Summary

Um método para quantificar artrópodes da folhagem-habitação

Published: October 20, 2019
doi:

Summary

Nós descrevemos como quantificar artrópodes da moradia de folha selando as folhas e a extremidade das filiais em um saco, cortando e congelando o material ensacado, e enxaguando o material previamente congelado na água para separar artrópodes do substrato para a quantificação.

Abstract

Os artrópodes terrestres desempenham um papel importante no nosso ambiente. Quantificar os artrópodes de uma forma que permita um índice preciso ou estimativas de densidade requer um método com alta probabilidade de detecção e uma área de amostragem conhecida. Embora a maioria dos métodos descritos forneça uma estimativa qualitativa ou semiquantitativa adequada para descrever a presença, a riqueza e a diversidade de espécies, poucos proporcionam uma probabilidade de detecção adequadamente consistente e áreas de amostragem conhecidas ou consistentes para fornecer um índice ou estimativa com precisão adequada para detectar diferenças de abundância em variáveis ambientais, espaciais ou temporais. Nós descrevemos como quantificar artrópodes da folha-moradia selando as folhas e a extremidade das filiais em um saco, cortando e congelando o material ensacado, e enxaguando o material previamente congelado na água para separar artrópodes do substrato e quantificá-los. Como demonstramos, esse método pode ser utilizado em uma escala paisagística para quantificar os artrópodes foliares com precisão adequada para testar e descrever como variáveis espaciais, temporais, ambientais e ecológicas influenciam a riqueza e abundância de artrópodes. Este método permitiu detectar diferenças de densidade, riqueza e diversidade de artrópodes foliares entre 5 gêneros de árvores comumente encontradas em florestas decídua do sudeste.

Introduction

Os artrópodes terrestres desempenham um papel importante no nosso ecossistema. Além de ser de interesse científico, os artrópodes podem ser prejudiciais e benéficos para as culturas, plantas hortícolas e vegetação natural, bem como proporcionar uma importante função trófica em teias alimentares. Assim, compreender os fatores que influenciam o desenvolvimento e a abundância da comunidade de artrópodes é crítico para os agricultores, gerentes de controle de pragas, biólogos de plantas, entomologistas, ecologistas da vida selvagem e biólogos de conservação que estudam a dinâmica da Comunidade e gerir organismos insettivorosos. Compreender os fatores que influenciam comunidades de artrópodes e abundâncias muitas vezes requer a captura de indivíduos. As técnicas de captura geralmente podem ser categorizadas em técnicas qualitativas que detectam apenas a presença de uma espécie para estimativas de intervalo de espécies, riqueza e diversidade, ou técnicas Semiquantitativas e quantitativas que permitam um índice ou estimativa de abundância e densidade de indivíduos dentro de um grupo taxonômico.

Técnicas qualitativas que só permitem inferir sobre a presença de uma espécie ou estrutura comunitária têm uma probabilidade de detecção desconhecida ou intrinsecamente baixa ou faltam para fornecer inferência quanto à probabilidade de detecção e tamanho da área amostrada. Como a probabilidade de detecção com essas técnicas é baixa, a variabilidade associada à detecção impede a precisão adequada para inferir como as variáveis explicativas influenciam as métricas da população de artrópodes. As técnicas qualitativas utilizadas para estimar a presença incluem amostragem de sucção1, armadilhas leves2, armadilhas de emergência3, padrões de alimentação nas raízes4, tubos de salmoura5, iscas6, feromona3, armadilhas de armadilha 7, armadilhas de mal-estar8, armadilhas de janela9, armadilhas de sucção10, batendo bandejas11, teias de aranha12, minas de folhas, Frederico13, artrópodes galhas14, vegetação e dano de raiz15 .

Alternativamente, as técnicas Semiquantitativas e quantitativas permitem que os pesquisadores estimar ou pelo menos consistentemente amostra de uma área de amostra especificada e estimar a probabilidade de detecção ou assumir a probabilidade de detecção é não-direcional e adequada para não obscurecer a capacidade do pesquisador de detectar variações espaciais ou temporais em abundância. As técnicas Semiquantitativas e quantitativas incluem redes devarredura 16, sucção ou vácuo amostragem17, contagem sistemática de artrópodes visíveis18, armadilhas pegajosas19, várias armadilhas tipo pote20, entrada ou os furos emergente21, knockdown químico22, pegajoso e água encheram armadilhas23, e ensacamento e grampeamento da filial24.

As recentes alterações antropogênicas induzidas aos regimes climáticos e de perturbação levaram a mudanças dramáticas nas comunidades vegetais, tornando as interações entre a composição de espécies da comunidade vegetal e as comunidades de artrópodes uma área de estudo ativa. Compreender como as comunidades de artrópodes variam com a composição das espécies vegetais é um componente crítico para a compreensão dos potenciais impactos econômicos e ambientais das mudanças nas comunidades vegetais. São necessários métodos semiquantitativos ou quantitativos de quantificação da abundância de artrópodes com precisão adequada para detectar diferenças entre as espécies de plantas. Neste artigo, descrevemos um método de indexação de artrópodes habitacionais que, com esforço razoável, proporcionou precisão adequada para identificar diferenças de abundância individual e biomassa, diversidade e riqueza entre 5 táxons de árvores comumente encontradas em florestas deciduous do sudeste de America do Norte25. Essa abordagem proporcionou precisão adequada para estimar a abundância para permitir inferência quanto à forma como as alterações na composição de espécies de comunidades de plantas florestais devido a regimes de distúrbios modificados antrópicos influenciam a composição de artrópodes, potencialmente influenciando a abundância e distribuição de aves e mamíferos tróficos mais elevados. Mais especificamente, usando uma técnica de ensacamento modificada descrita pela primeira vez por Crossley et al.24, estimamos a densidade de artrópodes de superfície, folhagem-habitacionais e testamos a predição de que detectaria diferenças na diversidade, riqueza e abundância de artrópodes na folhagem de mais rápido crescimento de espécies mais Xeric de árvores em relação ao crescimento mais lento espécies mais Mesic. O objetivo deste artigo é fornecer instruções detalhadas da técnica.

Realizamos o estudo sobre a floresta nacional de Shawnee (SNF) no sul de Illinois. O SNF é uma floresta de 115.738 hectares localizada na região de hardwoods central das divisões naturais de Ozarks e Shawnee Hills26. A floresta compreende um mosaico de 37% de carvalho/Nogueira, 25% de madeiras mistas de terras altas, 16% de faia/Maple e 10% de madeiras de fundo. O SNF é dominado pelo segundo Carvalho/Hickory do crescimento em áreas de Upland Xeric e Maple do açúcar, faia americana, e árvore do Tulip (Liriodendron de Liriodendron) em vales Mesic abrigados27,28.

A seleção do site para este método dependerá dos objetivos gerais do estudo. Por exemplo, o objetivo principal de nosso estudo original era fornecer a introspecção em como as mudanças na Comunidade da árvore puderam influenciar uns organismos tróficos mais elevados comparando métricas da Comunidade do artrópode da folha-moradia entre comunidades de árvore adaptadas Mesic e Xeric. Assim, nosso principal objetivo foi quantificar a comunidade de artrópodes em árvores individuais localizadas dentro da Comunidade Xeric ou Mesic Tree. Nós selecionamos 22 locais de estudo ao longo de um carvalho/Hickory (Xeric) ao Beech/bordo (Mesic) dominou o inclinação usando mapas da tampa do carrinho de USFS (allveg2008. shp) no ArcGIS 10.1.1. Para evitar potenciais efeitos de confundimento, selecionamos sítios utilizando os seguintes critérios: não localizados em áreas ribeiranas, ≥ 12 ha, e localizados dentro do habitat florestal contíguo-decíduo (i.e., elevação acima de 120 m). Todos os locais continham árvores maduras > 50 anos de idade em terrenos montanhosos, assim, compreendidos inclinações e aspectos semelhantes. Quando os limites do local da faia/bordo foram distinguidos baseados na transição de comunidades da árvore, os limites do local do carvalho/Hickory foram identificados artificialmente usando mapas da tampa de SNF e ArcGIS 10.1.1. Todos os locais eram grandes blocos florestais dentro do terreno un-glaciated; suas diferenças na composição de espécies arbóreas não eram devidas a diferenças de localização na paisagem, mas eram representativas do uso de terras passadas (por exemplo, cortes claros ou colheita seletiva). Nós retificamos os mapas carregando shapefiles de polígono discretos de cada local de estudo para um sistema de posicionamento global (GPS) portátil e verificando a composição de espécies de árvores. Selecionamos aleatoriamente pontos de amostragem (n = 5) em cada local. Em cada ponto, Amostramos três árvores de 3 a 400 horas durante 23 de maio a 25 de junho de 2014. Para localizar árvores amostrais, procurou-se para fora a um raio de 30 m de pontos de vegetação até que árvores maduras (> 20 cm d.b.h.) com galhos suficientemente baixos para a amostra foram encontradas. Tipicamente, as três árvores maduras que representavam três dos cinco gêneros (Acer, Carya, Fagus, Liriodendron e Quercus) de interesse e estavam mais próximas ao ponto central foram amostradas.

Protocol

1. construindo o dispositivo de amostragem antes de ir para o campo Usando cortadores do parafuso, grandes cortadores de fio, ou um disco de moedura elétrico, remova o 1/3 inferior da gaiola do tomate do fio de 30 cm de modo que seja aproximadamente 55 cm do comprimento. Corte duas, 50 chaves do cm feitas do alumínio ou similarmente material semi-rígida para usar-se como hastes e cintas do acessório em cada lado da extremidade a maior da gaiola do tomate. Em 38 cm da extremidade, use um vício da …

Representative Results

Foram coletadas 626 amostras de 323 árvores individuais compondo 5 grupos de árvore. Para as estimativas da biomassa total de artrópodes por metro de ramo amostrado, o erro-padrão variou de 12% a 18% da média para os 5 grupos de árvores (tabela 1). Esse nível de precisão foi adequado para detectar variações entre os grupos de árvores e uma mudança quadrática na biomassa com a data25. Essa técnica proporcionou maior precisão ao estima…

Discussion

Duas necessidades de quantificar com precisão as comunidades de artrópodes são probabilidades de detecção relativamente elevadas e áreas de amostragem conhecidas ou consistentes. Quando a amostragem para artrópodes, menos de 100% de probabilidade de detecção pode ser atribuída a ambos os artrópodes individuais evitando armadilhas ou alguns indivíduos que foram presos sendo indetectados durante o processamento. Armadilhas interceptoras que interceptam artrópodes voadores (malaise/armadilhas de janela, armadil…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Os autores gostariam de agradecer ao serviço florestal do departamento de agricultura dos EUA por financiar este projeto através do acordo USFS 13-CS-11090800-022. Gostaríamos de agradecer a J. Suda, W. Holland, e outros para assistência laboratorial, e R. Richards para a assistência de campo.

Materials

13 gallon garbage bags Glad 78374
Aluminum rod Grainger 48ku20
Pruner Bartlet arborist supply pp-125b-2stick
Telescoping pole BES TPF620
Tomato Cage Gilbert and Bennet 42 inch galvanized

References

  1. Arnold, A. J. Insect sampling without nets, bags, or filters. Crop Protection. 13, 73-76 (1994).
  2. Roberts, R. J., Campbell, A. J., Porter, M. R., Sawtell, N. L., Lee, K. E. Funturations in the abundance of pasture scarbs in relation to Eucalyptus trees. Proceeding of the 3rd Australian Conference on Grassland Invertebrate Ecology. , 75-79 (1982).
  3. Southwood, T. R. E., Henderson, P. A. . Ecological Methods. , (2000).
  4. Masters, G. J. Insect herbivory above- and belowground: individual and joint effect on plant fitness. Ecology. 79, 1281-1293 (1995).
  5. Stewart, R. M., Kozicki, K. R. DIY assessment of leatherjacket numbers in grassland. Proceedings of the crop protection in North Britain Conference. , 349-353 (1987).
  6. Ward, R. H., Keaster, A. J. Wireworm baiting: use of solar energy to enhance early detection of Melanotus depressus, M. verberans, and M. mellillus in Midwest cornfields. Journal of Economic Entomology. 70, 403-406 (1977).
  7. Barber, H. S. Traps for cave inhabiting insects. Journal of the Elisha Michell Scientific Society. 46, 259-266 (1931).
  8. Malaise, R. A new insect trap. Entomologisk Tidskrift. 58, 148-160 (1937).
  9. Peck, S. B., Davis, A. E. Collecting small beetles with large-area “window traps”. Coleopterists Bulletin. 34, 237-239 (1980).
  10. Taylor, L. R. An improved suction trap for insects. Annals of Applied Biology. 38, 582-591 (1951).
  11. White, T. C. R. A quantitative method of beating for sampling larvae of Selidosema suavis (Lepidoptera: Geometridae) in plantations in New Zealand. Canadian Entomologist. 107, 403-412 (1975).
  12. Ozanne, C. M., Leather, S. R. Techniques and methods for sampling canopy insects. Insect Sampling in Forest Ecosystems. , 146-167 (2005).
  13. Sterling, P. H., Hambler, C., Kirby, K., Wright, F. J. Coppicing for conservation: do hazel communities benefit?. Woodland conservation and research in the Clay Veil of Oxfordshire and Buckinghamshire. , 69-80 (1988).
  14. Fidgen, J. G., Teerling, C. R., McKinnon, M. L. Intra- and inter-crown distribution of eastern spruce gall adelgid, Adelges abietis (L.), on young white spruce. Canadian Entomologist. 126, 1105-1110 (1994).
  15. Prueitt, S. C., Ross, D. W. Effect of environment and host genetics on Eucosma sonomana (Lepidopter; Tortricidae) infestation levels. Environmental Entomology. 27, 1469-1472 (1998).
  16. Gray, H., Treloar, A. On the enumeration of insect populations by the method of net collection. Ecology. 14, 356-367 (1933).
  17. Dietrick, E. J. An improved backpack motor fan for suction sampling of insect populations. Journal of Economic Entomology. 54, 394-395 (1961).
  18. Speight, M. R. Reproductive capacity of the horse chestnut scale insect, Pulvinaria regalis Canard (Hom., Coccidae). Journal of Applied Entomology. 118, 59-67 (1994).
  19. Webb, R. E., White, G. B., Thorpe, K. W. Response of gypsy moth (Lepidoptera: Lymantriidae) larvae to sticky barrier bands on simulated trees. Proceeding of the Entomological Society of Washington. 97, 695-700 (1995).
  20. Agassiz, D., Gradwell, G. A trap for wingless moths. Proceedings and Transactions of the British Entomological and Natural History Society. 10, 69-70 (1977).
  21. Lozano, C., Kidd, N. A. C., Jervis, M. A., Campos, M. Effects of parasitoid spatial hererogeneity, sex ratio and mutual interaction between the olive bark beetle Phloeotribus scarabaeoides (Col. Scolytidae) and the pteromalid parasitoid Cheiropachus quardrum (Hum. Pteromalidae). Journal of Applied Entomology. 121, 521-528 (1997).
  22. Roberts, H. R. Arboreal Orthoptera in the rain forest of Costa Rica collected with insecticide: a report on grasshoppers (Acrididae) including new species. Proceedings of the Academy of Natural Sciences, Philadelphia. 125, 46-66 (1973).
  23. Disney, R. H. L., et al. Collecting methods and the adequacy of attempted fauna surveys, with reference to the Diptera. Field Studies. 5, 607-621 (1982).
  24. Crossley, D. A., Callahan, J. T., Gist, C. S., Maudsley, J. R., Waide, J. B. Compartmentalization of arthropod communities in forest canopies at Coweeta. Journal of the Georgia Entomological Society. 11, 44-49 (1976).
  25. Sierzega, K. P., Eichholz, M. W. Understanding the potential biological impacts of modifying disturbance regimes in deciduous forests. Oecologia. 189, 267-277 (2019).
  26. Schwegman, J., Mohlenbrock, R. H. The natural divisions of Illinois. Guide to the vascular flora of Illinois. , 1-47 (1975).
  27. Fralish, J. S., McArdle, T. G. Forest dynamics across three century-length disturbance regimes in the Illinois Ozark hills. American Midland Naturalist. 162, 418-449 (2009).
  28. Thompson, F. R. The Hoosier-Shawnee Ecological Assessment. General Technical Report. NC-244. , (2004).
  29. Townes, H. A light-weight Malaise trap. Entomological News. 83, 239-247 (1972).
  30. Wilkening, J., Foltz, J. L., Atkonson, T. H., Connor, M. D. An omnidirectional flight trap for ascending and descending insects. Canadian Entomologist. 113, 453-455 (1981).
  31. Basset, Y. A composite interception trap for sampling arthropods in tree canopies. Australian Journal of Entomology. 27, 213-219 (1988).
  32. Bowden, J. An analysis of factors affecting catches of insects in light traps. Bulletin of Entomological Research. 72, 535-556 (1982).
  33. Müller, J., et al. Airborne LiDAR reveals context dependence in the effects of canopy architecture on arthropod diversity. Forest Ecology and Management. 312, 129-137 (2014).
  34. Southwood, T. R. E., Mound, L. A., Waloff, N. The components of diversity. Diversity of Insect Faunas. , 19-40 (1978).
  35. Southwood, T. R. E., Moran, V. C., Kennedy, C. E. J. The assessment of arboreal insect fauna-comparisons of knockdown sampling and faunal lists. Ecological Entomology. 7, 331-340 (1982).
  36. Majer, J. D., Recher, H. F. Invertebrate communities on Western Australian eucalypts: a comparison of branch clipping and chemical knockdown. Australian Journal of Ecology. 13, 269-278 (1988).
  37. Basset, Y. The arboreal fauna of the rainforest tree Argyrodendron actinophyllum as sampled with restricted canopy fogging: composition of the fauna. Entomologist. 109, 173-183 (1990).
  38. Majer, J. D., Recher, H., Keals, N. Branchlet shaking: a method for sampling tree canopy arthropods under windy conditions. Australian Journal of Ecology. 21, 229-234 (1996).
  39. Moir, M. L., Brennan, K. E. C., Majer, J. D., Fletcher, M. J., Koch, J. M. Toward an optimal sampling protocol for Hemiptera on understorey plants. Journal of Insect Conservation. 9, 3-20 (2005).
  40. Johnson, M. D. Evaluation of arthropod sampling technique for measuring food availability for forest insectivorous birds. Journal of Field Ornithology. 71, 88-109 (2000).
  41. Cooper, R. J., Whitmore, R. C. Arthropod sampling methods in ornithology. Studies in Avian Biology. 13, 29-37 (1990).
  42. Cooper, N. W., Thomas, M. A., Garfinkel, M. B., Schneider, K. L., Marra, P. P. Comparing the precision, accuracy, and efficiency of branch clipping and sweep netting for sampling arthropods in two Jamaican forest types. Journal of Field Ornithology. 83, 381-390 (2012).
  43. Schowalter, T. D., Webb, J. W., Crossley, D. A. Community structure and nutrient content of canopy arthropod in clearcut and uncut forest ecosystems. Ecology. 62, 1010-1019 (1981).
  44. Majer, J. D., Recher, H. F., Perriman, W. S., Achuthan, N. Spatial variation of invertebrate abundance within the canopies of two Australian eucalypt forests. Studies in Avian Biology. 13, 65-72 (1990).
  45. Beltran, W., Wunderle, J. M. Temporal dynamics of arthropods on six tree species in dry woodlands on the Caribbean Island of Puerto Rico. Journal of Insect Science. 14, 1-14 (2014).
  46. Schowalter, T. D., Crossley, D. A., Hargrove, W. Herbivory in forest ecosystems. Annual Review of Entomology. 31, 177-196 (1986).
  47. Summerville, K. S., Crist, T. O. Effects of timber harvest on Lepidoptera: community, guild, and species responses. Ecological Applications. 12, 820-835 (2002).
  48. Barbosa, P., et al. Associational resistance and associational susceptibility: having right or wrong neighbors. Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 40, 1-20 (2009).
  49. Burns, R. M., Honkala, B. H. Silvics of North America: Vol 2. Hardwoods. Agriculture Handbook 654. , (1990).
check_url/kr/60110?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Eichholz, M. W., Sierzega, K. P. A Method for Quantifying Foliage-Dwelling Arthropods. J. Vis. Exp. (152), e60110, doi:10.3791/60110 (2019).

View Video