Summary

Använda Looming Visual stimuli för att utvärdera Mouse vision

Published: June 13, 2019
doi:

Summary

För att undersöka mus vision, genomförde vi ett hotande test. Möss placerades i en stor fyrkantig Arena med en bildskärm på taket. Den hotande visuella stimulansen konsekvent framkallat frysning eller flykt reaktioner hos möss.

Abstract

Det visuella systemet i centrala nerv systemet bearbetar olika visuella signaler. Även om den övergripande strukturen har karakteriserats från näthinnan genom den laterala geniculate kärnan till den visuella cortex, systemet är komplext. Cellulära och molekyl ära studier har genomförts för att belysa mekanismerna bakom Visuell bearbetning och, i förlängningen, sjukdomsmekanismer. Dessa studier kan bidra till utvecklingen av artificiella visuella system. För att validera resultaten av dessa studier, beteendemässiga vision testning är nödvändig. Här visar vi att den hotande stimulering experiment är en pålitlig mus vision test som kräver en relativt enkel installation. Det hotande experimentet genomfördes i en stor inhägnad med ett skydd i ett hörn och en dator skärm placerad i taket. En CCD-kamera placerad bredvid dator skärmen som serveras för att observera mus beteende. En mus placerades i höljet i 10 minuter och fick vänja sig vid och utforska omgivningarna. Sedan, bildskärmen projicerade ett program-derived hotande stimulans 10 gånger. Musen reagerade på stimuli antingen genom att frysa eller genom att fly till gömstället. Musens beteende före och efter de hotande stimuli spelades in, och videon analyserades med hjälp av rörelse spårnings program. Mus rörelsens hastighet förändrades markant efter de hotande stimuli. Däremot observerades ingen reaktion hos blinda möss. Våra resultat visar att den enkla hotande experiment är en pålitlig test av mus vision.

Introduction

Det visuella systemet börjar vid näthinnan, där visuella signaler fångas av foto receptorer, kanaliseras till bipolär celler (2nd-ordning neuroner), och slutligen skickas till ganglion celler (3RD-order nerv celler). Retinal 2nd-och 3RD-order neuroner tros bilda flera neurala vägar som förmedlar särskilda aspekter av visuell signalering såsom färg, rörelse, eller form. Dessa olika visuella egenskaper förmedlas till den laterala geniculate kärnan och den visuella cortex. I kontrast, visuella signaler som leder till ögonrörelser skickas till den överlägsna colliculus. Klassiskt, två retino-kortikal vägar har identifierats: den magnocellulära och parvocellulära vägar. Dessa vägar koda rörliga och Station ära objekt, respektive, och deras existens förkroppsligar den grundläggande begreppet parallell bearbetning1,2,3,4,5, och 6. Nyligen har mer än 15 typer av bipolära celler7,8,9,10,11 och ganglion celler12,13,14 ,15,16 har rapporter ATS i näthinnan av många arter, inklusive primat näthinnan. Dessa celler kännetecknas inte bara av morfologiska aspekter, utan också av uttrycket av distinkta markörer och gener8,10,17,18, vilket tyder på att olika egenskaper hos visuella signaler bearbetas parallellt, vilket är mer komplicerat än vad som ursprungligen förväntades.

Cellulär och molekylär teknik har bidragit till vår förståelse av visuell bearbetning och potentiella sjukdomsmekanismer som kan uppstå från avvikande Visuell bearbetning. En sådan förståelse kan bidra till utvecklingen av konstgjorda ögon. Även cellulära undersökningar och analyser erbjuder djupgående kunskap på cellulär nivå, en kombination av beteendemässiga experiment och cellulära experiment skulle avsevärt öka vår nuvarande förståelse för minut visuella processer. Till exempel, Yoshida et al.19 fann att starburst amakrina celler är de viktigaste neuronerna för rörelse detektering i musens näthinnan. Efter cellulära experiment, utförde de optokinetic nys tag mus (okn) beteendemässiga experiment för att visa att muterade möss där starburst amakrina celler var dysfunktionella inte svarar på rörliga objekt, vilket bekräftar deras cellulära Utredningar. Dessutom genomförde Pearson et al.20 foto receptor transplantation i musens näthinnan för att återställa synen hos sjuka möss. De genomförde inte bara cellulära experiment, men också mätt mus beteende genom användning av optomotor respons inspelningar och vatten-labyrint uppgifter vilket gör att Pearson et al. att kontrol lera att transplanterade foto receptorer återställas vision i den tidigare blinda Möss. Sammantaget beteende experiment är starka verktyg för att bedöma mus vision.

Det finns flera metoder för att mäta mus vision. Dessa metoder har fördelar och begränsningar. In vivo tillhandahåller ERG information om huruvida musens näthinna, särskilt foto receptorer och på bipolär celler, på lämpligt sätt reagerar på ljus stimuli. ERG kan provas antingen enligt normerat valens system eller fotopiskt villkor21,22. Dock kräver ERG anestesi, vilket kan påverka utgångs mätningen23. Den optokinetiska reflexen (OKR) eller optomotorresponsen (OMR) är en robust metod för att bedöma kontrast känslighet och rumslig upplösning, båda funktionella komponenter i mus seendet. OKR kräver dock kirurgi för att fästa en fixeringsenhet till muskallen24. OMR kräver varken kirurgi eller mus utbildning; men det kräver utbildning för att möjliggöra en experimenterare att subjektivt upptäcka subtila mus huvud rörelser som svar på en rörlig gallerdurk i en optisk trumma 25,26. Elev ljus reflex åtgärder elev sammandragning som svar på ljus stimuli, som inte kräver anestesi och uppvisar objektiva och robusta svar 19. Även om eleven reflex simulerar retinal ljus svar in vivo, reflex medieras främst av de inneboende ljus känsliga retinala ganglion celler (ipRGCs) 27. Eftersom ipRGCs representerar en liten minoritet av RGCs och inte fungerar som konventionella bildbildande ganglionceller, denna mätning ger inte information som hänför sig till de flesta ganglionceller.

Det hotande ljuset experiment har inte tidigare ansetts vara ett stort test för att mäta mus vision. Det är dock också en robust och pålitlig vision test över olika arter, såsom mus28,29, zebra fiskar30, Locust31,32, och mänskliga33,34, 35. viktigt, det hotande experimentet är en av endast ett fåtal metoder för att testa bild-Forming vägen-det är inte en reflex väg-med tanke på det visuella och de limbiska systemen i centrala nerv systemet är inblandade i denna krets36, 37,38. Vi har etablerat en hotande visuella stimulans system och har visat sin förmåga att framkalla rörelse detektering i musen, som vi använder som en proxy för att bedöma orördhet av mus visuella systemet.

Protocol

Alla experiment och djur skötsel utfördes i enlighet med protokoll som godkänts av de institutionella djur omsorgs-och användnings kommittéerna vid Wayne State University (protokoll nr 17-11-0399). 1. förberedelse för experimentet Bygg ett rektangulärt öppet lock hölje för att hysa musen under hotande visuella stimuli presentation. Vi konstruerade en 40 cm x 50 cm x 33 cm kapsling med aluminium inramning och PVC-paneler (figur 1a, B</s…

Representative Results

En mus med friska ögon placerades i inne slutningen och får vänja sig vid 10 min. Arenan med bildskärmen i taket hölls under mesopiskt ljus förhållanden (7 x 105 fotoner/μm2/s). Under acklimatisering perioden utforskade musen utrymmet och fann den ogenomskinliga kupolen som en fristad. När musen flyttade bort från tillflykt, video fånga igång, följt av initiering av den visuella stimulans. Som svar på den hotande stimulans, de flesta möss sprang in i kupolen (flyg svar), som observera…

Discussion

Med det hotande visuella stimuli systemet, en majoritet (97%) av friska ögonmöss visade flygrespons. En av 29 möss visade ingen uppenbar flyg respons. Men musen gick mot kupolen och förblev nära den tills hotande försvann, vilket tyder på att musen var åtminstone försiktig när hotande stimuli inträffade. Därför, den hotande stimuli konsekvent framkallade medfödda rädsla svar på friska ögon möss. Å andra sidan visade tre blinda möss inte några svar på den hotande (preliminära resultat). Sammantaget …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta arbete stöddes av NIH r01 EY028915 (TI) och RPB bidrag.

Materials

10.1" monitor (2° display) Elecrow Elecrow 10.1 Inch Raspberry Pi 1920x1080p Resolution Display
14" Business Class Laptop 5490 Dell 84 / rcrc961481-4860836
20" x 50" Absorbant Liners Fisher Scientific AL2050 works well to protect floor of arena, could use any type of liner
21.5" monitor (1° display) Acer Acer R221Q bid 21.5-inch IPS Full HD Display
CCD Camera Lumenera Corporation Infiniyy3S-1UR excellent for behavioral studies due to high fps rate (60 fps)
Enclosure (alminum frames and PVC panels) 80/20 Inc. 4x cat.#9010, 4x cat.#9005, 1x cat.#9000, 5x cat.#65-2616 excellent, used quick build tab to find PVC, joints, and frame
Ethanol Fisher Scientific 22-032-601
Excel Spreadsheet Software Microsoft Office user friendly and widespread knowledge of Microsoft Office software
Freearm Amazon used to mount camera to the table, could use any mountable extendable arm
ImagePro Premiere 3D Media Cybernetics version 9.3 good program, could use some updating with the automated tracking feature
Matlab software (Psychotoolbox 3) MathWorks Matlab R2018b 64-bit (9.5.0.944444) excellent software to generate pattern stimuli of any conditions
SteamPix sorftware Norpix StreamPix 7 64-bit Single Camera works well, a few problems with frame dropping but good customer service
WD My Book External Hard Drive Western Digital WDBBGB0080HBK hard drive 8 TB USB 3.0 necessary if using .avi files with no compression codec due to large size of files
Wide angle lens Navitar NMV-5M23 excellent and necessary to capture entire arena

References

  1. Enroth-Cugell, C., Robson, J. G. The contrast sensitivity of retinal ganglion cells of the cat. The Journal of Physiology. 187 (3), 517-552 (1966).
  2. Boycott, B. B., Wässle, H. The morphological types of ganglion cells of the domestic cat’s retina. The Journal of Physiology. 240 (2), 397-419 (1974).
  3. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Segregation of form, color, movement, and depth: anatomy, physiology, and perception. Science. 240 (4853), 740-749 (1988).
  4. Livingstone, M. S., Hubel, D. H. Psychophysical evidence for separate channels for the perception of form, color, movement, and depth. The Journal of Neuroscience. 7 (11), 3416-3468 (1987).
  5. Wässle, H. Parallel processing in the mammalian retina. Nature Reviews Neuroscience. 5 (10), 747-757 (2004).
  6. Awatramani, G. B., Slaughter, M. M. Origin of transient and sustained responses in ganglion cells of the retina. The Journal of Neuroscience. 20 (18), 7087-7095 (2000).
  7. Ghosh, K. K., Bujan, S., Haverkamp, S., Feigenspan, A., Wässle, H. Types of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 469 (1), 70-82 (2004).
  8. Wässle, H., Puller, C., Muller, F., Haverkamp, S. Cone contacts, mosaics, and territories of bipolar cells in the mouse retina. The Journal of Neuroscience. 29 (1), 106-117 (2009).
  9. Helmstaedter, M., et al. Connectomic reconstruction of the inner plexiform layer in the mouse retina. Nature. 500 (7461), 168-174 (2013).
  10. Shekhar, K., et al. Comprehensive Classification of Retinal Bipolar Neurons by Single-Cell Transcriptomics. Cell. 166 (5), 1308-1323 (2016).
  11. Wu, S. M., Gao, F., Maple, B. R. Functional architecture of synapses in the inner retina: segregation of visual signals by stratification of bipolar cell axon terminals. The Journal of Neuroscience. 20 (12), 4462-4470 (2000).
  12. Sun, W., Li, N., He, S. Large-scale morphological survey of mouse retinal ganglion cells. The Journal of Comparative Neuroscience. 451 (2), 115-126 (2002).
  13. Volgyi, B., Chheda, S., Bloomfield, S. A. Tracer coupling patterns of the ganglion cell subtypes in the mouse retina. The Journal of Comparative Neuroscience. 512 (5), 664-687 (2009).
  14. Kong, J. H., Fish, D. R., Rockhill, R. L., Masland, R. H. Diversity of ganglion cells in the mouse retina: Unsupervised morphological classification and its limits. The Journal of Comparative Neuroscience. 489 (3), 293-310 (2005).
  15. Sumbul, U., et al. A genetic and computational approach to structurally classify neuronal types. Nature Communications. 5, 3512 (2014).
  16. Baden, T., et al. The functional diversity of retinal ganglion cells in the mouse. Nature. 529 (7586), 345-350 (2016).
  17. Lindstrom, S. H., Ryan, D. G., Shi, J., DeVries, S. H. Kainate receptor subunit diversity underlying response diversity in retinal Off bipolar cells. The Journal of Physiology. 592, 1457-1477 (2014).
  18. Euler, T., Haverkamp, S., Schubert, T., Baden, T. Retinal bipolar cells: elementary building blocks of vision. Nature Reviews Neuroscience. 15 (8), 507-519 (2014).
  19. Yoshida, K., et al. A key role of starburst amacrine cells in originating retinal directional selectivity and optokinetic eye movement. Neuron. 30 (3), 771-780 (2001).
  20. Pearson, R. A., et al. Restoration of vision after transplantation of photoreceptors. Nature. 485 (7396), 99-103 (2012).
  21. Saszik, S. M., Robson, J. G., Frishman, L. J. The scotopic threshold response of the dark-adapted electroretinogram of the mouse. The Journal of Physiology. 543, 899-916 (2002).
  22. Reuter, J. H., Sanyal, S. Development and degeneration of retina in rds mutant mice: the electroretinogram. Neuroscience Letters. 48 (2), 231-237 (1984).
  23. Woodward, W. R., et al. Isoflurane is an effective alternative to ketamine/xylazine/acepromazine as an anesthetic agent for the mouse electroretinogram. Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 187-201 (2007).
  24. Cahill, H., Nathans, J. The optokinetic reflex as a tool for quantitative analyses of nervous system function in mice: application to genetic and drug-induced variation. PLoS One. 3 (4), 2055 (2008).
  25. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45 (12), 4611-4616 (2004).
  26. Lu, Q., Ganjawala, T. H., Hattar, S., Abrams, G. W., Pan, Z. H. A Robust Optomotor Assay for Assessing the Efficacy of Optogenetic Tools for Vision Restoration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (3), 1288-1294 (2018).
  27. Xue, T., et al. Melanopsin signalling in mammalian iris and retina. Nature. 479 (7371), 67-73 (2011).
  28. Yilmaz, M., Meister, M. Rapid innate defensive responses of mice to looming visual stimuli. Current Biology. 23 (20), 2011-2015 (2013).
  29. De Franceschi, G., Vivattanasarn, T., Saleem, A. B., Solomon, S. G. Vision Guides Selection of Freeze or Flight Defense Strategies in Mice. Current Biology. 26 (16), 2150-2154 (2016).
  30. Temizer, I., Donovan, J. C., Baier, H., Semmelhack, J. L. A Visual Pathway for Looming-Evoked Escape in Larval Zebrafish. Current Biology. 25 (14), 1823-1834 (2015).
  31. Guest, B. B., Gray, J. R. Responses of a looming-sensitive neuron to compound and paired object approaches. Journal of Neurophysiology. 95 (3), 1428-1441 (2006).
  32. McMillan, G. A., Gray, J. R. A looming-sensitive pathway responds to changes in the trajectory of object motion. Journal of Neurophysiology. 108 (4), 1052-1068 (2012).
  33. Vagnoni, E., Lourenco, S. F., Longo, M. R. Threat modulates neural responses to looming visual stimuli. Eur The Journal of Neuroscience. 42 (5), 2190-2202 (2015).
  34. Coker-Appiah, D. S., et al. Looming animate and inanimate threats: the response of the amygdala and periaqueductal gray. Social Neuroscience. 8 (6), 621-630 (2013).
  35. Tyll, S., et al. Neural basis of multisensory looming signals. Neuroimage. 65, 13-22 (2013).
  36. Wei, P., et al. Processing of visually evoked innate fear by a non-canonical thalamic pathway. Nature Communications. 6, 6756 (2015).
  37. Shang, C., et al. Divergent midbrain circuits orchestrate escape and freezing responses to looming stimuli in mice. Nature Communications. 9 (1), 1232 (2018).
  38. Salay, L. D., Ishiko, N., Huberman, A. D. A midline thalamic circuit determines reactions to visual threat. Nature. 557 (7704), 183-189 (2018).
  39. Vale, R., Evans, D., Branco, T. A Behavioral Assay for Investigating the Role of Spatial Memory During Instinctive Defense in Mice. Journal of Visualized Experiments. (137), 56988 (2018).
  40. Tungtur, S. K., Nishimune, N., Radel, J., Nishimune, H. Mouse Behavior Tracker: An economical method for tracking behavior in home cages. Biotechniques. 63 (5), 215-220 (2017).
check_url/kr/59766?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Koehler, C. C., Hall, L. M., Hellmer, C. B., Ichinose, T. Using Looming Visual Stimuli to Evaluate Mouse Vision. J. Vis. Exp. (148), e59766, doi:10.3791/59766 (2019).

View Video