JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
생물학

Kwantificeren van de leukocyten Egress via de lymfevaten van lymfkliertest huid en tumoren

Published: January 07, 2019
doi:
10.3791/58704
, , , , ,
1Department of Cell, Developmental, & Cancer Biology,Oregon Health and Science University, 2Department of Molecular Microbiology & Immunology,Oregon Health and Science University, 3Department of Dermatology,Oregon Health and Science University, 4Knight Cancer Institute,Oregon Health and Science University

Summary

Hier tonen we de methoden voor in vivo kwantificering van leukocyten egress van naïef, ontstoken, en kwaadaardige lymfkliertest huid. Wij voeren een head-to-head vergelijking van twee modellen: transdermaal FITC toepassing en in situ photoconversion. Bovendien tonen wij het nut van photoconversion voor het bijhouden van leukocyten egress van cutane tumoren.

Abstract

Leukocyten egress uit perifere weefsels naar zuig lymfeklieren is niet alleen cruciaal voor immuun toezicht en inleiding maar draagt ook bij aan de resolutie van de perifere weefsel reacties. Hoewel een verscheidenheid van methoden worden gebruikt om te kwantificeren leukocyte egress uit niet-lymfoïde, perifere weefsels, blijven de cellulaire en moleculaire mechanismen die context-afhankelijke egress regeren slecht begrepen. Hier beschrijven we het gebruik van in situ photoconversion voor kwantitatieve analyse van leukocyten egress van lymfkliertest huid en tumoren. Photoconversion zorgt voor de directe etikettering van leukocyten woonachtig binnen cutane weefsel. Hoewel de blootstelling van de huid aan violet licht lokale induceert inflammatoire reacties gekenmerkt door leukocyten infiltreert en vasculaire leakiness, in een head-to-head vergelijking met transdermale toepassing van fluorescente verklikstoffen, photoconversion specifiek Label trekkende dendritische cel populaties en gelijktijdig ingeschakeld de kwantificering van myeloïde en lymfoïde egress van cutane microenvironments en tumoren. De mechanismen van leukocyten egress blijven een ontbrekende onderdeel in ons begrip van intratumoral leukocyten complexiteit zal, en aldus de toepassing van de instrumenten die hierin worden beschreven uniek inzicht in de dynamiek van tumor immuun microenvironments beide bij steady state en in reactie op de therapie.

Introduction

Perifere weefsel immuunresponsen zijn gevormd, niet alleen door leukocyten aanwerving aan de sites van ontsteking, maar ook door mechanismen die hun latere retentie regelen. Dus, beschermende immuniteit is ingegeven door cumulatieve cellulaire en moleculaire mechanismen die bepalen of een leukocyte invoert, blijft binnen, of liever gezegd migreert is uit perifere weefsel via de lymfevaten. Nog belangrijker is, is de neiging voor leukocyten om af te sluiten van weefsel via de lymfevaten (zogenaamde egress) gekoppeld aan hun gespecialiseerde functies. Dendritische cellen (DC) verwerven trekgedrag in reactie op signalen van de rijping leidt tot antigeen vervoer en presentatie in het aftappen lymfklieren (dLN), een proces dat nodig is voor adaptieve immuniteit1. Opruiming myeloïde cellen, zoals macrofagen en neutrofielen, dienen apoptotic puin door fagocytose te wissen. Tijdens de bacteriële infectie, neutrofielen egress weefsel en uiteindelijk ondergaan apoptosis in dLNs2 en een model van DSS-geïnduceerde colitis, gegevens ondersteunt de hypothese dat de macrofaag egress is noodzakelijk om te lossen lokale ontsteking3. Of neutrofiele en macrofaag egress plaatsvindt in alle inflammatoire contexten, is echter onbekend. Bewijs voor T lymfocyten uitgang uit de steady-state4,,5,,6,7, besmette8en ontstoken4,9,10, 11,12 perifere, niet-lymfoïde weefsels geeft aan dat T-cellen actief recirculate, hoewel de weefsel gebaseerde signalen die deze afslag rijden blijven slecht begrepen. Verschillende studies hebben geïdentificeerd signalen nodig voor de directionele overgang naar het aftappen van lymfatische haarvaten en latere egress inclusief chemokine (C-C motief) ligand 21 (CCL21) en de receptor CCR74,11, 13, chemokine (C-X-C motief) ligand 12 (CXCL12) en de receptor CXCR42,14, en sphingosine-1-fosfaat (S1P)10,15,16. Deze mechanismen zijn niet actief in alle contexten, echter, en of ze bepalen uitgang van alle celtypes blijft een open vraag. Nog belangrijker is, verder vereist inzicht in de mechanismen die egress en haar functionele relevantie in ziekte regeren kwantitatieve in-vivo analysemethoden.

Verschillende methoden zijn gebruikt om het kwantificeren van de uitgang in meerdere diermodellen in vivo met inbegrip van directe cannulation van lymfevaten, adoptief overdracht van ex vivo label leukocyten, transdermale toepassing van fluorescente verklikstoffen, injectie van gelabelde deeltjes, en in vivo photoconversion17,18. Directe cannulation van de lymfevaten afferent muis is moeilijk en kleine dieren beperkt door de hoeveelheid vloeistof die kunnen worden verzameld. Dus cannulation is grotendeels uitgevoerd in grote dieren (bv., schapen) waar dergelijke chirurgische manipulaties zijn praktische. Deze studies leveren direct bewijs voor de aanwezigheid van zowel lymfoïde en myeloïde cellen in lymfe10,19,20. Bovendien, schapen modellen onthullen dat acute en chronische ontsteking lymfocyt aanwezigheid in lymfe steeg met bijna 100-fold10,–21.

Adoptief overdracht van gelabelde en genetisch gemanipuleerde lymfocyten belangrijker is gebleken dat CCR7 vereist voor de uitgang van CD4 is+ T cellen van acuut ontstoken huid5,11, terwijl de voorbehandeling van lymfocyten met het kleine molecuul S1P receptor agonist remt FTY720, slechts gedeeltelijk hun egress-10. Interessant is dat de uitgang van overgedragen lymfocyten van chronisch ontstoken huid is CCR7-onafhankelijke10, maar kan gedeeltelijk CXCR49vereisen. Adoptief overdracht experimenten, leveren niet-fysiologische aantal ex vivo echter geactiveerd en gelabelde lymfocyten in weefsel via injectie, dat de biomechanische omgeving van weefsels en een verhoogde interstitiële vloeistof druk verandert dat opent eerste lymfatische haarvaten en veranderen hun vervoer eigenschappen22. Als een alternatieve, transdermale toepassing van fluoresceïne-isothiocyanaat (FITC) in de aanwezigheid of afwezigheid van dermale irriterende stoffen (bv., dibutylftalaat, DBP) of infectie23,24 voorziet in het bijhouden van fagocytische cellen die accumuleren tracer en migreren naar dLNs. Evenzo fluorescently geëtiketteerde tumoren een manier bieden waarmee bijhouden fagocytische cellen die tumor materiële25hebben opgeslokt. Deze methoden hebben verstrekt belangrijk inzicht verschaffen in de mechanismen die regeren DC uitgang13,14,17,26,27 , maar zijn niet in staat om bij te houden van niet-fagocytische lymfocyten en interpretatie kunnen worden bemoeilijkt door gratis lymfedrainage van oplosbare FITC dus labeling niet-trekvogels, LN resident DCs.

U kunt ook is intravital microscopie een krachtig hulpmiddel waarmee voor in vivo bijhouden van fysiologisch relevante leukocyte populaties in real-time28,29. Gebruikt in combinatie met de verslaggever muizen en antilichaam gebaseerde in vivo immunefluorescentie labeling, intravital microscopie is gebleken dat de complexe ruimtelijke en temporele dynamiek van immuun cel mensenhandel, waaronder interstitiële migratie30 , zielsverhuizing over de lymfatische endotheel, passage binnen de lymfatische lumen en migratie op LN vermelding28,31. Brede goedkeuring van intravital beeldvormingstechnieken wordt beperkt door de kosten, de nodige expertise voor instellen, en doorvoer voor het kwantificeren van meerdere celtypen beperkt. Nog steeds, koppeling van de kwantitatieve methodes die het analyseren van de populatiedynamiek weefsels met intravital imaging geven extra en belangrijk mechanistische inzicht met betrekking tot de mechanismen van de motiliteit en migratie naar en binnen lymfatische haarvaten 18 , 31 , 32.

Bijgevolg, in vivo photoconversion heeft ontpopt als een methode voor het in situ labelen, waarmee onafhankelijk van fagocytische activiteit, en voor de kwantificering van fysiologische leukocyte egress (wanneer in combinatie met stroom cytometry) in de afwezigheid of aanwezigheid van uitdaging. Constitutively express Kaede-Tg muizen een proteïne van stony koraal dat groene fluorescentie (Kaede groene) vertoont totdat blootgesteld aan violet licht, waarna het onomkeerbaar wordt omgezet in rode fluorescentie (Kaede rode)33geïsoleerd. Photoconverted cellen kunnen worden getraceerd als zij egress van perifere weefsel sites en zich ophopen in de dLNs. Dit en andere soortgelijke photoconvertible muis modellen34,35 is gebleken dat belangrijke biologie met inbegrip van constituerende egress van regulatoire T-cellen van huid36, CXCR4-afhankelijke B-cel egress van Peyer van patches37 , mobilisatie van resident T geheugencellen op peptide opnieuw uitdaging38, en brede leukocyte egress tumor microenvironments €39. Hierin, voeren wij een head-to-head vergelijking van photoconversion met transdermaal FITC toepassing in het kader van cutane ontsteking en infectie te voorzien in rechtstreekse vergelijking van bestaande gegevens met de photoconvertible-methode. Bovendien, we tonen photoconversion geïmplanteerde tumoren en beschrijven van de omzettingsefficiëntie en selectieve egress van tumor microenvironments. Zo, we stellen dat verdere toepassing van deze methoden is nodig om te verhelderen van de kritische biologie van leukocyten egress van tumoren, die aanzienlijke gevolgen voor de interpretatie van intratumoral leukocyten complexiteit, anti-tumor immuniteit, zal hebben en respons op therapie.

Protocol

Alle dierlijke protocollen zijn goedgekeurd door de institutionele Animal Care en gebruik Comité bij de Oregon Health & Science University. 1. de inductie van ontsteking en FITC schilderij van muis Pinna In een laminaire flow-kap, anesthetize een C57Bl/6-muis met behulp van gevaporiseerde isofluorane (induceren bij 3-5% isofluorane en zorg ervoor dat u 1-3% isofluorane; zuurstof debiet op 0.5-1.0 L/min). Zorgen voor goede afstomping door controle op het verlies van pedaal reflex, on…

Representative Results

Wij willen eerst repliceren photoconversion resultaten gepubliceerd in de literatuur tot evaluatie van de doeltreffendheid en de bijbehorende ontsteking in de huid van de muis te bepalen. De pinna oor was blootgesteld aan 100 mW violet licht (405 nm) voor 3 min33zoals hiervoor is beschreven. Eén cel schorsingen gegenereerd op basis van het oor huid of cervicale dLNs onmiddellijk na de blootstelling bleek een omzettingsefficiëntie van 78% van alle CD45+…

Discussion

Hoewel de leukocyten egress uit perifere, niet-lymfoïde weefsels essentieel voor de inleiding en de resolutie van de immuunrespons is, worden de moleculaire mechanismen die egress regeren slecht begrepen. Deze lacunes in de kennis is grotendeels te wijten aan de beschikbaarheid van instrumenten voor de kwantificering in vivo. Hier beschrijven we het gebruik van photoconvertible muizen (Kaede-Tg) te kwantificeren van endogene leukocyte uitgang van de huid en de tumoren en bieden een directe vergelijking van de h…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De auteurs bedank Dr. Marcus Bosenberg voor het verstrekken van YUMM 1.1 en YUMM 1.7 lymfkliertest melanoom lijnen en Dr. Deborah J. Fowell voor het verstrekken van B6. CG-Tg(CAG-tdKaede) 15Utr muizen in overleg met RIKEN BRC via de nationale Bio-bron van de MEXT, Japan.

Materials

Collagenase D Roche 11088866001
DNase Roche 4536282001
Silver-LED-405B light source with optical fiber and collimtor Prizmatix Ltd V8144
Fluorescein isothiocyanate isomer I Sigma-Aldrich F4274
dibutyl phthalate Sigma-Aldrich 524980
acetone Macron Fine Chemicals 2440-02
29-guage syringes Exel International 26029
Evans Blue Sigma-Aldrich E2129
70 um cell strainers VWR 732-2758
paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148
HBSS Caisson HBL06
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit Invitrogen L34966
Purified Anti-mouse CD16/CD32 Tonbo Biosciences 70-0161-M001
BV605 CD11c (clone N418) Biolegend 117334
PerCP-Cy5.5 MHCII (clone M5/114.15.2) BD Pharmingen 562363
BV421 CD3e (clone 145-2C11) Biolegend 100341
APC CD8a (clone 53-6.7) TonBo Biosciences 20-0081-u100
APC-Cy7 CD45 (clone 30-F11) Biolegend 103116
BV650 CD19 (clone 6D5) Biolegend 115541
PercCP-Cy5.5 Ly6C (clone HK1.4) Biolegend 128011
Alexa Fluor 647 F4/80 (clone BM8) Biolegend 123121
APC-Cy7 Ly6G (clone 1A8) Biolegend 127623
BV711 CD11b (clone M1/70) Biolegend 101241
BV605 CD45 (clone 30-F11) Biolegend 103155
BV711 CD4 (clone RM4-5) BD Biosciences 563726
Bovine serum albumin (Fraction V) Fisher Scientific BP1600-100
Anit-Rat and Anti-Hamster Igk / Negative Control Compensation Particle Set BD Biosciences 552845
Fortessa Flow Cytometer BD Biosciences
FlowJo v10 Software FlowJo
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Banchereau, J., Steinman, R. M. Dendritic cells and the control of immunity. Nature. 392 (6673), 245-252 (1998).
  2. Hampton, H. R., Bailey, J., Tomura, M., Brink, R., Chtanova, T. Microbe-dependent lymphatic migration of neutrophils modulates lymphocyte proliferation in lymph nodes. Nature Communications. 6, 7139 (2015).
  3. D’Alessio, S., et al. VEGF-C-dependent stimulation of lymphatic function ameliorates experimental inflammatory bowel disease. Journal of Clinical Investigation. 124 (9), 3863-3878 (2014).
  4. Debes, G. F., et al. Chemokine receptor CCR7 required for T lymphocyte exit from peripheral tissues. Nature Immunology. 6 (9), 889-894 (2005).
  5. Bromley, S. K., Yan, S., Tomura, M., Kanagawa, O., Luster, A. D. Recirculating memory T cells are a unique subset of CD4+ T cells with a distinct phenotype and migratory pattern. Journal of Immunology. 190 (3), 970-976 (2013).
  6. Tomura, M., et al. Activated regulatory T cells are the major T cell type emigrating from the skin during a cutaneous immune response in mice. Journal of Clinical Investigation. 120 (3), 883-893 (2010).
  7. Tomura, M., Itoh, K., Kanagawa, O. Naive CD4+ T lymphocytes circulate through lymphoid organs to interact with endogenous antigens and upregulate their function. Journal of Immunology. 184 (9), 4646-4653 (2010).
  8. Jennrich, S., Lee, M. H., Lynn, R. C., Dewberry, K., Debes, G. F. Tissue exit: a novel control point in the accumulation of antigen-specific CD8 T cells in the influenza a virus-infected lung. Journal of Virology. 86 (7), 3436-3445 (2012).
  9. Geherin, S. A., Wilson, R. P., Jennrich, S., Debes, G. F. CXCR4 is dispensable for T cell egress from chronically inflamed skin via the afferent lymph. PLoS One. 9 (4), e95626 (2014).
  10. Brown, M. N., et al. Chemoattractant receptors and lymphocyte egress from extralymphoid tissue: changing requirements during the course of inflammation. Journal of Immunology. 185 (8), 4873-4882 (2010).
  11. Bromley, S. K., Thomas, S. Y., Luster, A. D. Chemokine receptor CCR7 guides T cell exit from peripheral tissues and entry into afferent lymphatics. Nature Immunology. 6 (9), 895-901 (2005).
  12. Gomez, D., Diehl, M. C., Crosby, E. J., Weinkopff, T., Debes, G. F. Effector T Cell Egress via Afferent Lymph Modulates Local Tissue Inflammation. Journal of Immunology. 195 (8), 3531-3536 (2015).
  13. Ohl, L., et al. CCR7 governs skin dendritic cell migration under inflammatory and steady-state conditions. Immunity. 21 (2), 279-288 (2004).
  14. Kabashima, K., et al. CXCL12-CXCR4 engagement is required for migration of cutaneous dendritic cells. American Journal of Pathology. 171 (4), 1249-1257 (2007).
  15. Cyster, J. G., Schwab, S. R. Sphingosine-1-phosphate and lymphocyte egress from lymphoid organs. Annual Review of Immunology. 30, 69-94 (2012).
  16. Matloubian, M., et al. Lymphocyte egress from thymus and peripheral lymphoid organs is dependent on S1P receptor 1. Nature. 427 (6972), 355-360 (2004).
  17. Teijeira, A., Rouzaut, A., Melero, I. Initial afferent lymphatic vessels controlling outbound leukocyte traffic from skin to lymph nodes. Frontiers in Immunology. 4, 433 (2013).
  18. Hunter, M. C., Teijeira, A., Halin, C. T Cell Trafficking through Lymphatic Vessels. Frontiers in Immunology. 7, 613 (2016).
  19. Bujdoso, R., Hopkins, J., Dutia, B. M., Young, P., McConnell, I. Characterization of sheep afferent lymph dendritic cells and their role in antigen carriage. Journal of Experimental Medicine. 170 (4), 1285-1301 (1989).
  20. Young, A. J. The physiology of lymphocyte migration through the single lymph node in vivo. Seminars in Immunology. 11 (2), 73-83 (1999).
  21. Seabrook, T., et al. The traffic of resting lymphocytes through delayed hypersensitivity and chronic inflammatory lesions: a dynamic equilibrium. Seminars in Immunology. 11 (2), 115-123 (1999).
  22. Swartz, M. A., et al. Mechanics of interstitial-lymphatic fluid transport: theoretical foundation and experimental validation. Journal of Biomechanics. 32 (12), 1297-1307 (1999).
  23. Macatonia, S. E., Knight, S. C., Edwards, A. J., Griffiths, S., Fryer, P. Localization of antigen on lymph node dendritic cells after exposure to the contact sensitizer fluorescein isothiocyanate. Functional and morphological studies. Journal of Experimental Medicine. 166 (6), 1654-1667 (1987).
  24. Robbiani, D. F., et al. The leukotriene C(4) transporter MRP1 regulates CCL19 (MIP-3beta, ELC)-dependent mobilization of dendritic cells to lymph nodes. Cell. 103 (4), 757-768 (2000).
  25. Roberts, E. W., et al. Critical Role for CD103(+)/CD141(+) Dendritic Cells Bearing CCR7 for Tumor Antigen Trafficking and Priming of T Cell Immunity in Melanoma. Cancer Cell. 30 (2), 324-336 (2016).
  26. Forster, R., et al. CCR7 coordinates the primary immune response by establishing functional microenvironments in secondary lymphoid organs. Cell. 99 (1), 23-33 (1999).
  27. Johnson, L. A., Jackson, D. G. The chemokine CX3CL1 promotes trafficking of dendritic cells through inflamed lymphatics. Journal of Cell Science. 126, 5259-5270 (2013).
  28. Teijeira, A., et al. T Cell Migration from Inflamed Skin to Draining Lymph Nodes Requires Intralymphatic Crawling Supported by ICAM-1/LFA-1 Interactions. Cell Reports. 18 (4), 857-865 (2017).
  29. Kilarski, W. W., et al. Intravital immunofluorescence for visualizing the microcirculatory and immune microenvironments in the mouse ear dermis. PLoS One. 8 (2), e57135 (2013).
  30. Overstreet, M. G., et al. Inflammation-induced interstitial migration of effector CD4(+) T cells is dependent on integrin alphaV. Nature Immunology. 14 (9), 949-958 (2013).
  31. Russo, E., et al. Intralymphatic CCL21 Promotes Tissue Egress of Dendritic Cells through Afferent Lymphatic Vessels. Cell Reports. 14 (7), 1723-1734 (2016).
  32. Steven, P., Bock, F., Huttmann, G., Cursiefen, C. Intravital two-photon microscopy of immune cell dynamics in corneal lymphatic vessels. PLoS One. 6 (10), e26253 (2011).
  33. Tomura, M., et al. Monitoring cellular movement in vivo with photoconvertible fluorescence protein "Kaede" transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 105 (31), 10871-10876 (2008).
  34. Shand, F. H., et al. Tracking of intertissue migration reveals the origins of tumor-infiltrating monocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 111 (21), 7771-7776 (2014).
  35. Tomura, M., et al. Tracking and quantification of dendritic cell migration and antigen trafficking between the skin and lymph nodes. Scientific Reports. 4, 6030 (2014).
  36. Moran, A. E., et al. T cell receptor signal strength in Treg and iNKT cell development demonstrated by a novel fluorescent reporter mouse. Journal of Experimental Medicine. 208 (6), 1279-1289 (2011).
  37. Schmidt, T. H., Bannard, O., Gray, E. E., Cyster, J. G. CXCR4 promotes B cell egress from Peyer’s patches. Journal of Experimental Medicine. 210 (6), 1099-1107 (2013).
  38. Beura, L. K., et al. T Cells in Nonlymphoid Tissues Give Rise to Lymph-Node-Resident Memory T Cells. Immunity. 48 (2), 327-338 (2018).
  39. Torcellan, T., et al. In vivo photolabeling of tumor-infiltrating cells reveals highly regulated egress of T-cell subsets from tumors. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 114 (22), 5677-5682 (2017).
  40. Khan, T. N., Mooster, J. L., Kilgore, A. M., Osborn, J. F., Nolz, J. C. Local antigen in nonlymphoid tissue promotes resident memory CD8+ T cell formation during viral infection. Journal of Experimental Medicine. 213 (6), 951-966 (2016).
  41. Loo, C. P., et al. Lymphatic Vessels Balance Viral Dissemination and Immune Activation following Cutaneous Viral Infection. Cell Reports. 20 (13), 3176-3187 (2017).
  42. Radu, M., Chernoff, J. An in vivo assay to test blood vessel permeability. Journal of Visualized Experiments. (73), e50062 (2013).
  43. Morton, A. M., et al. Endoscopic photoconversion reveals unexpectedly broad leukocyte trafficking to and from the gut. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 111 (18), 6696-6701 (2014).
  44. Meeth, K., Wang, J. X., Micevic, G., Damsky, W., Bosenberg, M. W. The YUMM lines: a series of congenic mouse melanoma cell lines with defined genetic alterations. Pigment Cell Melanoma Research. 29 (5), 590-597 (2016).
  45. Demkowicz, W. E., Littaua, R. A., Wang, J., Ennis, F. A. Human cytotoxic T-cell memory: long-lived responses to vaccinia virus. Journal of Virology. 70 (4), 2627-2631 (1996).
  46. Stewart, A. J., Devlin, P. M. The history of the smallpox vaccine. Journal of Infection. 52 (5), 329-334 (2006).
  47. Hammarlund, E., et al. Duration of antiviral immunity after smallpox vaccination. Nature Medicine. 9 (9), 1131-1137 (2003).
  48. Lund, A. W., et al. Lymphatic vessels regulate immune microenvironments in human and murine melanoma. Journal of Clinical Investigation. 126 (9), 3389-3402 (2016).
  49. Tomura, M., Kabashima, K. Analysis of cell movement between skin and other anatomical sites in vivo using photoconvertible fluorescent protein "Kaede"-transgenic mice. Methods in Molecular Biology. , 279-286 (2013).
  50. Bellingan, G. J., Caldwell, H., Howie, S. E., Dransfield, I., Haslett, C. In vivo fate of the inflammatory macrophage during the resolution of inflammation: inflammatory macrophages do not die locally, but emigrate to the draining lymph nodes. Journal of Immunology. 157 (6), 2577-2585 (1996).
  51. Gautier, E. L., Ivanov, S., Lesnik, P., Randolph, G. J. Local apoptosis mediates clearance of macrophages from resolving inflammation in mice. Blood. 122 (15), 2714-2722 (2013).
  52. Abadie, V., et al. Neutrophils rapidly migrate via lymphatics after Mycobacterium bovis BCG intradermal vaccination and shuttle live bacilli to the draining lymph nodes. Blood. 106 (5), 1843-1850 (2005).
  53. Beauvillain, C., et al. CCR7 is involved in the migration of neutrophils to lymph nodes. Blood. 117 (4), 1196-1204 (2011).
  54. Rigby, D. A., Ferguson, D. J., Johnson, L. A., Jackson, D. G. Neutrophils rapidly transit inflamed lymphatic vessel endothelium via integrin-dependent proteolysis and lipoxin-induced junctional retraction. Journal of Leukocyte Biology. 98 (6), 897-912 (2015).
  55. Hanahan, D., Coussens, L. M. Accessories to the crime: functions of cells recruited to the tumor microenvironment. Cancer Cell. 21 (3), 309-322 (2012).
  56. Binnewies, M., et al. Understanding the tumor immune microenvironment (TIME) for effective therapy. Nature Medicine. 24 (5), 541-550 (2018).

Tags

Leukocyte EgressLymphatic VesselsMurine SkinTumorsPhotoconversionIn VivoQuantitative AnalysisLeukocyte ResidenceExit DynamicsDisease StatesCutaneous TumorsInflammationKaede Transgenic MouseDibutyl PhthalateVaccinia InfectionLymph NodesCollagenase DDNaseCell Suspension
check_url/kr/58704?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Steele, M. M., Churchill, M. J., Breazeale, A. P., Lane, R. S., Nelson, N. A., Lund, A. W. Quantifying Leukocyte Egress via Lymphatic Vessels from Murine Skin and Tumors. J. Vis. Exp. (143), e58704, doi:10.3791/58704 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image