Un modello Versatile di infestazione del battito duro sui conigli di laboratorio
Summary
Abbiamo sviluppato un sistema semplice e versatile per zecche dure si nutrono di conigli di laboratorio. Il nostro protocollo non laborioso utilizza materiali facilmente accessibile e può essere regolata a seconda delle esigenze delle varie impostazioni sperimentali. Il metodo consente monitoraggio confortevole e/o campionamento di zecche durante l’intero periodo d’alimentazione.
Abstract
L’uso di animali vivi nella ricerca di segni di graduazione è cruciale per una varietà di scopi sperimentali, compreso il mantenimento di colonie di zecca Dura in laboratorio. In segni di graduazione, tutti gli stadi di sviluppo (ad eccezione di uovo) sono ematofagi e acquisire un pasto di sangue quando collegato ai loro ospiti vertebrati è essenziale per il completamento del loro ciclo di vita. Qui dimostriamo un metodo semplice che utilizza capsule facilmente apribile per l’alimentazione delle zecche dure sui conigli. I vantaggi del metodo proposto sono la sua semplicità, la breve durata e la regolazione soprattutto versatile per le esigenze delle specifiche esigenze sperimentali. Il metodo rende possibile l’uso di camere multiple (di varie dimensioni) sull’animale stesso, che consente l’alimentazione di più fasi o differenti gruppi sperimentali riducendo il requisito generale degli animali. I materiali non-irritante e facilmente accessibili utilizzati riduce al minimo disagio agli animali, che può essere facilmente recuperato da un esperimento e offerto per adozione o riutilizzati se il protocollo etico lo consente.
Introduction
Le zecche dure (Ixodidae) sono ben note come artropodi alimentazione lente e possono essere fissate su un host per diversi giorni, o settimane, a seconda della specie e dello sviluppo della fase1. Questi artropodi ematofagi obbligatoria sono vettori di un’ampia varietà di agenti infettivi, quali batteri, protozoi e virus e quindi presentano un rischio significativo per gli esseri umani e di salute degli animali1. Quando studiando biologia tick o valutare nuovi metodi di controllo, l’istituzione di una zecca efficace sistema di alimentazione è fondamentale per progettare esperimenti efficacemente e di realizzare l’obiettivo dello studio. Recentemente, diversi sistemi di alimentazione artificiale tick (evitando l’uso di animali vivi) sono stati sviluppati2,3,4 e devono essere utilizzate quando possibile. Tuttavia, questi sistemi non sono in grado di sostituire completamente la zecca nutrendosi di animali vivi, e non sono sostituti adatti per molte condizioni fisiologiche necessarie per gli studi scientifici. Pertanto, in alcuni casi, l’uso degli eserciti animale sperimentale è fondamentale per garantire la pertinenza dei risultati sperimentali.
Conigli di laboratorio della Nuova Zelanda hanno dimostrato di essere i padroni di casa più adatte e accessibile per diversi Ixodidae zecche specie5,6,7,8,9. Due strategie comuni di zecca nutrendosi di conigli sono state usate frequentemente: a) che si alimenta sul coniglio orecchie coperte con cotone panno o calzini6,7e b) di alimentazione in neoprene, nylon bottiglie10 o cotone sacchetti9 camere11 incollato alla parte posteriore del coniglio. L’alimentazione sulle orecchie di coniglio non è un sistema elegante, perché le zecche (soprattutto nelle prime fasi, larve o ninfe) possono strisciare e allegare profondo nel condotto uditivo, che è a disagio per l’animale e rende il monitoraggio del battito di alimentazione e/o il recupero di engorged zecche sono difficili. Questo sistema è anche limitato a solo due gruppi di segni di graduazione su orecchie completamente coperte da calze protetti da collari elisabettiani, che rappresenta un notevole disagio per l’animale. Altri sistemi9,10,11 sono decisamente più avanzato e ben si adatta per la manutenzione di Colonia di zecca Dura. Tuttavia, sono limitati nel numero di gruppi sperimentali collocato sul coniglio, così come nelle dimensioni/forme modificabili delle sezioni d’alimentazione. Inoltre, questi protocolli richiedono spesso zoppicando le gambe posteriori coniglio per evitare graffi e l’uso di collari elisabettiani per impedire di governare.
Qui proponiamo un metodo semplice, non faticoso e molto efficace per nutrire più gruppi di zecche dure in camere chiuse incollate al coniglio torna coperto da una giacca, eliminando la necessità di collari elisabettiani o zoppicando durante l’esperimento. In particolare, il nostro sistema utilizza capsule elastiche fatto da un foglio di schiuma di etilene vinil acetato (EVA) protette con rete di zanzara e incollato al coniglio rasato indietro con rapida solidificazione (3 min) colla di lattice non irritante. Questa tecnica permette il collegamento di più capsule di forma e dimensione desiderata, e poche settimane dopo l’esperimento i conigli sono completamente recuperati. Il sistema è adatto soprattutto per le fasi di zecca Dura Ninfale e adulto, ma con una piccola modifica può essere utilizzato per le larve di alimentazione pure. I metodi di base di schiuma di EVA per battito duro d’alimentazione possono essere adattati ad altri tipi di vertebrati host, ad esempio le pecore (che sono indicate come una delle alternative in questa carta).
Protocol
Representative Results
Discussion
Il passo più importante in questo intero protocollo è quello di incollare la capsula con fermezza alla pelle rasata. Per questo motivo, una pressione costante per almeno 3 minuti è critica, specialmente agli angoli. Quando inoculare le zecche nella capsula, è importante applicare loro in profondità l’angolo opposto da quello aperto per evitare la fuga di graduazione durante la sigillatura. Quando si pianificano gli esperimenti, assicurarsi che tutte le capsule sono coperto dalla giacca per evitare danni da masticare…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Riconosciamo l’assistenza tecnica di Evelyne Le Naour, Istituto nazionale francese di ricerca agronomica (INRA), Alain Bernier (INRA) e Océane Le Bidel (ANSES). Consuelo Almazán è stato sostenuto da una borsa di studio dal laboratorio di eccellenza, integrativa biologia of Emerging Infectious Diseases (LabEx IBEID), Istituto Pasteur. I conigli e le pecore sono state acquistate dall’ANSES. Parte di questo lavoro è stato finanziato dagli istituti nazionali di sovvenzione di salute RO1AI090062 a Y. Park. Dr. Jeffrey L. Blair è riconosciuto per la revisione del manoscritto.
Materials
| New Zealand Rabbits (2.5-3.5 kg) | Charles River | Strain Code 571 | |
| Rambouillet sheep | Local provider-tick free farm | Female 6 months old | |
| EVA foam 5 mm thick | Cosplay Shop | EVA-PE451kg (950mm x 450mm) | 10 mm PE45kg foam from the Cosplay Shop may be used for the large adult tick species |
| Foam Sheet 9" X 12" 6 mm-White | Amazon | FOAMSHT6-20 | 6 mm-EVA foam ca be ordered via Amazon as an alternative to the foam from Cosplay Shop |
| Full length rabbit jackets | Harvard Apparatus, Inc. | 620077- medium, 6270078 – large | |
| Non-toxic latex glue | Tear mender | Fabric & Leather Adhesive | |
| Tubular cotton orthopedic stockinette | BSN Medical | 9076 (12-15 cm wide) | |
| Mosquito mesh | Loisirs Creatifs | Very fine filter nylon mesh fabric | Any mosquito mesh, or curtain material with the mesh size less than 50 microns is suitable. |
| Leukoplast | BSN medical S.A.S | LF 72361-02 | |
| Adhesive hook-and-loop tape | AIEX store | AIEX 39.37 Feet/12m Hook and Loop Self Adhesive Tape Roll, 20 mm width, white colour | Fullfiled by Amazon |
| Fast drying glue | Fixtout | Superglue |
References
- Sonenshine, D. E., Roe, M. Ticks, People and Animals. Biology of Ticks, Vol I. , (2014).
- Kröber, T., Guerin, P. M. In vitro feeding assays for hard ticks. Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).
- Bonnet, S., Jouglin, M., Malandrin, L., Becker, C., Agoulon, A., L’hostis, M., Chauvin, A. Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus.ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique. Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).
- Bonnet, S., Liu, X. Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission. Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).
- Khols, G. M. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain Wood Tick, Dermacentor andersoni Stiles. Culture methods for invertebrate animals. , (1937).
- Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum Neumann (Acari: Ixodidae) [Coelhos (Oryctolagus cuniculus) como hospedeiros experimentais de Amblyomma dubitatum Neumann (Acari: Ixodidae). Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).
- Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbits. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).
- Sonenshine, D. E. Maintenance of ticks in the laboratory. Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors. , (1999).
- Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory. Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).
- Bouchard, K. R., et al. Maintenance and experimental infestation of ticks in the laboratory setting. Biology of Disease Vectors. , (2005).
- Jones, L. D., Davies, C. R., Steele, G. M., Nutall, P. A. The rearing and maintenance of ixodid and argasid ticks in the laboratory. Animal Technology. 39, 99-106 (1988).
- Slovák, M., Labuda, M., Marley, S. E. Mass laboratory rearing of Dermacentor reticulatus ticks (Acarina, Ixodidae). Biologia, Bratislava. 57 (2), 261-266 (2002).
- Rechav, Y., Dauth, J. Development of resistance in rabbits to immature stages of the Ixodid tick Rhipicephalus appendiculatus. Medical and Veterinary Entomology. 1, 177-183 (1987).
- Zacarias do Amaral, M. A., Azevedo Prata, M. C., Daemon, E., Furlong, J. Biological parameters of cattle ticks fed on rabbits. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 21 (1), 22-27 (2012).
