Summary

Eine optimierte Rhizobox-Protokoll zum Wurzelwachstum und Reaktionsfähigkeit auf lokalisierte Nährstoffe zu visualisieren

Published: October 22, 2018
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Summary

Visualisieren und Wurzel Wachstum in Situ Messung ist extrem schwierig. Wir präsentieren Ihnen eine anpassbare Rhizobox Methode um WURZELENTWICKLUNG und Verbreitung im Laufe der Zeit als Reaktion auf Nährstoffanreicherung zu verfolgen. Diese Methode wird verwendet, um Mais genotypischen Unterschiede in der Wurzel Plastizität als Reaktion auf eine organische Stickstoff-Quelle zu analysieren.

Abstract

Wurzeln sind notorisch schwierig zu studieren. Boden ist eine visuelle und mechanische Barriere, so dass es schwierig zu verfolgen Wurzeln in Situ ohne zerstörerische Ernte oder teure Ausrüstung. Wir präsentieren Ihnen eine anpassbare und erschwingliche Rhizobox Methode, die ermöglicht die zerstörungsfreie Visualisierung des Wurzelwachstums im Laufe der Zeit und ist besonders gut geeignet zum Studium Wurzel Plastizität als Reaktion auf lokalisierte Ressource Patches. Die Methode wurde durch die Bewertung Mais genotypischen Variation in Plastizität Antworten zu Patches, enthält 15N beschriftet Hülsenfrucht Rückstände überprüft. Methoden werden beschrieben erhalten repräsentative Entwicklungsstörungen Messungen im Laufe der Zeit, Wurzel Länge Dichte in Ressource-haltigen und Kontrolle-Patches zu messen, berechnen Wurzel Wachstumsraten und 15N Einziehung durch Pflanzenwurzeln und Triebe zu bestimmen. Vorteile, Einschränkungen und mögliche zukünftige Anwendungen der Methode werden ebenfalls behandelt. Obwohl darauf geachtet werden muss, um sicherzustellen, dass die Versuchsbedingungen Stamm Wachstum Daten nicht beeinflussen, ergibt das Rhizobox Protokoll hier vorgestellten zuverlässige Ergebnisse wenn genügend Aufmerksamkeit zum Detail durchgeführt.

Introduction

Obwohl oft übersehen im Vergleich zu ihren oberirdischen Pendants, Wurzeln spielen eine wichtige Rolle im Werk Nährstoff Erwerb. Angesichts der erheblichen CO2-Kosten von Wurzel-Bau und Unterhalt, haben Pflanzen Mechanismen entwickelt, um die Wurzeln nur wo Nahrungssuche die Investition Wert ist. Wurzel-Systeme können so effizient und dynamisch Ressource Patches abbauen von proliferierenden in Hotspots, heraufregulierende Raten von Aufnahme und schnell translocating Nährstoffe, das Phloem für weiteren Transport1. Plastizität Antworten können variieren zwischen Werk Arten oder Genotypen2,3 und abhängig von der chemischen Form der Nährstoff mit4,5. Variation in Wurzel Plastizität sollte darüber hinaus als Verständnis für komplexe Wurzel Antworten auf heterogenen Bodenressourcen Zucht und Managementstrategien zur Effizienzsteigerung der Nährstoff Verwendung in der Landwirtschaft informieren könnte untersucht werden.

Trotz seiner Notwendigkeit und Relevanz für Verständnis Anlagensysteme bietet Visualisierung und Quantifizierung von Wurzel Plastizität bei relevanten Skalen technische Herausforderungen. Ausgraben der Wurzel-Krone aus dem Boden (“Shovelomics”6) ist eine gängige Methode, aber feine Wurzeln nutzen kleine Poren zwischen Bodenaggregate und Ausgrabung führt unweigerlich zu einem gewissen Grad der Verlust dieser fragilen Wurzeln. Des weiteren macht zerstörerischen Ernte es unmöglich, Veränderungen in einem Root-System im Laufe der Zeit zu folgen. In Situ bildgebende Verfahren wie berechnet Röntgentomographie ermöglichen direkten Visualisierung der Wurzeln und Bodenressourcen bei hoher räumlicher Auflösung7, aber sind teuer und erfordern speziellen Ausrüstung. Hydroponische Experimente vermeiden Sie Abhängigkeiten verbunden mit Wurzeln aus dem Boden zu extrahieren, aber Wurzel Morphologie und Architektur unterscheiden sich in wässrigen Medien im Vergleich zu mechanischen Einschränkungen und biophysikalischen Komplexität der Böden8,9. Schließlich können nicht mit Entwicklungsstörungen Plastizität in diesen künstlichen Medien Rhizosphäre Prozesse und Funktionen integriert werden.

Wir präsentieren Ihnen ein Protokoll für den Bau und die Verwendung von Rhizoboxes (schmal, Clear-seitig rechteckigen Behälter) als eine kostengünstige, anpassbare Methode Wurzelwachstum im Boden im Laufe der Zeit zu charakterisieren. Speziell gestaltete Rahmen fördern Wurzeln wachsen bevorzugt gegen die Rückwand durch Gravitropismus, Steigerung der Genauigkeit der Wurzel Längenmessungen. Rhizoboxes sind häufig verwendet, um das Wurzelwachstum und Rhizosphäre Interaktionen10,11,12zu studieren, aber die hier vorgestellte Methode bietet einen Vorteil in der Einfachheit mit seinem Einkammer-Design und preiswerte Materialien, und dient zur Wurzel Antworten auf lokalisierte Nährstoffe zu studieren. Die Methode könnte jedoch auch an eine Reihe von anderen Wurzel und Rhizosphäre Prozesse wie Intra/speziesübergreifenden Wettbewerb, räumliche Verteilung von chemischen Verbindungen, Mikroben oder Enzym-Aktivität zu studieren. Hier untersuchen wir genotypischen Unterschiede zwischen Maishybride als Reaktion auf Flecken von 15N beschriftet Hülsenfrucht Rückstände und Highlight repräsentative Ergebnisse, die Rhizobox-Methode zu validieren.

Protocol

1. Vorbereitung der Vorder- und Rückwände und Abstandhalter Bereiten Sie die vorderen und hinteren Paneele. Schnitt zwei Stücke von klaren 0,635 cm dickem Acryl bis 40,5 cm breit und 61 cm lang pro Box oder vorgeschnittene Stücke (siehe Tabelle der Materialien) zu erwerben. Mit einem Bohrer für Acryl, Bohren Sie Löcher 0,635 cm Durchmesser 1,3 cm aus den seitlichen Rändern bei 2,5, 19, 38 und 53,3 cm von der Spitze. Bohren Sie Löcher 1,3 cm vom unteren Rand bei 2,5, 2…

Representative Results

Wurzeln wuchs bevorzugt gegen die Rückseite der Box, wie erwartet. Insgesamt verfolgt Wurzellänge auf der Rückseite der Box lag zwischen 400 und 1.956 cm, verglichen mit 93-758 cm auf der Vorderseite der Box. Paarweise Pearson Korrelationskoeffizienten zwischen gescannten Wurzellänge und vektorisierte Wurzellänge auf der Vorderseite der Box, Kabelverschraubungen, berechnet wurden und die Summe der Vorder- und Rückseite wurde verwendet, um festzustellen, ob genau nachzeichnen total W…

Discussion

Die in diesem Protokoll beschriebenen Rhizoboxes kann verwendet werden, für vielfältige Fragen in der Wurzel und Rhizosphäre Wissenschaft, und haben festgestellt, dass diverse anderswo verwendet10,20,21,22,23 , 24 , 25. andere Forscher haben erfasst Zeitraffer Bilder von Rhizoboxes<sup cl…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Autoren möchten anonyme Gutachter für ihr Feedback, sowie j.c. Cahill und Tan Bao für erste Orientierung auf die Entwicklung des Rhizobox-Protokolls zu bestätigen. Finanzierung wurde von der Stiftung für Nahrung und Landwirtschaft Forschung, das US Department of Agriculture (USDA) National Institute of Food and Agriculture, landwirtschaftliche Experiment-Station Projekt CA-D-PLS-2332-H, um A.G. und von der UC Davis Abteilung der Pflanze zur Verfügung gestellt Wissenschaften durch ein Stipendium um j.s.

Materials

1.27 cm diameter PVC pipe JM Eagle 530048 305 cm per box, cut into lengths as specified in the protocol
PVC side elbows Lasco 315498 2 per box
PVC 90-degree elbows Charlotte PVC 02300 0600 4 per box
PVC T joints Charlotte PVC 02402 0600 4 per box
Extruded acrylic panes TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 40.5 cm wide x 61 cm long
HDPE spacers (sides) TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 57 cm long
HDPE spacers (bottom) TAP Plastics N/A 1 per box, 0.64 cm thick x 2.5 cm wide x 40.5 cm long
HDPE spacers (patch) TAP Plastics N/A 2 per box, 0.64 cm thick x 3.8 cm wide x 28 cm long
Polyester batting Fairfield #A-X90 2.5 cm x 40.5 cm strip per box
20-thread screws N/A N/A 3.2 cm long, 0.64 cm diameter
Washers N/A N/A 0.64 cm internal diameter
Hex nuts N/A N/A sized to fit the screws
Light deprivation fabric Americover, Inc. Bold 8WB26.5 1 piece 95 cm wide and 69 cm long per box
Sand Quikrete No. 1113
Field soil N/A N/A
Transparencies for tracing FXN FXNT1319100S One per side of the box to be traced

References

  1. Hodge, A. Roots: The Acquisition of Water and Nutrients from the Heterogeneous Soil Environment. Progress in Botany 71. , 307-337 (2010).
  2. Grossman, J. D., Rice, K. J. Evolution of root plasticity responses to variation in soil nutrient distribution and concentration. Evolutionary Applications. 5 (8), 850-857 (2012).
  3. Zhang, H., Forde, B. G. An Arabidopsis MADS box gene that controls nutrient-induced changes in root architecture. Science. 279 (5349), 407-409 (1998).
  4. Hodge, A., Stewart, J., Robinson, D., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Competition between roots and soil micro-organisms for nutrients from nitrogen-rich patches of varying complexity. Journal of Ecology. 88 (1), 150-164 (2000).
  5. Trachsel, S., Kaeppler, S. M., Brown, K. M., Lynch, J. P. Shovelomics: high throughput phenotyping of maize (Zea mays L.) root architecture in the field. Plant and Soil. 341 (1-2), 75-87 (2011).
  6. Rogers, E. D., Monaenkova, D., Mijar, M., Nori, A., Goldman, D. I., Benfey, P. N. X-ray computed tomography reveals the response of root system architecture to soil texture. Plant Physiology. , (2016).
  7. Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. Effect of mechanical constraint on nodal and seminal root system of maize plants. Comptes Rendus De L Academie Des Sciences Serie Iii-Sciences De La Vie-Life Sciences. 321 (1), 63-71 (1998).
  8. Lin, Y., Allen, H. E., Di Toro, D. M. Barley root hair growth and morphology in soil, sand, and water solution media and relationship with nickel toxicity. Environmental Toxicology and Chemistry. 35 (8), 2125-2133 (2016).
  9. Wenzel, W. W., Wieshammer, G., Fitz, W. J., Puschenreiter, M. Novel rhizobox design to assess rhizosphere characteristics at high spatial resolution. Plant and Soil. 237 (1), 37-45 (2001).
  10. Spohn, M., Carminati, A., Kuzyakov, Y. Soil zymography – A novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil. Soil Biology and Biochemistry. 58, 275-280 (2013).
  11. Vollsnes, A. V., Futsaether, C. M., Bengough, A. G. Quantifying rhizosphere particle movement around mutant maize roots using time-lapse imaging and particle image velocimetry. European Journal of Soil Science. 61 (6), 926-939 (2010).
  12. Hewitt, E. J. . Sand and Water Culture Methods Used in the Study of Plant Nutrition. , (1966).
  13. Choudhary, M. I., Shalaby, A. A., Al-Omran, A. M. Water holding capacity and evaporation of calcareous soils as affected by four synthetic polymers. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (13-14), 2205-2215 (1995).
  14. Bakker, P. A. H. M., Berendsen, R. L., Doornbos, R. F., Wintermans, P. C. A., Pieterse, C. M. J. The rhizosphere revisited: root microbiomics. Frontiers in Plant Science. 4, 2013 (2013).
  15. McNear, D. H. The Rhizosphere – Roots, Soil, and Everything In Between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  16. Ortas, I. Determination of the extent of rhizosphere soil. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 28 (19-20), 1767-1776 (1997).
  17. . Carbon (13C) and Nitrogen (15N) Sample Preparation Available from: https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15nsamplepreparation.html (2018)
  18. Barraclough, D. 15N isotope dilution techniques to study soil nitrogen transformations and plant uptake. Fertilizer research. 42 (1-3), 185-192 (1995).
  19. Belter, P. R., Cahill, J. F. Disentangling root system responses to neighbours: identification of novel root behavioural strategies. AoB PLANTS. 7, (2015).
  20. Nagel, K. A., et al. GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons. Functional Plant Biology. 39 (11), 891-904 (2012).
  21. Adu, M. O., Yawson, D. O., Bennett, M. J., Broadley, M. R., Dupuy, L. X., White, P. J. A scanner-based rhizobox system enabling the quantification of root system development and response of Brassica rapa seedlings to external P availability. Plant Root. 11, 16-32 (2017).
  22. Neumann, G., George, T. S., Plassard, C. Strategies and methods for studying the rhizosphere-the plant science toolbox. Plant and Soil. 321 (1-2), 431-456 (2009).
  23. Bodner, G., Alsalem, M., Nakhforoosh, A., Arnold, T., Leitner, D. RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (126), e56251-e56251 (2017).
  24. Kuchenbuch, R. O., Ingram, K. T. Image analysis for non-destructive and non-invasive quantification of root growth and soil water content in rhizotrons. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 165 (5), 573-581 (2002).
  25. Dresbøll, D. B., Thorup-Kristensen, K., McKenzie, B. M., Dupuy, L. X., Bengough, A. G. Timelapse scanning reveals spatial variation in tomato (Solanum lycopersicum L.) root elongation rates during partial waterlogging. Plant and Soil. 369 (1-2), 467-477 (2013).
  26. Wu, J., et al. RhizoChamber-Monitor: a robotic platform and software enabling characterization of root growth. Plant Methods. 14 (1), 44 (2018).
  27. Rogers, S. W., Moorman, T. B., Ong, S. K. Fluorescent In Situ Hybridization and Micro-autoradiography Applied to Ecophysiology in Soil. Soil Science Society of America Journal. 71 (2), 620-631 (2007).
  28. Eickhorst, T., Tippkötter, R. Detection of microorganisms in undisturbed soil by combining fluorescence in situ hybridization (FISH) and micropedological methods. Soil Biology and Biochemistry. 40 (6), 1284-1293 (2008).
  29. Spohn, M., Kuzyakov, Y. Distribution of microbial- and root-derived phosphatase activities in the rhizosphere depending on P availability and C allocation – Coupling soil zymography with 14C imaging. Soil Biology and Biochemistry. 67, 106-113 (2013).
  30. Lv, G., Kang, Y., Li, L., Wan, S. Effect of irrigation methods on root development and profile soil water uptake in winter wheat. Irrigation Science. 28 (5), 387-398 (2010).
  31. Asseng, S., Ritchie, J. T., Smucker, A. J. M., Robertson, M. J. Root growth and water uptake during water deficit and recovering in wheat. Plant and Soil. 201 (2), 265-273 (1998).
  32. Hernandez-Ramirez, G., et al. Root Responses to Alterations in Macroporosity and Penetrability in a Silt Loam Soil. Soil Science Society of America Journal. 78 (4), 1392-1403 (2014).
  33. Zhang, Y. L., Wang, Y. S. Soil enzyme activities with greenhouse subsurface irrigation. Pedosphere. 16 (4), 512-518 (2006).
  34. Robinson, D., Hodge, A., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. Plant root proliferation in nitrogen-rich patches confers competitive advantage. Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 266 (1418), 431-435 (1999).
  35. Lobet, G., Draye, X. Novel scanning procedure enabling the vectorization of entire rhizotron-grown root systems. Plant Methods. 9, 1 (2013).
  36. Swarup, R., Wells, D. M., Bennett, M. J. Root Gravitropism. Plant Roots: The Hidden Half. , (2013).
  37. Smit, A. L., Bengough, A. G., Engels, C., van Noordwijk, M., Pellerin, S., van de Geijn, S. C. . Root Methods: A Handbook. , (2000).
  38. van Dusschoten, D., et al. Quantitative 3D Analysis of Plant Roots Growing in Soil Using Magnetic Resonance Imaging1[OPEN]. Plant Physiology. 170 (3), 1176-1188 (2016).
  39. Metzner, R., et al. Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification. Plant Methods. 11, 17 (2015).
check_url/kr/58674?article_type=t

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Cite This Article
Schmidt, J. E., Lowry, C., Gaudin, A. C. An Optimized Rhizobox Protocol to Visualize Root Growth and Responsiveness to Localized Nutrients. J. Vis. Exp. (140), e58674, doi:10.3791/58674 (2018).

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