اتخاذ الخطوة التالية: تقويم العظام العصبية هند نموذج لزرع الأطراف لتعظيم الانتعاش الوظيفي في الفئران
Summary
يقدم هذا البروتوكول نموذجًا قويًا قابلًا للاستنساخ من زرع الكلاروستونتر المركب الوعائي (VCA) الموجه نحو دراسة متزامنة لعلم المناعة والتعافي الوظيفي. الوقت المستثمر في تقنية دقيقة في زرع العظام الطرف الخلفي في منتصف الفخذ الأيمن مع أنستووموز الأوعية الدموية المخيط يدويًا والتكptation العصبي ينتج القدرة على دراسة التعافي الوظيفي.
Abstract
زرع الأطراف على وجه الخصوص والأوعية الدموية المركبة allotransplant (VCA) بشكل عام لديهم وعد علاجي واسع تم تعثرت بسبب القيود الحالية في قمع المناعة والانتعاش العصبي الوظيفي. وقد تم تطوير العديد من النماذج الحيوانية لدراسة ميزات فريدة من نوعها من VCA، ولكن هنا نقدم نموذجا قويا استنساخها من زرع الأطراف الخلفية التقويمية في الفئران مصممة للتحقيق في وقت واحد كلا الجانبين من الحد VCA الحالي: استراتيجيات المناعة والمناعة الانتعاش العصبي الوظيفي. في قلب النموذج تقع على التزام دقيق, تقنيات الجراحة المجهرية اختبار الزمن مثل اليد مخيط anastomoses الأوعية الدموية واليد مخيط coaptation العصبية العصب الفخذي والعصب الوركي. ويسفر هذا النهج عن إعادة بناء دائمة للأطراف تسمح بالحيوانات التي تعيش حياة أطول والقادرة على إعادة التأهيل، واستئناف الأنشطة اليومية، والاختبار الوظيفي. مع العلاج على المدى القصير من العوامل التقليدية المثبطة للمناعة، نجت الحيوانات المزروعة بعد 70 يومًا من بعد الزراعة، وتوفر الحيوانات المزروعة بمقاييس المقاييس ضوابط طويلة الأمد تتجاوز 200 يوم بعد الجراحة. دليل على الانتعاش الوظيفي العصبي موجود من قبل 30 يوما بعد المنطوق. هذا النموذج لا يوفر فقط منصة مفيدة لاستجواب الأسئلة المناعية فريدة من نوعها ل VCA وتجديد الأعصاب، ولكن يسمح أيضا لاختبار في الجسم الحي للاستراتيجيات العلاجية الجديدة مصممة خصيصا لVCA.
Introduction
زرع الأطراف في إطار الفئة الأوسع من زرع الكلابير المركبة الوعائية (VCA) أو زرع الخلايا الالية النسيجية المركبة (CTA) لم تف بعد بوعدها العلاجي. منذ أول عمليات زرع يد بشرية ناجحة في ليون وفرنسا ولويزفيلي، كنتاكي في 1998 و 1999، تم إجراء أكثر من 100 عملية زرع أطراف عليا في جميع أنحاء العالم في المرضى المختارين بعناية1. وقد أحبطت تطبيق أوسع من قبل كبت المناعة كبيرة والانتعاش العصبي الوظيفية محدودة. استراتيجيات كبت المناعة الحالية تؤدي إلى حدوث 85٪ من الرفض الحاد في مواجهة 77٪ من الإصابة بالعدوى الانتهازية2. من ناحية أخرى ، يحدث الشفاء الوظيفي بعد زرع اليد ؛ يعني العجز من الكتف الذراع واليد (داش) عشرات تحسين من 71 إلى 43، ولكن هذا المستوى من وظيفة قد لا تزال مؤهلة كإعاقة2. ونظرا لطبيعة إنقاذ غير الحياة لزراعة الأطراف، يجب صقل التقنيات الحالية في نماذج الحيوانات لاتخاذ الخطوة التالية في VCA.
منذ أول نموذج الفئران من زرع الأطراف في 19783, وقد وضعت العديد من النماذج الحيوانية المبتكرة للنهوض مجال VCA4, دمج الأوعية الدموية المقيدة لتقليل الوقت المنطوق5,6, hetero عمليات زرع أوستيومييكوتيوسيوميستي للتقليل من إهانة فسيولوجية إلى الحيوان المتلقي7،8،9،10،11، ورواية نهج المناعة7،12،13،14. يؤكد نموذج الفئران لزراعة منتصف الفخذ اليمنى للمغضم الأيمن المؤجج هنا على التقنيات الدقيقة التي تم اختبارها زمنيًا مثل أوعية الأوعية الدموية المخيطة يدويًا وcoaptation العصبي كاستثمار مقدم في منصة نموذجية قوية وقابلة للاستنساخ للتحقيق في وقت واحد في كلا جانبي الحد الحالي من VCA: استراتيجيات قمع المناعة والانتعاش العصبي الوظيفي.
Protocol
Representative Results
Discussion
زرع الأطراف، في إطار الفئة الأوسع من زرع المكونات الوعائية (VCA)، لديه وعد علاجي قابل للتطبيق على نطاق واسع حتى الآن لم يتحقق. وتكمن حواجز الطرق الرئيسية في قضايا مناعية غير محلولة فريدة من نوعها لتقنيات الاستعادة الحركية العصبية المستخدمة حاليًا. تطوير تقنيات جديدة سوف تعتمد على النمذجة ا?…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم تمويل هذا العمل من قبل مؤسسة فرانكل ومستشفى نورث وسترن التذكاري ماكورميك غرانت (عملية استعادة). وقد تم دعم البحوث التي تم الإبلاغ عنها في هذا المنشور من قبل المعهد الوطني للعلوم الطبية العامة التابعة للمعاهد الوطنية للصحة تحت رقم الجائزة T32GM008152. وقد تم دعم هذا العمل من قبل جامعة نورث وسترن Microsurgery الأساسية والسلوكية فينوتيبينغ الأساسية.
Materials
| Anesthesia machine | Vet Equip | 911103 | |
| 0.5cc syringe | Exel | 26018 | |
| 18-gauge needle | BD | 305196 | |
| 1cc syringe | BD | 309659 | |
| 22-gauge needle | BD | 305156 | |
| 24-gauge angiocatheter | Sur-Vet | SROX2419V | |
| 25-gauge needle | Exel | 26403 | |
| 3 cc syringe | BD | 309657 | |
| 5cc syringe | Exel | 26230 | |
| Alcohol | Fisher Scientific | HC-600-1GAL | |
| Anesthesia induction chamber | Vet Equip | 941443 | |
| Anesthetic gas scavenger system | Vet Equip | 931401 | |
| Bipolar electrocautery | Aura | 26-500 | |
| Bitter Spray Mist | Henry Schein | 5553 | |
| Bone wax | CP Medical | CPB31A | |
| Breathing circuit | Vet Equip | 921413 | |
| Buprenophine | Reckitt Benckiser | 12496075705 | |
| Castro-Viejos needle drivers | Roboz | RS-6416 | |
| Cordless rotary saw | Dremel | 8050-N/18 | |
| Cotton swab stick | Fisher Scientific | 23-400-101 | For hemostasis |
| DigiGait Appparatus and Software | Mouse Specifics | MSI-DIG, DIG-SOFT | |
| Dumont forceps (#4) | Roboz | RS-4972 | |
| Dumont forceps (#5) | Roboz | RS-5035 | |
| Enrofloxacin | Norbrook | ANADA 200-495 | |
| FK-506 | Astellas | 301601 | |
| Gauze | Kendall | 1903 | |
| Gauze | Covidien | 8044 | |
| Gloves | Microflex | DGP-350-M | |
| Hair clippers | Oster | 078005-010-003 | |
| Handheld monopolar electrocautery | Bovie | AA00 | |
| Hargreaves Apparatus | Ugo Basile S.R.L. Gemonio, Italy | 37370 | |
| Heating pad | Walgreens | 126987 | |
| Heparin | Fresenius Kabi | 42592K | |
| Hot plate | Corning | PC-351 | For warming resusscitation fluid |
| Isoflurane | Henry Schein | 29405 | |
| Lactated ringers | Baxter | 2B2074 | |
| Large petri dish | Fisher Scientific | FB0875713 | For donor graft while in chilled saline |
| Meloxicam | Henry Schein | 49755 | |
| micro Collin Hartmann retractor | |||
| Micro dissecting scissors | Roboz | RS-5841 | |
| Microfibrillar collagen powder | BD | 1010590 | For hemostasis |
| Microvascular clips | Roboz | RS-5420 | |
| Normal saline | Baxter | 2F7124 | |
| Opthalmic lube | Dechra | IS4398 | |
| Rapmycin | MedChem Express | HY-10219 | |
| Small petri dish | Fisher Scientific | FB0875713A | For warmed resusscitation fluid |
| Sterile drapes | ProAdvantage | N207100 | |
| Surgical gown | Cardinal Health | 9511 | |
| Surgical mask | 3M | 1805 | |
| Surgical microscope, optic model OPMIMD | Zeiss | 169756 | |
| Surgical microscope, Universal S3 | Zeiss | 243188 | |
| Suture 10-0 nylon | Covidien | N2512 | |
| Suture 5-0 vicryl | Ethicon | J213H | |
| Suture 7-0 silk tie | Teleflex | 103-S | |
| Tape | 3M | 1530-1 | |
| Ultrasonic instrument cleaner | Roboz | RS-9911 | |
| Vessel dilation forceps | Roboz | RS-5047 |
References
- Elliott, R. M., Tintle, S. M., Levin, L. S. Upper extremity transplantation: current concepts and challenges in an emerging field. Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 7 (1), 83-88 (2014).
- Petruzzo, P., et al. The International Registry on Hand and Composite Tissue Transplantation. Transplantation. 90 (12), 1590-1594 (2010).
- Shapiro, R. I., Cerra, F. B. A model for reimplantation and transplantation of a complex organ: the rat hind limb. Journal of Surgical Research. 24 (6), 501-506 (1978).
- Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
- Furtmuller, G. J., et al. Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse. Journal of Visualized Experiments. (108), e53483 (2016).
- Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (41), e2022 (2010).
- Horner, B. M., et al. In vivo observations of cell trafficking in allotransplanted vascularized skin flaps and conventional skin grafts. Journal of Plastic, Reconstructive & Aesthetic Surgery. 63 (4), 711-719 (2010).
- Fleissig, Y., et al. Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research. Journal of Visualized Experiments. (146), e59458 (2019).
- Zhou, X., et al. A series of rat segmental forelimb ectopic implantation models. Scientific Reports. 7 (1), (2017).
- Adamson, L. A., et al. A modified model of hindlimb osteomyocutaneous flap for the study of tolerance to composite tissue allografts. Microsurgery. 27 (7), 630-636 (2007).
- Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation. Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).
- Fries, C. A., et al. enzyme responsive, tacrolimus-eluting hydrogel enables long-term survival of orthotopic porcine limb vascularized composite allografts: A proof of concept study. PLoS One. 14 (1), 0210914 (2019).
- Cottrell, B. L., et al. Neuroregeneration in composite tissue allografts: effect of low-dose FK506 and mycophenolate mofetil immunotherapy. Plastic and Reconstructive Surgery. 118 (3), 5 (2006).
- Benhaim, P., Anthony, J. P., Lin, L. Y., McCalmont, T. H., Mathes, S. J. A long-term study of allogeneic rat hindlimb transplants immunosuppressed with RS-61443. Transplantation. 56 (4), 911-917 (1993).
- Greene, E. C. . Anatomy of the rat. Volume N.S. American Philos. Soc. , 27 (1935).
- Schmalbruch, H. Fiber composition of the rat sciatic nerve. Anatomical Record. 215 (1), 71-81 (1986).
- Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal Pain Sensation in Rats and Mice Using the Hargreaves Test. Bio-protocol. 7 (16), (2017).
- Hargreaves, K., Dubner, R., Brown, F., Flores, C., Joris, J. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
- Hong, S. H., Eun, S. C. Experimental Forelimb Allotransplantation in Canine Model. BioMed Research International. 2016, 1495710 (2016).
- Mathes, D. W., et al. A preclinical canine model for composite tissue transplantation. Journal of Reconstructive Microsurgery. 26 (3), 201-207 (2010).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Fries, C. A., et al. A Porcine Orthotopic Forelimb Vascularized Composite Allotransplantation Model: Technical Considerations and Translational Implications. Plastic and Reconstructive Surgery. 138 (3), 71 (2016).
- Kim, M., Fisher, D. T., Powers, C. A., Repasky, E. A., Skitzki, J. J. Improved Cuff Technique and Intraoperative Detection of Vascular Complications for Hind Limb Transplantation in Mice. Transplantation Direct. 4 (2), 345 (2018).
- Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 3 (12), 015495 (2013).
- Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).
- Tung, T. H., Mohanakumar, T., Mackinnon, S. E. Development of a mouse model for heterotopic limb and composite-tissue transplantation. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (4), 267-273 (2001).
- Tang, J., et al. A vascularized elbow allotransplantation model in the rat. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 24 (5), 779-786 (2015).
- Yan, Y., et al. Nerve regeneration in rat limb allografts: evaluation of acute rejection rescue. Plastic and Reconstructive Surgery. 131 (4), 511 (2013).
- Georgiade, N. G., Serafin, D. . A Laboratory Manual of Microsurgery. Fourth Printing. , (1986).
- Tseng, S. H. Suppression of autotomy by N-methyl-D-aspartate receptor antagonist (MK-801) in the rat. Neuroscience Letters. 240 (1), 17-20 (1998).
- Haselbach, D., et al. Regeneration patterns influence hindlimb automutilation after sciatic nerve repair using stem cells in rats. Neuroscience Letters. 634, 153-159 (2016).
- Kloos, A. D., Fisher, L. C., Detloff, M. R., Hassenzahl, D. L., Basso, D. M. Stepwise motor and all-or-none sensory recovery is associated with nonlinear sparing after incremental spinal cord injury in rats. Experimental Neurology. 191 (2), 251-265 (2005).
- Berryman, E. R., Harris, R. L., Moalli, M., Bagi, C. M. Digigait quantitation of gait dynamics in rat rheumatoid arthritis model. Journal of Musculoskeletal and Neuronal Interactions. 9 (2), 89-98 (2009).
- Hamers, F. P., Lankhorst, A. J., van Laar, T. J., Veldhuis, W. B., Gispen, W. H. Automated quantitative gait analysis during overground locomotion in the rat: its application to spinal cord contusion and transection injuries. Journal of Neurotrauma. 18 (2), 187-201 (2001).
- Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 11622, 179-188 (2014).
- Bozkurt, A., et al. Aspects of static and dynamic motor function in peripheral nerve regeneration: SSI and CatWalk gait analysis. Behavioural Brain Research. 219 (1), 55-62 (2011).
- Neckel, N. D. Methods to quantify the velocity dependence of common gait measurements from automated rodent gait analysis devices. Journal of Neuroscience Methods. 253, 244-253 (2015).
- Yeh, L. S., Gregory, C. R., Theriault, B. R., Hou, S. M., Lecouter, R. A. A functional model for whole limb transplantation in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 105 (5), 1704-1711 (2000).
