 231-237 (1996).
  53. Artero, J. -. B., Hartlein, M., McSweeney, S., Timmins, P. A comparison of refined X-ray structures of hydrogenated and perdeuterated rat [gamma]E-crystallin in H2O and D2O. Acta Crystallographica Section D. 61 (11), 1541-1549 (2005).
  54. Paliy, O., Bloor, D., Brockwell, D., Gilbert, P., Barber, J. Improved methods of cultivation and production of deuteriated proteins from E. coli strains grown on fully deuteriated minimal medium. Journal of applied microbiology. 94 (4), 580-586 (2003).
  55. Sivashanmugam, A., et al. Practical protocols for production of very high yields of recombinant proteins using Escherichia coli. Protein Science. 18 (5), 936-948 (2009).
  56. Hoopes, J. T., Elberson, M. A., Preston, R. J., Reddy, P. T., Kelman, Z., Kelman, Z. . Methods in Enzymology. 565, 27-44 (2015).
  57. Leiting, B., Marsilio, F., O’Connell, J. F. Predictable deuteration of recombinant proteins expressed in Escherichia coli. Analytical Biochemistry. 265 (2), 351-355 (1998).
  58. Perkins, S. J. Estimation of deuteration levels in whole cells and cellular proteins by 1H n.m.r. spectroscopy and neutron scattering. Biochemical Journal. 199 (1), 163-170 (1981).
  59. Obom, K. M., Magno, A., Cummings, P. J. Operation of a benchtop bioreactor. Journal of Visualized Experiments. (79), e50582 (2013).
  60. Duff, A. P., Wilde, K. L., Rekas, A., Lake, V., Holden, P. J., Kelman, Z. . Methods in Enzymology. 565, 3-25 (2015).
  61. Haertlein, M., Kelman, Z., et al. . Methods in Enzymology. 566, 113-157 (2016).
  62. Meilleur, F., Weiss, K. L., Myles, D. A. A. T Micro and Nano Technologies in Bioanalysis. Methods in Molecular Biology. 544, 281-292 (2009).
  63. Naing, S. -. H., Oliver, R. C., Weiss, K. L., Urban, V. S., Lieberman, R. L. Solution structure of an intramembrane aspartyl protease via small angle neutron scattering. Biophysical Journal. 114 (3), 602-608 (2018).
  64. . Training Requirements for First Time and Repeat Users Available from: https://neutrons.ornl.gov/users (2018)
  65. . Remote Analysis Cluster Available from: https://analysis.sns.gov (2018)
  66. Franke, D., et al. ATSAS 2.8: A comprehensive data analysis suite for small-angle scattering from macromolecular solutions. Journal of Applied Crystallography. 50 (4), 1212-1225 (2017).
  67. . Software Suite Available from: https://www.embl-hamburg.de/biosaxs/download.html (2018)
  68. . Software Individual Programs Available from: https://www.embl-hamburg.de/biosaxs/software.html (2018)
  69. Konarev, P. V., Volkov, V. V., Sokolova, A. V., Koch, M. H. J., Svergun, D. I. PRIMUS: A Windows PC-based system for small-angle scattering data analysis. Journal of Applied Crystallography. 36 (5), 1277-1282 (2003).
  70. Jacques, D. A., Trewhella, J. Small-angle scattering for structural biology-Expanding the frontier while avoiding the pitfalls. Protein Science. 19 (4), 642-657 (2010).
  71. Svergun, D. Determination of the regularization parameter in indirect-transform methods using perceptual criteria. Journal of Applied Crystallography. 25 (4), 495-503 (1992).
  72. Putnam, C. D., Hammel, M., Hura, G. L., Tainer, J. A. X-ray solution scattering (SAXS) combined with crystallography and computation: defining accurate macromolecular structures, conformations and assemblies in solution. Quarterly Reviews of Biophysics. 40 (3), 191-285 (2007).
  73. Svergun, D. I., et al. Protein hydration in solution: Experimental observation by x-ray and neutron scattering. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (5), 2267-2272 (1998).
  74. Franke, D., Svergun, D. I. DAMMIF, a program for rapid ab-initio shape determination in small-angle scattering. Journal of Applied Crystallography. 42 (2), 342-346 (2009).
  75. Svergun, D. I. Restoring Low Resolution Structure of Biological Macromolecules from Solution Scattering Using Simulated Annealing. Biophysical Journal. 76 (6), 2879-2886 (1999).
  76. Jacques, D. A., Guss, J. M., Svergun, D. I., Trewhella, J. Publication guidelines for structural modelling of small-angle scattering data from biomolecules in solution. Acta Crystallographica Section D. 68 (6), 620-626 (2012).
  77. Heller, W. T., et al. The Bio-SANS instrument at the High Flux Isotope Reactor of Oak Ridge National Laboratory. Journal of Applied Crystallography. 47 (4), 1238-1246 (2014).
  78. Svergun, D. I., Koch, M. H. J. Small-angle scattering studies of biological macromolecules in solution. Reports on Progress in Physics. 66 (10), 1735 (2003).
  79. Johnson, J. L., Kalyoncu, S., Lieberman, R. L., Mus-Veteau, I. . Heterologous Expression of Membrane Proteins: Methods and Protocols. , 281-301 (2016).
check_url/kr/57901?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Oliver, R. C., Naing, S., Weiss, K. L., Pingali, S. V., Lieberman, R. L., Urban, V. S. Contrast-Matching Detergent in Small-Angle Neutron Scattering Experiments for Membrane Protein Structural Analysis and Ab Initio Modeling. J. Vis. Exp. (140), e57901, doi:10.3791/57901 (2018).

View Video