Intubation orotracheal répétée chez les souris
Summary
Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.
Abstract
La littérature décrit plusieurs méthodes pour l’intubation de souris qui exigent la visualisation des glottis par la cavité orale ou l’incision dans le cou ventral pour la confirmation directe du placement de canule dans la trachée. La difficulté relative ou le trauma tissulaire induit au sujet par de telles procédures peuvent être un obstacle à la capacité d’un investigateur d’effectuer des études longitudinales. Cet article illustre une technique dans laquelle la manipulation physique de la souris suite à l’utilisation d’un dépilatoire pour enlever les cheveux du cou ventral permet la visualisation transcutanée de la trachée pour l’intubation orotracheal indépendamment du degré de peau Pigmentation. Cette méthode est inoffensive pour le sujet et facilement atteint avec une compréhension limitée de l’anatomie murine. Cette approche raffinée facilite l’intubation répétée, qui peut être nécessaire pour surveiller la progression de la maladie ou l’instillation des traitements. L’utilisation de cette méthode peut entraîner une réduction du nombre d’animaux et des compétences techniques nécessaires pour mesurer la fonction pulmonaire dans les modèles de souris des maladies respiratoires.
Introduction
La souris de laboratoire est un modèle animal commun pour les maladies respiratoires humaines. Ainsi, il existe plusieurs méthodes publiées pour l’intubation de souris dans le but de l’instillation des traitements et la mesure de la mécanique respiratoire. La plupart des procédures décrites nécessitent une visualisation des glottes à travers la cavité buccale avec un équipement spécialisé tel qu’un laryngoscope ou une source de lumière à fibres optiques1,2,3,4,5,6,7. Cependant, cela peut être difficile lorsqu’une canule relativement grande est nécessaire, car elle peut obscurcir le point de vue du chercheur. Limjunyawong et coll.8 ont abordé cette préoccupation avec une méthode d’intubation dans laquelle une petite incision cutanée est faite le long de la ligne médiane du cou ventral permettant la visualisation de la trachée. Après la procédure, l’incision est fermée avec adhésif tissulaire.
Pour les études nécessitant de fréquentes intubations répétées, l’incising et la fermeture successifs de ce site exigent le débridement des marges de peau et le trauma de tissu au cou ventral. Le but de l’approche transcutanée de visualisation trachéale à l’intubation orale est de fournir une technique raffinée et non invasive spécifiquement appropriée pour des études répétées d’intubation aussi bien que des événements d’intubation simple chez la souris.
Protocol
Representative Results
Discussion
L’intubation utilisant la technique transcutanée de visualisation trachéale offre une approche raffinée de la méthode standard d’incision de peau. Avec une attention particulière à plusieurs étapes clés, l’intubation peut être facilement et rapidement atteint. L’animal doit être placé carrément dans la récurrence dorsale sur la plate-forme d’intubation avec la souris fixée dans une rétraction douce. Cela étendra l’animal dans l’alignement vertical et le positionnement approprié pour l’int…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les auteurs remercient Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph et Lindsey Ferguson pour leur assistance technique et le Laboratoire universitaire des ressources animales pour leur soutien aux soins aux animaux. Ces travaux sont financés par NIH T35OD010977 et R01-HL102469.
Materials
| 18Gx1 1/4" intravenous catheter, Safelet | Fisher Scientific | #14-841-14 | Cannula for intubation |
| 70% ethanol, 10L | Fisher Scientific | 25467025 | Cleaning cannula |
| Abrasive paper (sandpaper) | Porter-Cable | 74001201 | Cannula preparation |
| AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml) | Akorn Animal Health | NDC# 59399-111-50 | Anesthesia |
| Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds) | Fisher Scientific | 15966 | Restraint on intubation platform |
| Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0) | Henry Schein | Item #1007842 | Intubation platform |
| Deltaphase Isothermal Pad | Braintree Scientific | 39DP | Mouse thermoregulation and recovery |
| Deltaphase Operating Board | Braintree Scientific | 39OP | Mouse recovery (prior to extubation) |
| Distilled water | ThermoFisher | 15230253 | Cleaning mouse following depilation |
| Eye Scissors, angled, sharp/sharp | Harvard Apparatus | 72-8437 | Cannula preparation |
| FlexiVent (FX Module 2) | Scireq | N/A | Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure) |
| Gauze sponges | Fisher scientific | 13-761-52 | Hair removal |
| Heavy-Duty 3" 3-Ring View Binders | Staples | 24690CT | Intubation platform |
| Instat Software | Graphpad | N/A | Statistical analysis software |
| Insulin syringe (0.5 cc, U100) | Fisher Scientific | 329461 | Anesthesia administration |
| Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml) | Llyod Laoratories | List No. 4871 | Anesthesia |
| Lung inflation bulb | Harvard Apparatus | 72-9083 | Confirm cannula placement |
| Micro Forceps, Curved, Smooth | Harvard Apparatus | 72-0445 | Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization |
| Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle | Church & Dwight | 42010440 | Hair removal |
| Sterile saline (0.9%), 10 ml | Fisher Scientific | NC9054335 | Anesthesia, cleaning skin following hair removal |
References
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).
- Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models. Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).
- Deyo, D. J., Wei, J. A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice. Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179 (1999).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
- Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. A Simple Method of Mouse Lung Intubation. Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).
- Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research. Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).
- Qin, W., Baran, U., Wang, W. Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography. Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).
- McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique. Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).
