Summary

Farelerde Tekrarlanan Orotracheal Entübasyon

Published: March 27, 2020
doi:

Summary

Bu makalenin amacı, laboratuvar faresinin entübasyonunun rafine bir yöntemini açıklamaktır. Yöntem noninvaziv ve bu nedenle, solunum fonksiyonu ve / veya akciğer içine tedavilerin indaşseri izleme gerektiren çalışmalar için idealdir.

Abstract

Literatürde fare entübasyonu için ya ağız boşluğu ndan glottisin görüntülenmesi ya da nefes borusunda kanül yerleşiminin doğrudan doğrulanması için ventral boyundaki kesi gerektiren çeşitli yöntemler açıklanmaktadır. Bu tür işlemlerle konuya bağlı göreceli zorluk veya doku travması, bir araştırmacının uzunlamasına çalışmalar yapabilmesine engel teşkil edebilir. Bu makalede, ventral boyun saç kaldırmak için bir depilatörü nardından sonra farenin fiziksel manipülasyon ne olursa olsun cilt derecesi ne olursa olsun orotracheal entübasyon için trakea transkutanöz görselleştirme izin veren bir teknik göstermektedir Pigmentasyon. Bu yöntem konuya zararsızdır ve sınırlı bir mürin anatomisi anlayışı ile kolayca elde edilir. Bu rafine yaklaşım, hastalığın ilerlemesini veya tedavilerin indatılması için gerekli olabilecek tekrarlanan entübasyonu kolaylaştırır. Bu yöntemin kullanılması, solunum yolu hastalıklarının fare modellerinde akciğer fonksiyonunu ölçmek için gerekli olan hayvan sayısının azalmasına ve teknik beceriye neden olabilir.

Introduction

Laboratuvar fareinsan solunum hastalığı için ortak bir hayvan modelidir. Bu nedenle, hem tedavilerin instillasyonu hem de solunum mekaniğinin ölçümü amacıyla fare entübasyonu için yayınlanmış çeşitli yöntemler bulunmaktadır. Açıklanan prosedürlerin çoğu bir laringoskop veya fiber optik ışıkkaynağı1,2,3,4,5,6,7gibi özel ekipman ile ağız boşluğu ile glottis görselleştirme gerektirir., Ancak, bu nispeten büyük bir kanül gerekli olduğunda zor olabilir, bu araştırmacının görünümünü gizlemek gibi. Limjunyawong ve ark.8 hangi küçük bir kutanöz kesi trakea görselleştirme için izin ventral boyun orta hattı boyunca yapılır entübasyon yöntemi ile bu endişe ele almış. İşlemin ardından kesi doku yapıştırıcısı ile kapatılır.

Sık tekrarlanan entübasyonlar gerektiren çalışmalar için, ardışık intübasyon ve bu sitenin kapatılması cilt marjları ve ventral boyun doku travması debridman gerektirir. Oral entübasyona transkutanöz trakeal görüntüleme yaklaşımının amacı, farelerde tek entübasyon olaylarının yanı sıra tekrarlanan entübasyon çalışmaları için özel olarak uygun olan rafine, noninvaziv bir teknik sunmaktır.

Protocol

Burada açıklanan tüm hayvan faaliyetleri Ohio State Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından onaylanmıştır ve AAALAC onaylı tesislerde gerçekleştirilmiştir. 1. Prosedür Hazırlığı Entübasyon platformunu oluştur. Uygun platform eğimini elde etmek için, üç inç (7,6 cm) 3 halkalı bağlayıcı kullanın. 15−20 cm uzunluğunda 3-0 ipek veya diğer iplik malzemesini ikiye katlayın ve bir süspansiyon halkası oluşturmak için …

Representative Results

Bazal pulmoner fonksiyonun seri takibiOn sekiz haftalık dişi BALB/c ve 10 haftalık C57BL/6 fareler (her bir türün n = 3’ü) belirtilen yöntem kullanılarak 0, 3, 10 ve 17. Her gün entübasyon sonrasında, konu % 100 oksijen(Tablo Malzemeler)ile birlikte verilen mekanik bir ventilatöre bağlandı. Solunum direnci (Rrs) 5 s için düzenlenen 25 cm H2O derin bir enflasyon sonrasında 60 s için zorunlu salınım tekniği kullanılarak ölçüldü. Fizyolojik aralıkta…

Discussion

Transkutanöz trakeal görme tekniği kullanılarak entübasyon, standart deri kesi yöntemine rafine bir yaklaşım sunar. Birkaç önemli adıma özel dikkat ile, entübasyon kolayca ve hızlı bir şekilde elde edilebilir. Hayvan, entübasyon platformunda fare nin nazik bir şekilde geri çekilmesi ile dorsal recumbency’ye kare olarak yerleştirilmelidir. Bu dikey hizalama ve entübasyon için uygun konumlandırma içine hayvan genişletecektir. Buna ek olarak, tüy dökücü krem 30−45 s’den daha uzun süre hayvan?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Yazarlar Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph ve Lindsey Ferguson’a teknik yardımları ve Üniversite Laboratuvarı Hayvan Kaynakları’na hayvan bakım destekleri için teşekkür ediyorlar. Bu çalışma NIH T35OD010977 ve R01-HL102469 tarafından finanse edilmektedir.

Materials

18Gx1 1/4" intravenous catheter, Safelet Fisher Scientific #14-841-14 Cannula for intubation
70% ethanol, 10L Fisher Scientific 25467025 Cleaning cannula
Abrasive paper (sandpaper) Porter-Cable 74001201 Cannula preparation
AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml) Akorn Animal Health NDC# 59399-111-50 Anesthesia
Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds) Fisher Scientific 15966 Restraint on intubation platform
Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0) Henry Schein Item #1007842 Intubation platform
Deltaphase Isothermal Pad Braintree Scientific 39DP Mouse thermoregulation and recovery
Deltaphase Operating Board Braintree Scientific 39OP Mouse recovery (prior to extubation)
Distilled water ThermoFisher 15230253 Cleaning mouse following depilation
Eye Scissors, angled, sharp/sharp Harvard Apparatus 72-8437 Cannula preparation
FlexiVent (FX Module 2) Scireq N/A Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)
Gauze sponges Fisher scientific 13-761-52 Hair removal
Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders Staples 24690CT Intubation platform
Instat Software Graphpad N/A Statistical analysis software
Insulin syringe (0.5 cc, U100) Fisher Scientific 329461 Anesthesia administration
Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml) Llyod Laoratories List No. 4871 Anesthesia
Lung inflation bulb Harvard Apparatus 72-9083 Confirm cannula placement
Micro Forceps, Curved, Smooth Harvard Apparatus 72-0445 Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization
Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle Church & Dwight 42010440 Hair removal
Sterile saline (0.9%), 10 ml Fisher Scientific NC9054335 Anesthesia, cleaning skin following hair removal

References

  1. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
  2. Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).
  3. Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).
  4. Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179 (1999).
  5. Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).
  6. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  7. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
  8. Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).
  9. Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).
  10. McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).
check_url/kr/60844?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated Orotracheal Intubation in Mice. J. Vis. Exp. (157), e60844, doi:10.3791/60844 (2020).

View Video