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신경과학

1차 뉴런에서 단백질과 시냅스 마커의 공동 국소화를 연구하는 초해상도 이미징

Published: October 31, 2020
doi:
10.3791/61434
, , , , , , , ,
1Department of Molecular Biochemistry and Pharmacology,Istituto di Ricerche Farmacologiche Mario Negri IRCCS, 2Department of Neuroscience,Istituto di Ricerche Farmacologiche Mario Negri IRCCS, 3Dulbecco Telethon Institute,Istituto di Ricerche Farmacologiche Mario Negri IRCCS

Summary

이 프로토콜은 1 차적인 신경 배양에서 단백질 공동 국소화를 공부하기 위하여 초해상도 현미경 검사를 채택하는 방법을 보여줍니다.

Abstract

시냅스는 뉴런의 기능적 요소이며 결함이나 손실은 여러 신경 퇴행성 및 신경 장애의 기초입니다. 이미징 연구는 생리학적 및 병리학 적 조건에서 자신의 기능과 가소성을 조사하는 데 널리 사용됩니다. 단백질의 크기와 구조 때문에 고해상도 이미징 기술이 필요합니다. 이 프로토콜에서, 우리는 구조화 된 조명 현미경 검사 (SIM)를 사용하여 초해상도 수준에서 시냅스 마커와 대상 단백질의 공동 국소화를 1 차 뉴런에서 연구하는 절차를 설명합니다. SIM은 광야 현미경 검사법의 공간 해상도를 두 배로 늘려 약 100nm의 세부 사항에 도달하는 패턴 조명 기술입니다. 이 프로토콜은 강력한 공동 지역화 연구에 필요한 제어 및 설정과 이미징 데이터를 제대로 분석하는 통계 방법에 대한 개요를 나타냅니다.

Introduction

시냅스의 이해와 견해는 1897년 포스터와 셔링턴의 첫 번째 설명 이후1엄청나게 변했다. 그 이후로, 신경 통신및 그 뒤에 분자 프로세스에 대한 우리의 지식은 기하 급수적으로 성장했다2. 시냅스는 신경 전달 물질의 방출을위한 소포를 포함하는 사전 시냅스 구획과수용체3를가진 시냅스 후 구획으로 생각할 수 있다는 것이 분명해졌습니다. 이 단순한 보기는, 지난 20 년 에서, 신호4로송신기 결합을 변환하는 데 필요한 단백질의 복잡한 네트워크로 진화했다.

이해의 이득은 부분적으로 시냅스의 치수에 맞게 종래의 광 현미경 검사법의 회절 한계를 극복슈퍼 해상도 기술로 인해5,,6,,7,,8,,9,,10. 회절 제한으로 인해 광학 현미경은 200 nm 측면11,,12이상의 해상도에 도달할 수 없습니다. 이 한계를 우회하기 위해, 초해상도 기술은 다른 접근 방식을 사용하여 다른 부회절 제한 해상도에 도달했다 : SIM, STED (자극 방출 고갈 현미경 검사), PALM (사진 활성화 국소화 현미경 검사법) 및 STORM (스토세스 광학 재건 현미경)13,,14. SIM은 흥분 빔경로(15)에회절 격자를 삽입하여 레이저 기반 광시야 현미경 시스템의 공간 해상도를 두 배로 합니다. 이동식 격자 는 레이저 빔을 분산시켜 알려진 조명 패턴, 일반적으로 줄무늬를 만듭니다. 이러한 의도적으로 구조화된 광 패턴은 형광염(시료)의 알 수 없는 공간 분포에 중첩된다. 두 패턴에 의해 형성된 간섭 프린지는 일반 광시야 현미경 검사법과 구별할 수 없는 미세한 세부 사항에 대해 인코딩합니다. 최종 슈퍼 해결 된 이미지는 회절 격자의 번역 및 회전에 의해 얻은 동일한 샘플의 여러 원시 이미지를 수학 방법과 결합하고 디코딩하여 얻을 수 있습니다. 수퍼-리졸브 된 이미지의 해상도는 측면 방향에서 100 nm, 측면 방향에서 2D-SIM15 또는 100 nm및 3D-SIM16에대한 축 방향에서 250 nm에 도달한다.

시냅스의 새로운 이해는 시냅스 기능 장애가 발병 및 진행17,,18에서중요한 역할을 하는 많은 신경 장애에 비추어 더욱 중요합니다. 알츠하이머병, 다운증후군, 파킨슨병, 프리온질환, 간질, 자폐스펙트럼장애 및 연약한 X증후군등은 시냅스 조성, 형태학 및기능(19,,20,,21,,22)의이상과 관련이 있다.

최근에는 SUMO 특이적 항체 세트를 사용하여 SIM을 사용하여 수모 단백질의 1차 해마 뉴런에서 시냅틱 마커 시냅토피신 및 PSD95를 초해상도 레벨23에서공동 국소화를 보여주었다. 이것은 우리가 뉴런에 있는 SUMO 현지화의 생화학그리고 공초점 현미경 검사약 증거를 확인하는 것을 가능하게 했습니다.

여기에서, 우리는 마우스 해마 1 차적인 뉴런에 있는 단백질의 현지화를 연구하기 위하여 프로토콜을 기술합니다. 동시에, 이 프로토콜은 1 차적인 신경 문화의 다른 모형에 적응될 수 있습니다.

Protocol

1. 1차 문화 #1.5 (0.17 mm) 커버 슬립 두께에 대한 객관적인 요구 사항과 일치하는 챔버 커버립 (예 : Ibidi μ-Slide 8 Well 또는 Nunc Lab-Tek Chambered Coverglass)의 배양 마우스 해마 1 차 뉴런. 폴리 L-리신 (100 μg/mL)의 100 μL코팅 챔버 커버립. 다음 날, 멸균 인산염 완충식식염(PBS)으로 챔버 커버립을 두 번 씻는다. 마우스 기본 뉴런을 얻으려면 P1-P4 새끼23에서해마를 …

Representative Results

우리는 여기에 신경 단백질 을 공동 국소화를 연구하는 표준 워크 플로우를 제시합니다. 우리는 먼저 현미경을 보정하고 다음 우리는 샘플의 SIM 분석을 수행했다. 시스템을 보정하기 위해 직경 0.1 μm의 형광 마이크로스피어를 사용했습니다. 구슬의 매우 해결된 3D-SIM 이미지를 얻으면 기본 이미지 데이터는 포리에 변환되어 공간 주파수 표현으로 다시 변환됩니다. 도 2A에서?…

Discussion

시냅스의 구조와 구성을 해명하는 것은 기억과 인식을 조절하는 생리학적 및 병리학적 과정을 이해하는 데 매우 중요합니다. 정상 상태에서 시냅스는 기억의 구성 요소이며, 알츠하이머병(32)과같은 복잡한 신경 장애의 기초이기도 합니다. 여기에 설명된 프로토콜은 SIM에게 불린 초해상도 현미경 기술으로 신경 단백질의 공동 현지화를 공부하는 역할을 합니다. SIM은 특정 조명 ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

저자는 원고의 건설적인 비판에 대한 도아르도 미코티에게 감사드립니다. 이 연구는 브라이트 포커스 A2019296F에 의해 지원되었다, 폰도 디 베네피첸자에 의해 – 그루프포 인테사 산파올로 (LC), 라 라이스사 바이오 메디카 당 폰다지오네 지역 (Care4NeuroRare CP_20 / 2018) (CN) 마리 Skłodowska-Curie 혁신적인 교육 네트워크 (JK)에 의해 지원되었다.

Materials

0.4% Trypan blue solution  Thermo Fisher Scientific 15250061 Chemical
70 µm filter  Corning 352350 Equiment
Alexa Thermo Fisher Scientific – Antibody
Antibody SENP1 Santa Cruz sc-271360 Antibody
B27 Supplement Life Technologies 17504044 Chemical
Bovine serum albumin  Merck 5470 Chemical
CaCl2 Merck Life Science 21115 Chemical
Chambered coverslips Ibidi 80826 Equiment
DyLight Thermo Fisher Scientific – Antibody
FBS (Hyclone) GIBCO SH3007002 (CHA1111L) Serum
FluoSpheres carboxylate-modified microspheres, 0.1 μm, yellow–green fluorescent Thermo Fisher Scientific F8803 Equiment
Glucose Merck Life Science G8769 Chemical
Glutamax GIBCO 35050061 Chemical
HEPES Merck Life Science H3537 Chemical
L-Cystein  Merck Life Science  C6852-25g Chemical
MAP2 Merck AB15452 Antibody
MEM  Life Technologies 21575022 Medium
MgCl Merck Life Science M8266 Chemical
NaOH VWR International 1,091,371,000 Chemical
Neurobasal A Life Technologies 10888022 Medium
N-SIM Super Resolution Microscope Nikon – Instrument
Papain Merck Life Science  P-3125 Chemical
paraformaldehyde  Thermo Fisher Scientific 28908 Chemical
Pen/Strep 10x Life Technologies 15140122 Chemical
phosphate-buffered saline  Gibco 10010023 Chemical
Poly-L lysine Sigma P2636 Chemical
ProLong Diamond Glass Antifade Mountant Thermo Fisher Scientific P36970 Chemical
PSD95  NeuroMab K28/43 Antibody
Round coverglass Thermo 12052712 Equiment
SUMO1 Abcam ab32058 Antibody
Synaptophysin  Merck S5768  Antibody
Triton X-100  Merck T8787 Chemical
Trypsin inhibitor  Merck Life Science  T9003-500MG Chemical
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References

  1. Foster, M., Sherrington, C. S. . A textbook of physiology, part three: The central nervous system (7th ed.). , (1897).
  2. Choquet, D., Triller, A. The Dynamic Synapse. Neuron. 80 (3), 691-703 (2013).
  3. McAllister, A. K. Dynamic Aspects of CNS Synapse Formation. Annual Review of Neuroscience. 30 (1), 425-450 (2007).
  4. Yuzaki, M. Two Classes of Secreted Synaptic Organizers in the Central Nervous System. Annual Review of Physiology. 80 (1), 243-262 (2018).
  5. Baddeley, D., Bewersdorf, J. Biological Insight from Super-Resolution Microscopy: What We Can Learn from Localization-Based Images. Annual Review of Biochemistry. 87 (1), 965-989 (2018).
  6. Sigal, Y. M., Zhou, R., Zhuang, X. Visualizing and discovering cellular structures with super-resolution microscopy. Science. 361 (6405), 880-887 (2018).
  7. Vangindertael, J., et al. An introduction to optical super-resolution microscopy for the adventurous biologist. Methods and Applications in Fluorescence. 6 (2), 022003 (2018).
  8. Badawi, Y., Nishimune, H. Super-resolution microscopy for analyzing neuromuscular junctions and synapses. Neuroscience Letters. 715, 134644 (2020).
  9. Scalisi, S., Barberis, A., Petrini, E. M., Zanacchi, F. C., Diaspro, A. Unveiling the Inhibitory Synapse Organization Using Superresolution Microscopy. Biophysical Journal. 116 (3), 133 (2019).
  10. Yang, X., Specht, C. G. Subsynaptic Domains in Super-Resolution Microscopy: The Treachery of Images. Frontiers in Molecular Neuroscience. 12, (2019).
  11. Monro, T. Beyond the diffraction limit. Nature Photonics. 3 (7), 361 (2009).
  12. Won, R. Eyes on super-resolution. Nature Photonics. 3 (7), 368-369 (2009).
  13. Wegel, E., et al. Imaging cellular structures in super-resolution with SIM, STED and Localisation Microscopy: A practical comparison. Scientific Reports. 6 (1), 27290 (2016).
  14. Galbraith, C. G., Galbraith, J. A. Super-resolution microscopy at a glance. Journal of Cell Science. 124 (10), 1607-1611 (2011).
  15. Gustafsson, M. G. L. Surpassing the lateral resolution limit by a factor of two using structured illumination microscopy. Journal of Microscopy. 198 (2), 82-87 (2000).
  16. Gustafsson, M. G. L., et al. Three-Dimensional Resolution Doubling in Wide-Field Fluorescence Microscopy by Structured Illumination. Biophysical Journal. 94 (12), 4957-4970 (2008).
  17. Brose, N., O’Connor, V., Skehel, P. Synaptopathy: dysfunction of synaptic function. Biochemical Society Transactions. 38 (2), 443-444 (2010).
  18. Tyebji, S., Hannan, A. J. Synaptopathic mechanisms of neurodegeneration and dementia: Insights from Huntington’s disease. Progress in Neurobiology. 153, 18-45 (2017).
  19. Won, H., Mah, W., Kim, E. Autism spectrum disorder causes, mechanisms, and treatments: focus on neuronal synapses. Frontiers in Molecular Neuroscience. 6, (2013).
  20. Pfeiffer, B. E., Huber, K. M. The State of Synapses in Fragile X Syndrome. The Neuroscientist. 15 (5), 549-567 (2009).
  21. Pavlowsky, A., Chelly, J., Billuart, P. Emerging major synaptic signaling pathways involved in intellectual disability. Molecular Psychiatry. 17 (7), 682-693 (2012).
  22. Senatore, A., Restelli, E., Chiesa, R. Synaptic dysfunction in prion diseases: a trafficking problem. International Journal of Cell Biology. 2013, 543803 (2013).
  23. Colnaghi, L., et al. Super Resolution Microscopy of SUMO Proteins in Neurons. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, (2019).
  24. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  25. Müller, M., Mönkemöller, V., Hennig, S., Hübner, W., Huser, T. Open-source image reconstruction of super-resolution structured illumination microscopy data in ImageJ. Nature Communications. 7 (1), 10980 (2016).
  26. Ball, G., et al. SIMcheck: a Toolbox for Successful Super-resolution Structured Illumination Microscopy. Scientific Reports. 5 (1), 15915 (2015).
  27. Schaefer, L. H., Schuster, D., Schaffer, J. Structured illumination microscopy: artefact analysis and reduction utilizing a parameter optimization approach. Journal of Microscopy. 216 (2), 165-174 (2004).
  28. Culley, S., et al. NanoJ-SQUIRREL: quantitative mapping and minimisation of super-resolution optical imaging artefacts. Nature Methods. 15 (4), 263-266 (2018).
  29. Manders, E. M. M., Verbeek, F. J., Aten, J. A. Measurement of co-localization of objects in dual-colour confocal images. Journal of Microscopy. 169 (3), 375-382 (1993).
  30. Adler, J., Parmryd, I. Quantifying colocalization by correlation: the Pearson correlation coefficient is superior to the Mander’s overlap coefficient. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (8), 733-742 (2010).
  31. Bolte, S., Cordelières, F. P. A guided tour into subcellular colocalization analysis in light microscopy. Journal of Microscopy. 224, 213-232 (2006).
  32. Bae, J. R., Kim, S. H. Synapses in neurodegenerative diseases. BMB Reports. 50 (5), 237-246 (2017).
  33. Godin, A. G., Lounis, B., Cognet, L. Super-resolution Microscopy Approaches for Live Cell Imaging. Biophysical Journal. 107 (8), 1777-1784 (2014).
  34. Dempsey, G. T., Vaughan, J. C., Chen, K. H., Bates, M., Zhuang, X. Evaluation of fluorophores for optimal performance in localization-based super-resolution imaging. Nature Methods. 8 (12), 1027-1036 (2011).
  35. Karras, C., et al. Successful optimization of reconstruction parameters in structured illumination microscopy – A practical guide. Optics Communications. 436, 69-75 (2019).
  36. Bereczki, E., et al. Synaptic markers of cognitive decline in neurodegenerative diseases: a proteomic approach. Brain: A Journal of Neurology. 141 (2), 582-595 (2018).
  37. Gilestro, G. F., Tononi, G., Cirelli, C. Widespread Changes in Synaptic Markers as a Function of Sleep and Wakefulness in Drosophila. Science. 324 (5923), 109-112 (2009).
  38. Adler, J., Parmryd, I. Quantifying colocalization by correlation: the Pearson correlation coefficient is superior to the Mander’s overlap coefficient. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (8), 733-742 (2010).

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Russo, L., Natale, C., Conz, A., Kelk, J., Restelli, E., Chiesa, R., Salmona, M., Fioriti, L., Colnaghi, L. Super-Resolution Imaging to Study Co-Localization of Proteins and Synaptic Markers in Primary Neurons. J. Vis. Exp. (164), e61434, doi:10.3791/61434 (2020).
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