Chirurgia stereotassica per l'impianto di array di microelettrodi nel Common Marmoset (Callithrix jacchus)
Summary
Questo lavoro presenta un protocollo per eseguire un impianto stereotassico e neurochirurgico di array di microelettrodi nel comune marmoset. Questo metodo consente specificamente registrazioni elettrofisiologiche in animali che si comportano liberamente, ma può essere facilmente adattato a qualsiasi altro intervento neurochirurgico simile in questa specie (ad esempio, cannula per la somministrazione di farmaci o elettrodi per la stimolazione cerebrale).
Abstract
I marmoset (Callithrix jacchus) sono piccoli primati non umani che stanno guadagnando popolarità nella ricerca biomedica e preclinica, comprese le neuroscienze. Filogeneticamente, questi animali sono molto più vicini agli esseri umani dei roditori. Mostrano anche comportamenti complessi, tra cui una vasta gamma di vocalizzazioni e interazioni sociali. Qui, viene descritta un’efficace procedura neurochirurgica stereotassica per l’impianto di array di elettrodi di registrazione nel marmoset comune. Questo protocollo descrive anche i passaggi pre e postoperatori della cura degli animali che sono necessari per eseguire con successo tale intervento chirurgico. Infine, questo protocollo mostra un esempio di potenziale sul campo locale e registrazioni di attività di picco in una marmoset liberamente comandata 1 settimana dopo la procedura chirurgica. Nel complesso, questo metodo offre l’opportunità di studiare la funzione cerebrale in marmoset svegli e liberamente comportandosi. Lo stesso protocollo può essere facilmente utilizzato dai ricercatori che lavorano con altri piccoli primati. Inoltre, può essere facilmente modificato per consentire altri studi che richiedono impianti, come elettrodi stimolanti, microiniezioni, impianto di optrodes o cannula guida, o ablazione di regioni tissutali discrete.
Introduction
Marmoset comuni (Callithrix jacchus) stanno guadagnando il riconoscimento come un importante organismo modello in molti campi della ricerca, tra cui le neuroscienze. Questi primati del nuovo mondo rappresentano un importante modello animale complementare sia per i roditori che per altri primati non umani (NHP), come il macaco di rhesus. Come i roditori, questi animali sono piccoli, facili da manipolare e relativamente economici da curare e allevare1,2,3,4, rispetto ai NHP più grandi. Inoltre, questi animali hanno una propensione per il gemellaggio e l’elevata fecondità rispetto ad altri NHP1,2,3. Un altro vantaggio che il marmoset ha rispetto a molti altri primati è che i moderni strumenti di biologia molecolare3,4,5,6,7 e un genoma sequenziato2 ,3,4,5,8 sono stati utilizzati per modificarli geneticamente. Entrambi gli animali knock-in che utilizzano il lentivirus5, e gli animali knock-out utilizzando nucleasi zinco-dito (FN) e trascrizione attivatore-come nucleases (TALENS)7, hanno prodotto animali fondatori vitali.
Un vantaggio in relazione ai roditori è che i marmoset, come primati, sono filogeneticamente più vicini agli esseri umani3,5,6,9,10,11. Come gli esseri umani, le marmotte sono animali diurni che dipendono da un sistema visivo altamente sviluppato per guidare gran parte del loro comportamento10. Inoltre, le marmotte presentano complessità comportamentale, tra cui una vasta gamma di comportamenti sociali come l’uso di diverse vocalizzazioni3, consentendo ai ricercatori di affrontare questioni non possibili in altre specie. Da un punto di vista neuroscientifico, le marmotte hanno cervelli lissencefalia, a differenza del macaco rhesus9 piùcomunemente usato. Inoltre, le marmotte hanno un sistema nervoso centrale simile agli esseri umani, tra cui una corteccia prefrontale9più sviluppata. Insieme, tutte queste caratteristiche posizionano le marmotte come un modello prezioso per studiare la funzione cerebrale in salute e malattia.
Un metodo comune per studiare la funzione cerebrale consiste nell’impiantare elettrodi in posizioni specifiche anatomicamente per mezzo di neurochirurgia stereotassica. Questo permette la registrazione cronica dell’attività neurale in diverse aree bersaglio in animali svegli e liberamente comportanti12,13. La neurochirurgia stereotassica è una tecnica indispensabile utilizzata in molte linee di ricerca, in quanto consente un targeting preciso delle regioni neuroanatomiche. Rispetto alla letteratura macaca e roditore, ci sono meno studi pubblicati che descrivono la neurochirurgia stereotassica specifica per il marmoset, e tendono a fornire dettagli sparse dei passaggi coinvolti nell’intervento chirurgico. Inoltre, coloro che hanno maggiori dettagli si concentrano principalmente sulle procedure per la registrazione elettrofisiologica in animali a testa limitata14,15,16,17.
Al fine di facilitare una più ampia adozione delle marmotte come organismo modello nella ricerca sulle neuroscienze, il metodo attuale definisce i passaggi specifici necessari per una neurochirurgia stereotassica di successo in questa specie. Oltre all’impianto di array di registrazione, come descritto nel presente metodo, la stessa tecnica può essere adattata per molti altri scopi sperimentali, compreso l’impianto di elettrodi stimolanti per il trattamento delle malattie18 o la guida causale comportamento del circuito19; l’impianto di cannule guida per l’estrazione e la quantificazione dei neurotrasmettitori20, iniezioni di reagenti, compresi quelli perl’induzione di modelli di malattia 12 o per studi di tracciamento del circuito15; ablazione di regioni tissutali discrete21; impianto di optrodes per studi optogenetici22; impianto di finestre ottiche per l’analisi microscopica corticale23; e l’impianto di array elettrocorticografici (ECoG)24. Pertanto, l’obiettivo generale di questa procedura è quello di delineare i passaggi chirurgici coinvolti nell’impianto di array di microelettrodi per registrazioni elettrofisiologiche croniche in marmoset che si comportano liberamente.
Protocol
Representative Results
Discussion
Questo lavoro fornisce una descrizione dettagliata delle procedure coinvolte nell’impianto di array di registrazione di microelettrodi nel cervello marmoset. Questo stesso protocollo può essere facilmente utilizzato quando si impiantano elettrodi, sia fatti in casa che disponibili in commercio, in altri piccoli primati. Inoltre, può essere facilmente adattato per altre estremità sperimentali che richiedono un targeting preciso delle strutture cerebrali. Pertanto, questo protocollo è volutamente vago per quanto riguar…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Gli autori desiderano ringraziare Bernardo Luiz per l’assistenza tecnica con le riprese e il montaggio. Questo lavoro è stato sostenuto dall’Istituto Santos Dumont (ISD), dal Ministero dell’Istruzione brasiliano (MEC) e dal Superiore di Coordenao de Aperfei-oamento de Pessoal de Novel (CAPES).
Materials
| Equipments | |||
| 683 Small Animal Ventilator | Harvard Apparatus, Inc. | 55-0000 | |
| Anesthesia Assembly | BRASMED | COLIBRI | |
| Barber Clippers | Mundial | HC-SERIES | |
| Dental Drill | Norgen | B07-201-M1KG | |
| Homeothermic Heating Pad and Monitor | Harvard Apparatus, Inc. | 50-7212 | |
| Marmoset Stereotaxic Frame | Narishige Scientific Instrument Lab | SR-6C-HT | |
| Patient Monitor and Pulse Oximeter | Bionet Co., Ltd | BM3 | |
| Stereotaxic Micromanipulator | Narishige Scientific Instrument Lab | SM-15R | |
| Surgical Microscope | Opto | SM PLUS IBZ | |
| Instruments | |||
| Allis tissue forceps | Sklar | 36-2275 | |
| Alm Retractor, rounded point, 4×4 teeth | Rhosse | RH11078 | |
| Angled McPherson Forceps | Oftalmologiabr | 11301A | |
| Curved Surgial Scissors | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8422 | |
| Curved Tissue Forceps | Sklar | 47-1186 | |
| Delicate Dissection forceps | WPI | WP5015 | |
| Dental Drill Bit | Microdont | ISO.806.314.001.524.010 | |
| Essring Tissue Forceps | Sklar | 19-2460 | |
| FG 1/4 Dental Drill Bit | Microdont | ISO.700.314.001.006.005 | |
| Halsey Needle Holder | WPI | 15926-G | |
| Halstead Mosquito forceps | WPI | 503724-12 | |
| Hemostatic Forceps, Straight | Sklar | 17-1260 | |
| Jewler Forceps | Sklar | 66-7436 | |
| McPherson-Vannas Optathalmic microscissor, 3 mm point | Argos Instrumental | ARGOS-4004 | |
| Pereosteal Raspatory | Golgran | 38-1 | |
| Scalpal Handle | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8354 | |
| Screwdrivers | Eurotool | SCR-830.00 | |
| Sodering Iron | Hikari | 21K006 | |
| Surgical Scissor | Harvard Apparatus, Inc. | 72-8400 | |
| Toothed forceps | WPI | 501266-G | |
| Disposables/Single Use | |||
| 1 ml sterile syringe with 26 G needle | Descarpack | 7898283812785 | |
| 130 cm x 140 cm surgical field, presterilized | ProtDesc | 7898467276344 | |
| 24G Needle, presterilized | Descarpack | 7898283812846 | |
| 50 cm x 50 cm surgical field, presterilized | Esterili-med | 110100236 | |
| Cotton Tipped Probes, Presterilized | Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD | 23007 | |
| Cotton tipped Qutips | Higie Topp | 7898095296063 | |
| Electrode Array | Home made | ||
| Endotracheal tube without cuff, internal diameter 2.0 mm, outer diameter 2.9 mm | Solidor | 7898913077201 | |
| Tinned copper wire, 0.15 mm diameter | |||
| M1.4×3 Stainless steel screws | USMICROSCREW | M14-30M-SS-P | |
| Medical Tape | Missner | 7896544910102 | |
| Nylon surgical sutures | Shalon | N540CTI25 | |
| Scalpal Blade, presterilized | AdvantiVe | 1037 | |
| solder | Kester | SN63PB37 | |
| Sterile Saline 0.9% | Isofarma | 7898361700041 | |
| Sterile Surgical Gloves | Maxitex | 7898949349051 | |
| Sterile Surgical Gown | ProtDesc | 7898467281208 | |
| Surgical Gauze, 15 cm x 26 cm presterilized | Héika | 7898488470315 | |
| Gelfoam | Pfizer | ||
| Drugs/Chemicals | |||
| 0.25mg/ml Atropine | Isofarma | ||
| 10% Lidocaine Spray | Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda. | 7896676405644 | |
| 2.5% Enrofloxacino veterinary antibiotic | Chemitec | 0137-02 | |
| Dexametasona Veterinary Anti inflammatory | MSD | R06177091A-00-15 | |
| Hydrogen Peroxide | Farmax | 7896902211537 | |
| Isoflourane | BioChimico | 7897406113068 | |
| Jet Acrylic polymerization solution | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Jet Auto Polymerizing Acrylic | Artigos Odontológicos Clássico | ||
| Ketamine 10% | Syntec | ||
| Lidocaine and Phenylephrine 1.8 ml local anesthetic | SS White | 7892525041049 | |
| Povidone-Iodine solutiom | Farmax | 7896902234093 | |
| Riohex 2% surgical Soap | Rioquímica | 7897780209418 | |
| Silver Paint | SPI Supplies | 05002-AB | |
| Tramadol chloride 50 mg/ml | União Química | 7896006245452 | |
| Refresh gel (polyacrylic acid) | Allergan |
References
- Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications. Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).
- Harris, R. A., et al. Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates. Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).
- Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology. Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).
- Sasaki, E. Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset. Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).
- Sasaki, E., et al. Generation of transgenic non-human primates with germline transmission. Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).
- Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research. , 335-353 (2019).
- Sato, K., et al. Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing. Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).
- Sato, K., et al. Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis. Scientific Reports. 5, 16894 (2015).
- Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates. Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).
- Mitchell, J. F., Leopold, D. A. The marmoset monkey as a model for visual neuroscience. Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).
- Brok, H. P. M., et al. Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS. Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- MacDougall, M., et al. Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets. Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).
- Wakabayashi, M., et al. Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus). Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).
- Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks. Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).
- Sedaghat-Nejad, E., et al. Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum. Journal of Neurophysiology. , (2019).
- Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. Deep-brain stimulation. Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).
- Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate. Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).
- Oddo, M., Hutchinson, P. J. Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis. Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).
- Metz, G. A., Whishaw, I. Q. Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination. Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).
- Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry. Science. 324, 354-359 (2009).
- Hammer, D. X., et al. Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography. Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).
- Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset. Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).
- Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. . Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates. , (2008).
- Santana, M. B., et al. Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson’s disease. Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).
- Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson’s disease in the common marmoset. Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).
- Misra, S., Koshy, T. A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device. Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).
- Freire, M. A. M., et al. Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants. PLOS ONE. 10 (6), 0130354 (2015).
- Budoff, S., et al. Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain. Brain Sciences. 9 (2), 19 (2019).
- Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice. Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).
- Nicolelis, M. A. L., et al. Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).
- Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. . State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals. , (2008).
- Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. . The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2012).
- Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. Guidelines for animal surgery in research and teaching. American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).
- Flecknell, P. A. Anaesthesia of Animals for Biomedical Research. British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).
- Kurihara, S., et al. A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus). Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).
- Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus). American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).
- Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression. Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).
- Ghomashchi, A., et al. A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system. 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).
- Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).
