Криотравма модель для изучения инфаркта миокарда в мыши
Summary
Эта статья демонстрирует модель для изучения сердечной ремоделирования после криотравмы миокарда у мышей.
Abstract
Использование моделей животных имеет важное значение для разработки новых терапевтических стратегий для острого коронарного синдрома и его осложнений. В этой статье мы демонстрируем модель криотравмы криотравмы, которая генерирует точные размеры инфаркта с высокой воспроизводимостью и релицируемостью. Короче говоря, после интубации и стернотомии животного сердце поднимается из грудной клетки. Зонд портативной системы доставки жидкого азота наносится на стенку миокарда, чтобы вызвать криотравму. Нарушение функции желудочков и электрической проводимости можно контролировать с помощью эхокардиографии или оптического картирования. Переуральная миокардная ремоделирование инфарктной области характеризуется осаждением коллагена и потерей кардиомиоцитов. По сравнению с другими моделями (например, LAD-ligation), эта модель использует портативную систему доставки жидкого азота для создания более однородных размеров инфаркта.
Introduction
Острый коронарный синдром (АКС) является ведущими причинами смерти в западном мире1,2. Острая окклюзия коронарных артерий приводит к активации ишемического каскада и некроза пораженной сердечной ткани3. Поврежденный миокард постепенно заменяется неконтрактной рубцовой тканью, которая клинически проявляется как сердечная недостаточность4,5. Несмотря на последние достижения в лечении ACS, распространенность ACS и ACS связанных сердечной недостаточности растет, и терапевтические варианты ограничены6,7. Поэтому разработка моделей животных для изучения ACS и его осложнений представляет огромный интерес.
На сегодняшний день наиболее широко используемой моделью животных для изучения ACS и ВЫЗВАННОй ACS миокарда ремоделирование является перевязка левой нисходящей коронарной артерии (LAD). Лигация ЛАД приводит к острой ишемии миокарда, подобно ткани миокарда человека во время АКС. Тем не менее, непоследовательные нефарктные размеры остаются ахиллесовой пятой перевязки LAD. Хирургические вариации и анатомическая изменчивость LAD приводят к несовместимым недопустимым размерам и препятствуют воспроизводимости и релицируемости этой процедуры8,9,10. Кроме того, лигация LAD имеет высокую внутрихирургическую и послеоперационную смертность. Несмотря на недавние усилия по улучшению воспроизводимости и снижению смертности11,12, большое количество животных по-прежнему необходимо правильно оценить анти-ремоделирования терапии.
Альтернативные модели ACS были предложены и изучены в течение последних лет, в том числе радиочастоты13, тепловые14 или криогенных травм15,16,17,18. Текущие методы криотравмы применяют металлический стержень, предварительно охлажденный в жидком азоте, чтобы повредить сердечную ткань субъекта15,16. Тем не менее, эта процедура должна быть повторена несколько раз, чтобы создать достаточный размер инфаркта. Из-за высокой проводимости и низкой тепловой емкости стержня по сравнению с тканью, зонд нагревается быстро, и ткань охлаждается (и, таким образом, infarcted) неоднородно. Чтобы преодолеть эти ограничения, мы описываем здесь модель криоинфаркции с использованием ручной системы доставки жидкого азота. Эта модель воспроизводима, проста в исполнении и может быть установлена быстро и надежно. Генерируется воспроизводимое трансмурльное инфарктное утранжное, независимое от коронарной анатомии, что в конечном итоге приводит к сердечной недостаточности. Этот метод особенно подходит для изучения процесса реконструкции для оценки новых терапевтических фармакологических и тканевых инженерных стратегий.
Protocol
Representative Results
Discussion
В этой статье описывается модель криотравмы мыши для исследования ACS и связанных с ними фармакологических и терапевтических вариантов.
Наиболее важным шагом является применение криозонда на сердечной ткани. Длительность контакта должна жестко контролироваться, чтобы ?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Мы благодарим Кристиану Борманн за ее техническую помощь. D.W. была поддержана Фондом Макса Кейда. Т.Д. получила гранты от Фонда Эльзе Крюнера (2012 г.) и Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1). S. S. получил исследовательские гранты от Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3- 1, SCHR992/4-1).
Materials
| 10 ml Syringe | Thermo Scientific | 03-377-23 | |
| 5-0 prolene suture | Ethicon | EH7229H | |
| 6-0 prolene suture | Ethicon | 8706H | |
| 8-0 Ethilon suture | Ethicon | 2808G | |
| Absorption Spears | Fine Science Tools | 18105-01 | |
| BALB/c | The Jackson Laboratory | Stock number 000651 | |
| Bepanthen Eye and Nose ointment | Bayer | 1578675 | Eye ointment |
| Betadine Solution | Betadine Purdue Pharma | NDC:67618-152 | |
| Blunt Forceps | Fine Science Tools | 18025-10 | |
| Buprenex | Reckitt Benckiser | NDC Codes: 12496-0757-1, 12496-0757-5 | Buprenorphine |
| Cryoprobe 3mm | Brymill Cryogenic Systems | Cry-AC-3 B-800 | |
| Ethanol 70% | Th. Geyer | 2270 | |
| Forceps curved | S&T | 00284 | |
| Forceps fine | Fine Science Tools | 11251-20 | |
| Forceps standard | Fine Science Tools | 11023-10 | |
| Gross Anatomy Probe | Fine Science Tools | 10088-15 | |
| Hair clipper | WAHL | 8786-451A ARCO SE | |
| High temperature cautery kit | Bovie | 18010-00 | |
| ISOFLURANE | Henry Schein Animal Health | 029405 | |
| IV Catheter 20G | B. Braun | 603028 | |
| Mini-Goldstein Retractor | Fine Science Tools | 17002-02 | |
| NaCl 0.9% | B.Braun | PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160 | saline |
| Needle holder | Fine Science Tools | 12075-14 | |
| Needle Holder, Curved | Harvard Apparatus | 72-0146 | |
| Novaminsulfon | Ratiopharm | PZN 03530402 | Metamizole |
| Operating Board | Braintree Scientific | 39OP | |
| Replaceable Fine Tip | Bovie | H101 | |
| Scissors | Fine Science Tools | 14028-10 | |
| Small Animal Ventilator | Kent Scientific | RV-01 | |
| Spring Scissors – Angled to Side | Fine Science Tools | 15006-09 | |
| Surgical microscope | Leica | M651 | |
| Transpore Surgical Tape | 3M | 1527-1 | |
| Vannas Spring Scissors | Fine Science Tools | 15400-12 | |
| Vaporizer | Kent Scientific | VetFlo-1205S |
References
- Writing Group. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38-360 (2016).
- de Alencar Neto, J. N. Morphine, Oxygen, Nitrates, and Mortality Reducing Pharmacological Treatment for Acute Coronary Syndrome: An Evidence-based Review. Cureus. 10 (1), 2114 (2018).
- Detry, J. M. The pathophysiology of myocardial ischaemia. European Heart Journal. 17, 48-52 (1996).
- Ertl, G., Frantz, S. Healing after myocardial infarction. Cardiovascular Research. 66 (1), 22-32 (2005).
- Jugdutt, B. I. Ventricular remodeling after infarction and the extracellular collagen matrix: when is enough enough. Circulation. 108 (11), 1395-1403 (2003).
- Velagaleti, R. S., Vasan, R. S. Heart failure in the twenty-first century: is it a coronary artery disease or hypertension problem. Cardiology Clinics. 25 (4), 487-495 (2007).
- Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2017 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 135 (10), 146-603 (2017).
- Morrissey, P. J., et al. A novel method of standardized myocardial infarction in aged rabbits. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 312 (5), 959-967 (2017).
- Degabriele, N. M., et al. Critical appraisal of the mouse model of myocardial infarction. Experimental Physiology. 89 (4), 497-505 (2004).
- Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
- Reichert, K., et al. Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (122), e55353 (2017).
- Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (65), e3896 (2012).
- Antonio, E. L., et al. Left ventricle radio-frequency ablation in the rat: a new model of heart failure due to myocardial infarction homogeneous in size and low in mortality. J Card Fail. 15 (6), 540-548 (2009).
- Ovsepyan, A. A., et al. Modeling myocardial infarction in mice: methodology, monitoring, pathomorphology. Acta Naturae. 3 (1), 107-115 (2011).
- Ciulla, M. M., et al. Left ventricular remodeling after experimental myocardial cryoinjury in rats. Journal of Surgical Research. 116 (1), 91-97 (2004).
- Grisel, P., et al. The MRL mouse repairs both cryogenic and ischemic myocardial infarcts with scar. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 14-22 (2008).
- Duerr, G. D., et al. Comparison of myocardial remodeling between cryoinfarction and reperfused infarction in mice. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 961298 (2011).
- Ma, N., et al. Intramyocardial delivery of human CD133+ cells in a SCID mouse cryoinjury model: Bone marrow vs. cord blood-derived cells. Cardiovascular Research. 71 (1), 158-169 (2006).
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology (1985). 102 (6), 2104-2111 (2007).
- van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: a comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).
