Summary

フルーツハエを扱うシンプルな自家製ツール -ショウジョウバエメラノガスター

Published: July 24, 2019
doi:

Summary

ここでは、大人のショウジョウバエを移動、冷やし、殺すためにいくつかの自家製ツールを使用するだけでなく、ガラス培養バイアルをきれいにし、卵を収集します。これらの用具は作りやすく、ショウジョウバエの取り扱いにかなり効率的である。

Abstract

フルーツフライ、ショウジョウバエメラノガスターは、生物学の研究と生物学教育の両方で広く使用されています。大人のハエを扱うのは一般的ですが、実際には難しいです。ここでは、ショウジョウバエの取り扱いにおける困難な問題に対処するためのシンプルで費用対効果の高いツールを作成する方法を示します。泡のストッパーの穴が作られ、ピペットの先端か漏斗が穴に挿入される。ハエは、ピペット先端/漏斗アセンブリに一方向にのみ移動し、バイアルに出入りする成人のショウジョウバエの移動を効率的に制御することができます。既存のプロトコルは、砕いた氷で冷やし、冷たく硬い氷パック表面に移すことによって、ハエを冷やすために変更されました。アイスパックは、立体顕微鏡下で調べたときに凝縮された水から固定されたハエを保つ医療ガーゼの一部で覆われています。ハエは最終的にカウントとソートのために安楽死させられ、マイクロウェービングによって廃棄されます。卵を採取するためのボトル状のケージや、省力化装置、ガラス培養バイアルの洗浄プロトコルも開発されています。

Introduction

フルーツフライは、ショウジョウバエメラノガスター、幅広いトピック1、2を研究するために生物研究および生物学教育で広く使用されているモデル生物である。ショウジョウバエを扱う基本的な問題は、すべての大人(一部の変異体3、4を除く)が飛ぶことができるので、彼らが扱いやすいように、バイアルからバイアルへの大人の移動とハエの固定化です。

従来、研究者は、2つのバイアルを口から口に持ち、ハエをタップして別のバイアルに飛ばすことを許可し、その後、両方のバイアル4を分離し、再接続することによって、1つのバイアルから別のバイアルにハエを移動します。明らかに、これは同じ直径を持つ2つのバイアルの開口部を必要とし、転送されるハエの量を制御することは困難です。一方、これは仕事を得るために迅速な手を必要とし、迷子のハエを逃げると、研究室や教室に問題が発生する可能性があります。すでに準備された十字架に余分な処女ハエや雄ハエを追加することは、ショウジョウバエ実験の別のルーチンタスクです。従来、ハエは余分なハエを添加する前に十字バイアルに固定されなければならない。

成人ショウジョウバエは、エーテル、CO2、または冷え5によって日常的に麻酔される。エーテルおよびCO2暴露と比較して、冷却は成人のショウジョウバエを固定するための最も費用対効果の高い薬剤であり、ハエと研究者(特に若い学生)の両方に最も有害でない6、7。しかし、冷たい表面やチャンバーに連続的に凝縮する水はハエを濡らします。濡れたハエの型を特定することは困難であり、操作8、9の間に容易に損傷を受ける可能性があります。これは、より広く受け入れられるから冷やす方法を防いだ。

フライ転写用のツールとフライ冷却のための方法は、前述の10.ここで、修飾された冷たい麻酔技術は、ショウジョウバエ実験に対して安全で信頼性が高く、実現可能であると報告されている。また、本論文で述べるのは、1)成人を数え、選別または廃棄する方法、2)ガラス培養バイアルを洗浄するための省力化装置とプロトコル、および3)卵を採取するための簡単なケージである。ここで説明する簡単に設計され、費用対効果の高いツールは、フライハンドリングの困難な問題に対処するために使用することができ、これらの方法はテストされ、経験豊富で初心者の研究者のための堅牢で信頼性が高く、扱いやすいことが証明されています。

Protocol

1. ツールとアクセサリの準備 先端/漏斗ストッパー 2つのスポンジプラグを取得します(プラグの直径は、ハエを転送するために使用されるバイアルの内部直径よりもわずかに大きくなければなりません)。加熱された電気はんだ付け鉄でスポンジプラグの中心に穴を開けます。 2つの1 mLピペットの先端を取得し、鋭いナイフで横方向に1つを半分にカットし、…

Representative Results

T-およびFストッパーはあらゆる飛行の転移活動で合わせ、使用することができる簡単な用具のセットとして開発された。古い文化からいくつかの新鮮な文化にハエを移すには、新鮮なバイアルのプラグを取り外し、Fストッパーに交換し、古いバイアルのハエをタップし、すぐにプラグを取り外し、Tストッパーに置き換えます。古い食品がコンパクトである場合は、?…

Discussion

本稿では、ショウジョウバエの飼育や実験に関わる基本的な活動を処理するための自家製ツールをいくつか解説する。これらのツールはシンプルですが、かなり効果的です。事実上、どのラボでもこれらのツールを簡単に作成でき、研究や教育ラボは、おそらくローカルでは利用できない既製の代替手段を見つける必要はありません。

フライトランスファーは、<e…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

なし

Materials

a pair of pliers
cordless drill driver max speed: 500 rpm
electric soldering iron
file
funnel diameter of disk<60mm
ice box
insect pins
infrared thermometer HCIYET HT-830
long cuff rubber gloves
mechanical pencils
medical gauze
microcentrifuge tube 100 ul
microwave oven
Parafilm
peri dish internal diameter 60 mm
pipette tips 1 ml
plastic film
plastic peri dish Φ36 mm used to cover the empty vial
point tweezers
protective work gloves
re-freezable hard icepacks 26.5×14.5×2.5 cm or larger
rubber air blower
snap cutter
soft drink bottle 500 ml, internal diameter c.a. 65 mm
sponge stopper
stainless steel sponges
tube brush
vial Φ34 mm × 90 mm

References

  1. Jennings, B. H. Drosophila – a versatile model in biology & medicine. Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).
  2. JoVE Science Education Database. . Biology I: yeast, Drosophila and C. elegans. An Introduction to Drosophila melanogaster. , (2018).
  3. Ashburner, M., Roote, J., Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. Laboratory Culture of Drosophila. Drosophila Protocols. , (2000).
  4. Greenspan, R. J. Fly pushing: The theory and practice of Drosophila genetics. Cold Spring Harbor Laboratory Press. , (2004).
  5. Ashburner, M., Thompson, J., Ashburner, M., Wright, T. R. F. The laboratory culture of Drosophila. The genetics and biology of Drosophila. 2a, 1-109 (1978).
  6. Ratterman, D. M., O'Donnell, M. A. Eliminating ether by using ice for Drosophila labs. Tested Studies For Laboratory Teaching. , 259-265 (2003).
  7. . Culturing techniques for Drosophila Available from: https://www.ptbeach.com/cms/lib/NJ01000839/Centricity/Domain/113/ap%20biology%20Labs/Culturing%20techniques%20for%20Drosophila.pdf (2019)
  8. Markow, T. A., O'Grady, P. M. . Drosophila: A Guide to Species Identification and Use. , (2006).
  9. Artiss, T., Hughes, B. Taking the Headaches Out of Anesthetizing Drosophila: A Cheap & Easy Method of Constructing Carbon Dioxide Staging. The American Biology Teacher. 69 (8), e77-e80 (2007).
  10. Qu, W. -. H., Zhu, T. -. B., Yang, D. -. X. A Modified Cooling Method and its Application in Drosophila Experiments. Journal Of Biological Education. 49 (3), 302-308 (2015).
  11. . Egg-laying cages for drosophila Available from: https://www.kisker-biotech.com/frontoffice/product?produitId=0H-19-17 (2018)
  12. Roberts, D. B. . Drosophila: a practical approach. , (1998).
  13. Tang, M., Peng, Q. -. F., Yang, D. Two devices for Drosophila experiments (in Chinese). Bulletin of Biology. 45 (11), 49-50 (2010).
  14. Zhou, T. -. y., Gan, J., Yang, D. Preparation of sponge plug and sponge plug based fly transferring device for Drosophila experiments (in Chinese). Bulletin of Biology. 46 (6), 49-50 (2011).
  15. Yang, D. . Genetics laboratory investigation. , (2016).
  16. Yang, D. Carnivory in the larvae of Drosophila melanogaster and other Drosophila species. Scientific Reports. 8, (2018).
  17. Stocker, H., Gallant, P., Dahmann, C. Getting Started: An Overview on Raising and Handling Drosophila. Drosophila: Methods and Protocols. , (2008).
check_url/kr/59613?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Yang, D. Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies—Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (149), e59613, doi:10.3791/59613 (2019).

View Video