이 문서의 목적은 실험실 마우스의 정교한 삽관 방법을 설명하는 것입니다. 이 방법은 비침습적이며, 따라서 호흡기 기능의 연속 모니터링 및 / 또는 폐로의 치료 의 주입을 필요로하는 연구에 이상적입니다.
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이 논문에서
요약
초록
문헌은 기관에서 캐뉼라 배치의 직접적인 확인을 위해 구강 또는 복부 목에 절개를 통해 글로티스의 시각화를 필요로하는 마우스 삽관에 대한 몇 가지 방법을 설명합니다. 이러한 절차에 의해 피험자에게 유도된 상대적 어려움 또는 조직 외상은 종적 연구를 수행하는 조사자의 능력에 장애가 될 수 있다. 이 문서는 복부 목에서 모발을 제거하기 위해 제모를 사용한 후 마우스의 물리적 조작이 피부의 정도에 관계없이 orotracheal 삽관을 위한 기관의 경피적 시각화를 허용하는 기술을 보여줍니다. 착 색. 이 방법은 대상에 무해하고 쉽게 뮤린 해부학의 제한된 이해로 달성된다. 이 정제된 접근법은 질병의 진행을 모니터링하거나 치료의 주입을 모니터링하는 데 필요할 수 있는 반복적인 삽관을 용이하게 합니다. 이 방법을 사용하면 호흡기 질환의 마우스 모델에서 폐 기능을 측정하는 데 필요한 동물 및 기술 기술의 감소가 발생할 수 있다.
서론
실험실 마우스는 인간 호흡기 질환에 대한 일반적인 동물 모델입니다. 따라서, 치료 및 호흡 역학의 측정의 주입 모두를 목적으로 마우스 삽관에 대한 몇 가지 게시 된 방법이 있다. 기재된 절차의 대부분은 후두경 또는 광섬유 광원11, 2,23,34,4,5,,66,7과같은 특수 장비를 사용하여 구강을 통한 구강 을 통한 글로티스의 시각화가 필요합니다. 그러나, 이것은 상대적으로 큰 캐뉼라가 필요할 때, 연구원의 견해를 모호하게 할 수 있기 때문에 어려울 수 있습니다. Limjunyawong 등8은 작은 절단 절개가 기관의 시각화를 허용하는 복부 목의 중간선을 따라 이루어지는 삽관의 방법으로 이러한 우려를 해결했습니다. 절차에 따라 절개는 조직 접착제로 닫힙됩니다.
빈번한 반복된 삽관을 요구하는....
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프로토콜
여기에 설명된 모든 동물 활동은 오하이오 주립 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)의 승인을 받았으며 AAALAC 공인 시설에서 수행되었습니다.
1. 절차 준비
- 삽관 플랫폼을 구성합니다. 적절한 플랫폼 경사를 달성하려면 3인치(7.6cm) 3링 바인더를 사용하십시오. 3-0 실크 또는 다른 스레드 재료의 15-20cm 길이를 반으로 접고 기울어진 플랫폼의 상단에 실의 끝을 테이프로 부착하여 서스펜션 루프를 만듭니다(그림 1).
- 적절한 크기와 길이의 캐뉼라를 선택합니다.
참고: 20-30g 마우스의 경우 1-1.5인치(2.5−3.8cm) 길이의 카테터를 최대 18G까지 사용할 수 있습니다. 본 연구를 위해, 18주령 암컷 BALB/c 및 10주된 C57BL/6 마우스(각 균주의 n=3)를 사용하였다. 불투명한 백색 카테터 칼집은 최상의 경피 적 시각화를 제공합니다. - 카테터의 말단 끝에서 경사를 자르고 연마용지로 절단된 표면을 부드럽게 하여 둥근 경사팁을 만듭니다. 경사에서 약 1cm 떨어진 캐뉼러에 약간의 굴곡을 부드럽게만듭니다(그림 2).
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결과
기준선 폐 기능의 직렬 모니터링
18주령 암컷 BALB/c 및 10주령 C57BL/6 마우스(각 균주의 n=3)를 0일째, 3일, 10일 및 17일에 기재된 방법을 사용하여 삽관하였다. 매일 삽관에 이어, 피험자는 100%산소(재료표)를공급받은 기계식 인공호흡기에 연결하였다. 호흡 저항성(Rrs)은 5s에 대해 25 cmH2O로깊은 인플레이션을 따라 60s에 대한 강제 진동 기술을 사용하여 측정하였다. 생리적 범위 내의 Rrs 값과 함께 이 지속적인 호흡과 관련된 소프트웨어 오류는 캐뉼라의 적절한 배치에 대한 추가 지원을 제공합니다. 데이터는 각 스트레인 내의 시간 점 사이에서 관찰된 측정된 Rrs의 유의한 차이를 밝혀냈다(그림5). 시간이 지남에 따라 Rrs의 증가가 없는 것은 4개의 연속적인 시간 지점에 걸쳐 호흡기에 있는 외상 관련 염증에 부족을 나타낸다는 것을 가정합니다.
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토론
경피 적 기관 시각화 기술을 사용하여 삽관은 표준 피부 절개 방법에 대한 세련된 접근 방식을 제공합니다. 몇 가지 주요 단계에 특별한주의를 기울여 삽관을 쉽고 빠르게 달성 할 수 있습니다. 동물은 부드러운 후퇴에 고정 된 마우스와 삽관 플랫폼에 등도 recumly에 정사각형으로 배치해야합니다. 이렇게 하면 동물을 수직 정렬과 삽관에 대한 적절한 위치로 확장합니다. 또한, 제모 크림은 30-45 s 이상 동물의 피부에 접촉하지 않아야하며 모든 잔류 물을 제거하기 위해 철저히 헹구어야합니다. 제모 크림과의 피부 접촉이 확대되면 동물에 불필요한 통증을 유발하고 궤양은 기관의 시야를 방해할 수 있습니다9. 지배적 인 손이 강변염에 카테터를 도입하기 때문에 적절한 손목 움직임을 사용하는 것이 필수적입니다. 지배적 인 손목은 손이 신의 움직임으로 움직이는 동안 구부러져야합니다. 또한 기관지를 시각화하기 위해 집게의 평평한 가장자리가 복부 목에 눌려있기 때문에 피사체를 면밀히 모니터링하는 것이 중요.......
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공개 사항
저자는 공개 할 것이 없다.
감사의 글
저자들은 루시아 로사스, 로렌 두리틀, 리사 조셉, 린지 퍼거슨의 기술 지원과 동물 보호 지원을 위한 대학 실험실 동물 자원에 감사드립니다. 이 작품은 NIH T35OD010977 및 R01-HL102469에 의해 지원됩니다.
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재료
| 이름 | 회사 | 카탈로그 번호 | 댓글 |
|---|---|---|---|
| 18 G x 1 1/4" 정맥 내 카테터, Safelet | Fisher Scientific | #14-841-14 | 삽관용 캐뉼라 |
| 70% 에탄올, 10 L | Fisher Scientific | 25467025 | 세척 캐뉼라 |
| 연마지(사포) | Porter-Cable | 74001201 | 캐뉼라 준비 |
| AnaSed(자일라진 멸균 용액) 주사제(100mg/mL) | Akorn Animal Health | NDC# 59399-111-50 | 마취 |
| 블루 라벨링 테이프 (0.5 in x 14 yds) | Fisher Scientific | 15966 | 삽관 플랫폼에 대한 구속 |
| 바늘 없는 꼰 실크 봉합사, 비멸균, (3-0) | Henry Schein | Item #1007842 | 삽관 플랫폼 |
| Deltaphase 등온 패드 | Braintree Scientific | 39DP | 마우스 체온 조절 및 회복 |
| Deltaphase 운영 보드 | Braintree Scientific | 39OP | 마우스 회수 (발관 전) |
| 증류수 | ThermoFisher | 15230253 | 제모 후 마우스 청소 |
| 눈 가위, 각지고 날카 롭고 날카로운 | Harvard Apparatus | 72-8437 | 캐뉼라 준비 |
| FlexiVent (FX 모듈 2) | Scireq | N / A | 폐 기능 데이터 기록 (절차를 수행하는 데 필요하지 않으며 이 연구에서 절차를 검증하는 데 사용됨) |
| 거즈 스폰지 | Fisher Scientific | 13-761-52 | 제모 |
| 헤비 듀티 3" 3-링 뷰 바인더 | 스테이플 | 24690CT | 삽관 플랫폼 |
| Instat 소프트웨어 | Graphpad | N/A | 통계 분석 소프트웨어 |
| 인슐린 주사기(0.5 cc, U100) | Fisher Scientific | 329461 | 마취 투여 |
| 케타민 HCl 주사, USP (100 mg/mL) | Llyod Laoratories | List No. 4871 | Anesthesia |
| Lung inflation bulb | Harvard Apparatus | 72-9083 | 캐뉼라 배치 확인 |
| Micro Forceps, Curved, Smooth | Harvard Apparatus | 72-0445 | 캐뉼라 시각화 |
| 를 위해 혀를 집어넣고 목에 긴장을 만듭니다.Nair (제모 로션), 9 oz 병 | Church & 드와이트 | 42010440 | 제모 |
| 균 식염수(0.9%), 10mL | Fisher Scientific | NC9054335 | 마취, 제모 후 피부 세척 |
참고문헌
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).
- Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. A Novel Method for Endotracheal Intu....
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