Summary

심 방 Cardiomyocytes 보존된 방출 분수와 함께 대사 증후군 관련 심장 마비의 쥐 모델에서의 격리

Published: July 26, 2018
doi:

Summary

여기, 우리가 보존된 방출 분수와 함께 대사 증후군 관련 심장 마비의 쥐 모델에서 단일 셀 심 방 cardiomyocytes의 격리에 대 한 최적화, Langendorff 기반 절차를 설명합니다. 심장 구멍의 intraluminal 압력의 수동 조절 기능 그대로 myocytes 흥분-수축-결합 연구에 대 한 적합 한를 구현 됩니다.

Abstract

이 문서에서는, 우리는 변화 증후군 (메츠)의 쥐 모델에서 단일 셀 심 방 cardiomyocytes (Acm)의 분리에 대 한 최적화, Langendorff 기반 절차 설명-관련 보존된 방출 분수 (HFpEF)와 함께 심장 마비. 메츠 관련 HFpEF의 보급은 상승 하 고, 그리고 심 cardiomyopathies 개장 하는 심 방 및 심 방 세 동와 관련 된 관련성이 높은 임상으로 심 방 개장 사망률의 독립적인 예측 인자. 격리 된 단일 셀 cardiomyocytes와 연구 자주 확증 vivo에서 조사 결과 보완 하는 데 사용 됩니다. 순환 선박 rarefication 및 조직 간 질 성 섬유 증이이 질환의 동물 모델에서 Acm의 성공적인 단일 셀 격리에 대 한 잠재적으로 제한 요소를 포즈.

우리가 실질적으로 형태학 상으로 그리고 기능적으로 그대로 Acm의 수확량을 증가 수동으로 격리 절차 동안 심장 구멍의 intraluminal 압력을 조절 하는 장치를 사용 하 여이 문제를 해결 했습니다. 인수 세포 세포 배양 및 기능성 칼슘 이미징 (, 흥분-수축-커플링) 등 다양 한 실험의 다양 한에서 사용할 수 있습니다.

우리 연구원 단계별 프로토콜, 최적화 된 솔루션, 필요한 장비 및 포괄적인 문제 해결 가이드를 준비 하는 철저 한 지침의 목록 제공 한다. 절차의 초기 구현을 오히려 어려울 수도 있습니다, 그러나 성공적인 적응 메츠 관련 광범위 한 실험에 대 한 HFpEF의 쥐 모델에서 최신의 ACM 격리를 수행 하는 독자 수 있게 됩니다.

Introduction

메츠 당뇨병 mellitus 타입-2와 심혈 관 질환 위험 요인의 클러스터를 설명 하 고 포함 하는 증가 동맥 혈압, dyslipidemia (트리 글리세라이드를 제기 하 고 고밀도 지 단백 콜레스테롤을 낮 췄 다), 금식 증가 포도 당, 그리고 중앙 비만1. 메츠의 전세계 보급 되며 지속적으로 상승2, 25-30%로 추정 된다. HFpEF은 메츠와 자주 관련 된 이기종 임상 증후군. HFpEF 및 그것의 이전 단계 (, 고혈압 성 심장 질환) 중 심장 개장은 또한 동반 atria3을 개장 하는. 감소 된 수축 성 기능 및 구조적인 변화는 왼쪽된 아 트리 움의 사망률 증가, 심 방 세 동, 및 새로운 발병 심장 마비4와 연결 되었습니다. 개장 하는 심 방 이온 채널 기능, 캘리포니아2 + 항상성, 심 방 구조, 섬유 아 세포 활성화 및 조직 섬유 증5에 변화에 의해 특징입니다. 왼쪽에 메츠 관련 HFpEF의 기본 병 적인 메커니즘 아직도 제대로 이해 하 고 더 깊이 있는 조사를 필요로 개장 하는 심 방. 동물 모델은 유용한 도구가 될 고 심 방 cardiomyopathies6,7,,89의 분야에서 많은 발전을 입증 했다.

격리 된 단일 셀 cardiomyocytes와 연구 자주 확증 vivo에서 조사 결과 보완 하는 데 사용 됩니다. 절연 및 잠재적인 후속 세포 배양, 신호 경로, 이온 채널 전류, 및 흥분-수축-커플링의 조사에 대 한 수 있습니다. 생리 적인 조건 하에서 cardiomyocytes 증식 하지 않습니다. Atrial natriuretic 요소의 transcriptional 규제 시퀀스와는 유인원 바이러스 40 큰 T 항 원 유전자 변형 쥐에서 사이의 융합 AT-110라는 첫 번째 불멸 하 게 Acm의 창조로 이끌어 냈다. AT-1 셀의 추가 개발 HL-1 셀만 순차적으로 passaged 수 없습니다 하지만 또한 저절로11계약에 상승을 했다. 그러나 그들은,, 구조와 기능 차이 덜 조직 된 열 대권 외의, hyperpolarization-활성화 안쪽으로 현재12myofibrils11, 개발의 높은 발생 등 갓 고립 된 세포에 비해 표시. 쥐와 쥐 모델의 다양 한에서 심 실 cardiomyocytes (VCM)의 절연은 잘 설립된13,14,15,16,,1718 , 19. 일반적으로, 삭제는 Langendorff 장치에 탑재 마음과 retrogradely 끼얹는다는 캘리포니아2 +-collagenases 및 프로 테아 제와 같은 소화 효소를 포함 하는 무료 버퍼. 칼슘은 다음 생리 적 조건에 단계적 방식으로 재. 그러나, Acm의 고립에 전용 프로토콜 사용할 수 있는20,21, 증가 증과 차이 압력 관련 있더라도 개장 하는 심 질환 모델에서 그들의 유용성은 제한 됩니다.

이 문서에서는, 우리는 심 방 개장 (, 특히 메츠 관련 HFpEF의 ZFS1 쥐 모델에 대 한)22를 나타내는 동물에서 심 방 단일 셀 cardiomyocytes의 격리에 대 한 프로토콜을 실행 했다. 기존 격리 프로토콜 최적화 하 고 제어 하 고 형태학 상으로 그리고 기능적으로 그대로 cardiomyocytes의 높은 수율으로 이어지는 심장 충 치의 intraluminal 압력 수정 간단 하 고, 주문 품 장치에 의해 보완 했다. 다음 프로토콜 단계별 가이드와 함께 연구원, 주문 품 장비, 솔루션의 목록 뿐만 아니라 포괄적인 문제 해결 가이드에 대 한 자세한 설명을 제공합니다.

Protocol

모든 실험 (TVA T0060/15 및 T0003 15) 지역 윤리 위원회에 의해 승인 하 고 관리 및 실험 동물 사용 (건강의 국가 학회, 미국)에 대 한 지침과 일치 하 여 수행 했다. 참고: 절차의 단순화 된 순서도 그림 1에 표시 됩니다. 1입니다. prearrangements 표 1에 따라 버퍼를 준비 합니다. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" …

Representative Results

나이의 21 주에 가능한 Acm (6.1 단계에 설명 된 대로 추정), 칼슘 다시 적응 (단계 5.4-5.7), 후의 60-90% (그림 4A)이 메서드에서 ZSF-1 비만 쥐에서 분리 수 있습니다. 쥐, Acm 다르고 VCMs24,25에 비해 더 많은 이기종 표현 형 특징입니다. 그림 4B 와 보존된 막 sarcomere 구조를 기능적으로 통합 셀의 …

Discussion

여기, 우리는 먼저 메츠 관련 HFpEF 보여 주는 심 방 개장22표시의 쥐 모델에서 단일 셀 Acm의 격리에 대 한 프로토콜을 설명 합니다. 절차는 수술 준비로 점점 어려운 대동맥의 cannulation 과도 한 지방 조직을 만들 수 있는 유일 하 게 도전. 표 2 주소 격리 절차의 가장 일반적인 문제 문제 해결 가이드 제공.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 (심장 혈관 연구, db 위한 독일 센터), DZHK에 의해 지원 되었다 EKFS (Else Kröner Fresenius 재단, F.H.), 고 (독일 교육 및 연구), BMBF BIH Charité 임상 과학자 프로그램 투자에 의해 의해 Charité-Universitätsmedizin 베를린, 베를린 건강 연구소 (F.H.).

Materials

ZSF-1 Obese rat Charles River Laboratories, Inc. 21 weeks old
Fine Iris Scissors Fine Science Tools GmbH 14094-11
Surgical Scissors Fine Science Tools GmbH 14001-18
Micro Dressing Forceps (curved, serrated) Aesculap, Inc. BD312R
Tissue Forceps (straight, 1 x 2 teeth) Aesculap, Inc. BD537R
Tying Forceps (angled) Aesculap, Inc. MA624R
Rodent and Small Animal Guillotine Kent Scientific Corp. DCAP
Low Cost Induction Chamber 3.0 L Kent Scientific Corp. SOMNO-0730 
Butterfly Winged Infusion Set 21 G Hospira, Inc. 181106101
Abbocath 16 G Hospira, Inc. 0G7149702
Microlance Hypodermic Needle Becton Dickinson GmbH 301300 modify needle to make cannula
Braun Original Perfusor Syringe 50 ml B. Braun Melsungen AG 8728810F
Braun Inject Solo Syringe 10 ml B. Braun Melsungen AG 2057926
Beaker 50ml Duran Group (DWK Life Sciences GmbH) 21 106 17
Duroplan petri dish (100 x 20 mm) Duran Group (DWK Life Sciences GmbH) 21 755 48
Seraflex Suture USP 3/0 SERAG-WIESSNER GmbH & Co. KG IC208000
VWR disposable Square Weighin Boats 100ml VWR, Inc. 10803-148
Styrofoam surface
Sodium chloride Sigma-Aldrich, Inc. 71380
Potassium chloride Sigma-Aldrich, Inc. P4504
Potassium phosphate monobasic Sigma-Aldrich, Inc. P5379
Sodium phosphate dibasic Sigma-Aldrich, Inc. S0876
Magensium sulfate heptahydrate Sigma-Aldrich, Inc. 230391
Magensium chloride Sigma-Aldrich, Inc. M8266
HEPES Sigma-Aldrich, Inc. H3375
Taurine Sigma-Aldrich, Inc. T0625
Glucose Sigma-Aldrich, Inc. G7528
2,3-Butanedione monoxime Sigma-Aldrich, Inc. B0753
Calcium chloride solution (1 M) Sigma-Aldrich, Inc. 21115
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich, Inc. A9647
Liberase Roche (Sigma-Aldrich, Inc.) LIBTM-RO
Heparin Rotexmedica GmbH 3862357
Forene (Isoflurane) Abbvie Deutschland GmbH & Co. KG 10182054
Laminin from Engelbreth-Holm-Swarm murine sarcoma basement membrane Sigma-Aldrich, Inc. L2020
WillCo glass-bottom dish 500µl 0.005mm WillCo Wells B.V. HBST-3522
Fluo4 AM Invitrogen (Thermo Fisher Scientific, Inc.) F14201 5µM for 20min at RT
Di-8-ANNEPS Invitrogen (Thermo Fisher Scientific, Inc.) D3167 10µM for 45 min at 37° C 
Mitotracker RED FM Invitrogen (Thermo Fisher Scientific, Inc.) M22425 20nM for 30 min at 37° C
Jacketed reaction vessel 500 ml Gebr. Rettberg GmbH 107024414
Jacketed reaction vessel 1000 ml Gebr. Rettberg GmbH 107025414
Jacketed bubble trap Gebr. Rettberg GmbH 134720001
ED heating immersion circulator Julabo GmbH 9116000
Reglo Digital MS-2/6 peristaltic pump Ismatec (Cole-Parmer Gmbh) ISM 831
Voltcraft Thermometer 302 K/J Conrad Electronic SE 030300546
Tubing
LSM 700 microscope Carl Zeiss, Inc.
ZEN 2.3 imaging software Carl Zeiss, Inc. 410135-1011-240 
Single channel heater controller TC-324B Warner Instruments, LLC 64-2400
8 channel perfusion system Warner Instruments, LLC 64-0185
8 channel Multi-Line In-Line Solution Heaters Warner Instruments, LLC 64-0105

References

  1. Alberti, K. G., et al. Harmonizing the metabolic syndrome: a joint interim statement of the International Diabetes Federation Task Force on Epidemiology and Prevention; National Heart, Lung, and Blood Institute; American Heart Association; World Heart Federation; International Atherosclerosis Society; and International Association for the Study of Obesity. Circulation. 120 (16), 1640-1645 (2009).
  2. . IDF Consensus Worldwide Definition of the Metabolic Syndrome Available from: https://www.idf.org/e-library/consensus-statements/60-idfconsensus-worldwide-definitionof-the-metabolic-syndrome.html (2006)
  3. Melenovsky, V., et al. Left atrial remodeling and function in advanced heart failure with preserved or reduced ejection fraction. Circulation: Heart Failure. 8 (2), 295-303 (2015).
  4. Goette, A., et al. EHRA/HRS/APHRS/SOLAECE expert consensus on atrial cardiomyopathies: definition, characterization, and clinical implication. EP Europace. 18 (10), 1455-1490 (2016).
  5. Schotten, U., Verheule, S., Kirchhof, P., Goette, A. Pathophysiological mechanisms of atrial fibrillation: a translational appraisal. Physiological Reviews. 91 (1), 265-325 (2011).
  6. Hohendanner, F., DeSantiago, J., Heinzel, F. R., Blatter, L. A. Dyssynchronous calcium removal in heart failure-induced atrial remodeling. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 311 (6), H1352-H1359 (2016).
  7. Hohendanner, F., et al. Inositol-1,4,5-trisphosphate induced Ca2+ release and excitation-contraction coupling in atrial myocytes from normal and failing hearts. The Journal of Physiology. 593 (6), 1459-1477 (2015).
  8. Tada, Y., et al. Role of mineralocorticoid receptor on experimental cerebral aneurysms in rats. Hypertension. 54 (3), 552-557 (2009).
  9. Iwasaki, Y. K., et al. Atrial fibrillation promotion with long-term repetitive obstructive sleep apnea in a rat model. Journal of the American College of Cardiology. 64 (19), 2013-2023 (2014).
  10. Field, L. J. Atrial natriuretic factor-SV40 T antigen transgenes produce tumors and cardiac arrhythmias in mice. Science. 239 (4843), 1029-1033 (1988).
  11. Claycomb, W. C., et al. HL-1 cells: a cardiac muscle cell line that contracts and retains phenotypic characteristics of the adult cardiomyocyte. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (6), 2979-2984 (1998).
  12. Sartiani, L., Bochet, P., Cerbai, E., Mugelli, A., Fischmeister, R. Functional expression of the hyperpolarization-activated, non-selective cation current I(f) in immortalized HL-1 cardiomyocytes. The Journal of Physiology. 545 (Pt 1), 81-92 (2002).
  13. Louch, W. E., Sheehan, K. A., Wolska, B. M. Methods in cardiomyocyte isolation, culture, and gene transfer. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 51 (3), 288-298 (2011).
  14. Gunduz, D., Hamm, C. W., Aslam, M. Simultaneous Isolation of High Quality Cardiomyocytes, Endothelial Cells, and Fibroblasts from an Adult Rat Heart. Journal of Visualized Experiments. (123), e55601 (2017).
  15. Li, D., Wu, J., Bai, Y., Zhao, X., Liu, L. Isolation and culture of adult mouse cardiomyocytes for cell signaling and in vitro cardiac hypertrophy. Journal of Visualized Experiments. (87), e51357 (2014).
  16. Graham, E. L., et al. Isolation, culture, and functional characterization of adult mouse cardiomyoctyes. Journal of Visualized Experiments. (79), e50289 (2013).
  17. Roth, G. M., Bader, D. M., Pfaltzgraff, E. R. Isolation and physiological analysis of mouse cardiomyocytes. Journal of Visualized Experiments. (91), e51109 (2014).
  18. Thum, T., Borlak, J. Isolation and cultivation of Ca2+ tolerant cardiomyocytes from the adult rat: improvements and applications. Xenobiotica. 30 (11), 1063-1077 (2000).
  19. Egorova, M. V., Afanas’ev, S. A., Popov, S. V. A simple method for isolation of cardiomyocytes from adult rat heart. Bulletin of Experimental Biology and Medicine. 140 (3), 370-373 (2005).
  20. Kohncke, C., et al. Isolation and Kv channel recordings in murine atrial and ventricular cardiomyocytes. Journal of Visualized Experiments. (73), e50145 (2013).
  21. Wagner, E., Brandenburg, S., Kohl, T., Lehnart, S. E. Analysis of tubular membrane networks in cardiac myocytes from atria and ventricles. Journal of Visualized Experiments. (92), e51823 (2014).
  22. Hohendanner, F., et al. Cellular mechanisms of metabolic syndrome-related atrial decompensation in a rat model of HFpEF. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 115, 10-19 (2017).
  23. Seluanov, A., Vaidya, A., Gorbunova, V. Establishing primary adult fibroblast cultures from rodents. Journal of Visualized Experiments. (44), e2033 (2010).
  24. Bootman, M. D., Higazi, D. R., Coombes, S., Roderick, H. L. Calcium signalling during excitation-contraction coupling in mammalian atrial myocytes. Journal of Cell Science. 119 (Pt 19), 3915-3925 (2006).
  25. Smyrnias, I., et al. Comparison of the T-tubule system in adult rat ventricular and atrial myocytes, and its role in excitation-contraction coupling and inotropic stimulation. Cell Calcium. 47 (3), 210-223 (2010).
  26. Pritchett, A. M., et al. Diastolic dysfunction and left atrial volume: a population-based study. Journal of the American College of Cardiology. 45 (1), 87-92 (2005).
  27. Linz, D., et al. Cathepsin A mediates susceptibility to atrial tachyarrhythmia and impairment of atrial emptying function in Zucker diabetic fatty rats. Cardiovascular Research. 110 (3), 371-380 (2016).
  28. Ackers-Johnson, M., et al. A Simplified, Langendorff-Free Method for Concomitant Isolation of Viable Cardiac Myocytes and Nonmyocytes From the Adult Mouse Heart. Circulation Research. 119 (8), 909-920 (2016).
  29. Ramanathan, T., Skinner, H. Coronary blood flow. Continuing Education in Anaesthesia Critical Care & Pain. 5 (2), 61-64 (2005).
  30. Bond, M. D., Van Wart, H. E. Characterization of the individual collagenases from Clostridium histolyticum. 생화학. 23 (13), 3085-3091 (1984).
  31. Deel, E. D., et al. In vitro model to study the effects of matrix stiffening on Ca(2+) handling and myofilament function in isolated adult rat cardiomyocytes. The Journal of Physiology. 595 (14), 4597-4610 (2017).
  32. Wuensch, E., Heidrich, H. G. [On the Quantitative Determination of Collagenase]. Hoppe-Seyler’s Zeitschrift für physiologische Chemie. 333, 149-151 (1963).
  33. Conceicao, G., Heinonen, I., Lourenco, A. P., Duncker, D. J., Falcao-Pires, I. Animal models of heart failure with preserved ejection fraction. Netherlands Heart Journal. 24 (4), 275-286 (2016).
  34. Horgan, S., Watson, C., Glezeva, N., Baugh, J. Murine models of diastolic dysfunction and heart failure with preserved ejection fraction. Journal of Cardiac Failure. 20 (12), 984-995 (2014).
check_url/kr/57953?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Bode, D., Guthof, T., Pieske, B. M., Heinzel, F. R., Hohendanner, F. Isolation of Atrial Cardiomyocytes from a Rat Model of Metabolic Syndrome-related Heart Failure with Preserved Ejection Fraction. J. Vis. Exp. (137), e57953, doi:10.3791/57953 (2018).

View Video