Induktion af komplet transection-type rygmarvsskade hos mus
Summary
Denne protokol beskriver, hvordan man skaber en præcis laminectomy til induktion af stabil transection-type rygmarvsskade i musemodellen, med minimale følgeskader for rygmarvsskader forskning.
Abstract
Rygmarvsskader (SCI) i vid udstrækning fører til irreversibel og permanent tab af funktion, oftest som følge af traumer. Flere behandlingsmuligheder, såsom celletransplantation metoder, er ved at blive undersøgt for at overvinde de invaliderende handicap som følge af SCI. De fleste prækliniske dyreforsøg udføres i gnavere modeller af SCI. Mens rotte modeller af SCI har været meget udbredt, musemodeller har fået mindre opmærksomhed, selv om musemodeller kan have betydelige fordele i forhold til rotte modeller. Den lille størrelse af mus svarer til lavere dyr vedligeholdelsesomkostninger end for rotter, og tilgængeligheden af mange transgene musemodeller er fordelagtig for mange typer af undersøgelser. Inducerende repeterbar og præcis skade hos dyrene er den primære udfordring for SCI-forskning, som hos små gnavere kræver højpræcisionskirurgi. Den transection-type skade model har været en almindeligt anvendt skade model i løbet af de sidste ti år for transplantation-baseret terapeutisk forskning, men en standardiseret metode til at fremkalde en komplet transection-type skade i mus eksisterer ikke. Vi har udviklet en kirurgisk protokol til at fremkalde en komplet transection type skade i C57BL/6 mus på thorax vertebrale niveau 10 (T10). Proceduren bruger en lille spids boremaskine i stedet for rongeurs til præcist at fjerne lamina, hvorefter en tynd klinge med afrundet skærkant bruges til at fremkalde rygmarvstranssektion. Denne metode fører til reproducerbar transection-type skade i små gnavere med minimal sikkerhedsstillelse muskel-og knogleskader og derfor minimerer confounding faktorer, specielt hvor adfærdsmæssige funktionelle resultater analyseres.
Introduction
Rygmarvsskader (SCI) er et komplekst medicinsk problem, der resulterer i drastiske ændringer i sundhed og livsstil. Der er ingen kur mod SCI, og patofysiologi af SCI er ikke grundigt forstået. Animal SCI modeller, især gnavere modeller, tilbyder et uvurderligt værktøj til at afprøve nye behandlinger, og har været brugt til at udforske SCI i årtier. Til dato har over 72% af prækliniske SCI-undersøgelser anvendt rottemodeller sammenlignet med blot 16 %, der har brugt mus1. Selv om rotter, på grund af deres større størrelse og tendens til at danne hulrum beslægtet med menneskelige SKUL’er, har traditionelt været den foretrukne model dyr til at studere nye terapeutiske tilgange, mus (herunder mange transgene musemodeller) nu bruges oftere til at studere cellulære og molekylære mekanismer i SCI2. Musemodellen giver yderligere fordele i form af lettere håndtering, hurtigere reproduktionsrater og lavere omkostninger end rotter; mus udviser også en høj grad af genomisk lighed med mennesker1,2,3. Den største ulempe ved musemodellen er blevet identificeret som den betydeligt mindre størrelse, der skaber udfordringer for kirurgiske indgreb for at skabe og behandle rygmarvsskader4,5.
Der er et hul i den eksisterende litteratur, der fremhæver behovet for en robust og reproducerbar kirurgisk protokol for at fremkalde stabil SCI i musemodellen. Derfor giver vi en ny og præcis kirurgisk tilgang i denne protokol for at overvinde disse begrænsninger. Denne protokol indeholder dybdegående retningslinjer for at fremkalde en transection-type skade i mus, da denne skade type er blevet anerkendt for at være den mest hensigtsmæssige til at studere regenerative og degenerative ændringer efter enskade 6,samt neuroplasticitet, neurale kredsløb og væv engineering tilgange7. Vi har valgt at fremkalde skaden i den nedre thorax region, da thorax niveau SCI anvendes oftest i litteraturen1.
Protocol
Representative Results
Discussion
Denne metode fremkalder en fuldstændig transection type skade på T10 vertebrale niveau i mus, hvilket resulterer i fuldstændig paraplegi af dyret, under niveauet for skade. Samlet set resulterer denne metode i minimal blødning, ubetydelige følgeskader og en stabil, reproducerbar skade. I forhold til tidligere offentliggjorte metoder til transsektion uden laminectomy10, denne metode giver fordelene i form af direkte visualisering uden at manipulere krumning af rygsøjlen, bedre kontrol over fu…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dette arbejde blev støttet af en Griffith University International Student (ph.d.) stipendium til RR, en Perry Cross Foundation Grant til JE og JSJ, en Clem Jones Foundation Grant til JSJ og JE, og en Motor Accident Insurance Commission of Queensland tilskud til JSJ og JE.
Materials
| Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL | Provet | BAYT I | Post-operative care drug |
| Betadine 500 mL | Provet | BETA AS | Consumable |
| Castroviejo needle holder, locking | ProSciTech | T149C | Reusable |
| Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled | ProSciTech | TXD101A-X | Reusable |
| Cotton swabs (5pcs) | Multigate | 21-893 | Consumable |
| Dremel Micro | DREMEL | 8050-N/18 | Cordless rotary tool |
| Dressing forceps fine | Multigate | 06-306 | Single use disposable |
| Drill bits | Kemmer Präzision | SM 32 M 0550 070 | Reusable |
| Dumont #7b forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | Reusable |
| Dumont tweezers, style 5 | ProSciTech | T05-822 | Reusable |
| Fur trimmer | WAHL | WA9884-312 | Zero Overlap Hair Trimmer |
| Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm | ProSciTech | TY-3032 | Reusable |
| Isoflurane isothesia NXT 250 | Provet | ISOF 00 HS | Anaesthetic agent |
| Colibri Retractor – 4cm | Fine Science Tools | 17000-04 | Reusable |
| Scalpel handle | ProSciTech | T133 | Reusable |
| Signature latex surgical gloves size 7.5 | Medline | MSG5475 | Consumable |
| Sodium Chloride 0.9% | STS | PHA19042005 | Consumable |
| Sterile Dressing Pack | Multigate | 08-709 | Single use disposable |
| Sterile Fluid Impervious Drape 60×60 cm | Multigate | 29-220 | Single use disposable |
| Surgical spirit 100 mL | Provet | # SURG SP | Consumable |
| Suture Material – SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 | Johnson & Johnson Medical | 682G | Silk Suture |
| Suture Material – Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 | Johnson & Johnson Medical | VCP421H | Vicryl Suture |
| Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) | Provet | TEMG I | Post-operative care drug |
References
- Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
- Lee, D. H., Lee, J. K. Animal models of axon regeneration after spinal cord injury. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).
- Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V., Dionyssiotis, Y. . Topics in Paraplegia. , (2014).
- Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
- Nakae, A., et al. The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023 (2011).
- Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27, 1504-1510 (2002).
- Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: current mammalian models. American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).
- Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
- Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
- Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse. Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).
