Implantation d’endoprothèses coronaires de taille humaine dans l’aorte abdominale du rat à l’aide d’un accès transfémoral
Summary
Ce protocole décrit l’implantation des stents coronaires humains dans l’aorte abdominale des rats avec un fond d’apoE-/- utilisant un accès transport-fémoral. Par rapport à d’autres modèles animaux, les modèles murins ont les avantages d’un débit élevé, d’une reproductibilité, d’une facilité de manipulation et de logement et d’une large disponibilité de marqueurs moléculaires.
Abstract
L’intervention coronaire percutanée (PCI), combinée avec le déploiement d’un stent coronaire, représente l’étalon-or dans le traitement d’interventional de la maladie de l’artère coronaire. Le restenosis de Dans-stent (ISR) est déterminé par une prolifération excessive de tissu néointimal dans l’endoprothèse et limite le succès à long terme des stents. Une série de modèles animaux ont été utilisés pour élucider les processus pathophysiologiques sous-jacents à la resténose in-stent (ISR), les modèles coronaires porcins et les modèles d’artère iliaque de lapin étant les plus fréquemment utilisés. Les modèles murins offrent les avantages d’un débit élevé, d’une facilité de manipulation et de logement, d’une reproductibilité et d’une large disponibilité de marqueurs moléculaires. Le modèle murin déficient en apolipoprotéine E (apoE-/- ) a été largement utilisé pour étudier les maladies cardiovasculaires. Cependant, les endoprothèses doivent être miniaturisées pour être implantées chez la souris, ce qui implique des changements importants de leurs propriétés mécaniques et (potentiellement) biologiques. L’utilisation de l’apoE-/- rats peut surmonter ces défauts car apoE-/- rats permettent l’évaluation des stents coronaires à taille humaine tout en fournissant en même temps un phénotype atherogenic. Cela en fait un modèle excellent et fiable pour étudier l’ISR après l’implantation d’une endoprothèse. Ici, nous décrivons, en détail, l’implantation des stents coronaires humains disponibles dans le commerce dans l’aorte abdominale des rats avec un apoE-/- fond utilisant un accès transport-fémoral.
Introduction
L’intervention coronarienne percutanée (ICP), combinée au déploiement d’un stent coronaire, représente l’étalon-or dans le traitement interventionnel de la maladie coronarienne1. Le succès à long terme des endoprothèses, cependant, peut être limité par l’apparition d’une resténose in-endoprothèse (ISR) qui est déterminée par une prolifération excessive de tissu néointimal dans l’endoprothèse2,3. ISR peut exiger une ré-intervention avec le pontage de l’artère coronaire ou re-PCI. Une variété de modèles animaux ont été suggérés pour l’étude de l’ISR, chacun d’eux présentant des avantages et des lacunes. Les principaux inconvénients des modèles d’artère iliaque porcins et lapin les plus couramment utilisés, bien que développant des lésions nettement similaires à celles des humains après l’implantation de stent4,5,sont les coûts élevés des animaux et du logement, ce qui soulève des difficultés logistiques, en particulier dans les études à long terme, ainsi que des limitations dans la manipulation et l’équipement. En outre, la disponibilité des anticorps contre les protéines cellulaires des porcs et des lapins est limitée. D’autre part, les modèles murins offrent les principaux avantages d’un débit et d’une reproductibilité élevés, ainsi que d’une facilité de manipulation, de logement et donc d’une rentabilité. En outre, un plus grand nombre d’anticorps sont disponibles. Cependant, alors que les souris déficientes en E de l’apolipoprotéine (apoE-/-) ont été largement utilisées pour l’étude de l’athérosclérose6,7,8,elles ne conviennent pas à l’étude de l’ISR car les endoprothèses doivent être miniaturisées pour être implantées chez la souris, ce qui pourrait modifier les propriétés mécaniques des endoprothèses. De plus, la paroi aortique des souris mesure entre 50 μm chez les jeunes souris et 85 μm chez les souris âgées9,et les endoprothèses doivent être déployées en utilisant des niveaux de pression aussi bas que 2 atm, ce qui pourrait entraîner une malapposition de l’endoprothèse10. Les rats, cependant, permettent l’implantation d’endoprothèses coronaires humaines disponibles dans le commerce, et démontrent un cours de guérison vasculaire semblable à celui des animaux plus gros après implantation d’endoprothèses aortiques, rapportée pour la première fois par Langeveld et al.11. Cette technique a à l’origine eu besoin d’un accès trans-abdominal, qui a rendu nécessaire une constriction physique de l’aorte pour réaliser une interruption provisoire de flux sanguin. Pour éviter les lésions potentiellement associées aux vaisseaux et les réactions inflammatoires, la technique a ensuite été affinée par l’introduction d’un accès trans-iliaque, ce qui a en outre entraîné un taux de survie plus élevé des animaux12.
Parce que les rats de type sauvage ne développent pas de lésions athérosclérotiques13,apoE-/- rats ont été générés en utilisant des techniques de nucléase telles que Transcription Activator-Like Effector Nuclease (TALEN)14, Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR/Cas9)15, et Zinc Finger (ZF)16. ApoE-/- rats sont disponibles dans le commerce depuis 2011. Fournissant un fond atherogenic, apoE-/- rats permettent une évaluation plus réaliste des stents coronaires de taille humaine, particulièrement en ce qui concerne l’ISR.
Ci-dessus, nous décrivons la méthode par l’intermédiaire de la voie d’accès transfémorale et utilisant un stent de drogue-élution de cobalt-chrome de mince-jambe disponible dans le commerce (DES), cependant, il peut également être appliqué pour l’étude d’autres types d’endoprothèse, tels que les stents de métal nu (BMS) ou les stents biodégradables.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ce protocole décrit l’implantation des stents coronaires à taille humaine dans l’aorte abdominale de l’apoE-/- rats. Plusieurs points techniques méritent d’être soulignés. Tout d’abord, un décalage entre la taille de l’endoprothèse et la taille de l’aorte doit être évité. Placer un stent trop petit peut mener à la malapposition stent, tandis que l’implantation d’un stent qui est trop grand pour l’aorte peut causer le surstretch, la déchirure, et la blessure du navire. Par consé…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous tenons à remercier Mme Angela Freund pour son aide technique inestimable dans la production d’intégration et de diapositives. Nous tenons également à remercier M. Tadeusz Stopinski de l’Institute for Laboratory Animal Science &Experimental Surgery pour son aide perspicace dans le travail vétérinaire.
Materials
| Diet | |||
| SNIFF High Fat diet + Clopidogrel (15 mg/kg) | SNIFF Spezialdiäten GmbH, Soest | custom prepared | Western Diet |
| Drugs and Anesthetics | |||
| Buprenorphine | Essex Pharma | 997.00.00 | |
| ISOFLO (Isoflurane Vapor) vaporiser | Eickemeyer | 4802885 | |
| Isoflurane | Forene Abbott | B 506 | |
| Isotonic (0.9%) NaCl solution | DeltaSelect GmbH | PZN 00765145 | |
| Ringer's lactate solution | Baxter Deutschland GmbH | 3775380 | |
| (S)-ketamine | CEVA Germany | ||
| Xylazine | Medistar Germany | ||
| Consumable supplies | |||
| 10 mL syringes | BD Plastipak | 4606108V | |
| 2 mL syringes | BD Plastipak | 4606027V | |
| 6-0 prolene suture | ETHICON | N-2719K | |
| 4-0 silk suture | Seraflex | IC 158000 | |
| Bepanthen Eye and Nose Ointment | Bayer Vital GmbH | 6029009.00.00 | |
| Cotton Gauze swabs | Fuhrmann GmbH | 32014 | |
| Durapore silk tape | 3M | 1538-1 | |
| Poly-Alcohol Skin Desinfection Solution | Antiseptica GmbH | 72PAH200 | |
| Sterican needle 18 G | B. Braun | 304622 | |
| Sterican needle 27 3/4 G | B.Braun | 4657705 | |
| Tissue Paper | commercially available | ||
| Surgical instruments | |||
| Graefe forceps curved x1 | Fine Science Tools Inc. | 11151-10 | |
| Graefe forceps straight | Fine Science Tools Inc. | 11050-10 | |
| Needle holder Mathieu | Fine Science Tools Inc. | 12010-14 | |
| Scissors | Fine Science Tools Inc. | 14074-11 | |
| Semken forceps | Fine Science Tools Inc. | 11008-13 | |
| Small surgical scissors curved | Fine Science Tools Inc. | 14029-10 | |
| Small surgical scissors straight | Fine Science Tools Inc. | 14028-10 | |
| Standard pattern forceps | Fine Science Tools Inc. | 11000-12 | |
| Vannas spring scissors | Fine Science Tools Inc. | 15000-08 | |
| Equipment | |||
| Dissecting microscope | Leica MZ9 | ||
| Temperature controlled heating pad | Sygonix | 26857617 | |
| Equipment for stent implantation | |||
| Drug-eluting stent Xience 2,25mm x 8mm | Abbott Vascular USA | 1009544-18 | |
| Guide wire Fielder XT PTCA guide wire: 0.014" x 300cm | ASAHI INTECC CO., LTD Japan | AGP140302 | |
| Inflation syringe system | Abbott 20/30 Priority Pack | 1000186 | |
| Tissue processing and analysis | |||
| 30% H2O2 | Roth | 9681 | Histology |
| Ethanol | Roth | K928.1 | Histology |
| Giemsas Azur-Eosin-Methylenblau | Merck | 109204 | Histology |
| Graphic Drawing Tablet | WACOM Europe GmbH | CTL-6100WLK-S | |
| Roti Histofix, Formaldehyd 4% buffered | Roth | P087 | Histology |
| Technovit 9100 | Morphisto | 12225.K1000 | Histology |
References
- Patel, M. R., et al. ACC/AATS/AHA/ASE/ASNC/SCAI/SCCT/STS 2017 Appropriate Use Criteria for Coronary Revascularization in Patients With Stable Ischemic Heart Disease: A Report of the American College of Cardiology Appropriate Use Criteria Task Force, American Association for Thoracic Surgery, American Heart Association, American Society of Echocardiography, American Society of Nuclear Cardiology, Society for Cardiovasular Angiography and Interventions, Society of Cardiovascular Computed Tomography, and Society of Thoracic Surgeons. Journal of the American College of Cardiology. 69 (17), 2212-2241 (2017).
- Virmani, R., Farb, A. Pathology of in-stent restenosis. Current Opinion in Lipidology. 10 (6), 499-506 (1999).
- Buccheri, D., Piraino, D., Andolina, G., Cortese, B. Understanding and managing in-stent restenosis: a review of clinical data, from pathogenesis to treatment. Journal of Thoracic Disease. 8 (10), 1150-1162 (2016).
- Perkins, L. E. Preclinical models of restenosis and their application in the evaluation of drug-eluting stent systems. Veterinary Pathology. 47 (1), 58-76 (2010).
- Kim, W. H., et al. Histopathologic analysis of in-stent neointimal regression in a porcine coronary model. Coronary Artery Disease. 11 (3), 273-277 (2000).
- Plump, A. S., et al. Severe hypercholesterolemia and atherosclerosis in apolipoprotein E-deficient mice created by homologous recombination in ES cells. Cell. 71 (2), 343-353 (1992).
- Breslow, J. L. Transgenic mouse models of lipoprotein metabolism and atherosclerosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90 (18), 8314-8318 (1993).
- Knowles, J. W., Maeda, N. Genetic modifiers of atherosclerosis in mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (11), 2336-2345 (2000).
- Wheeler, J. B., Mukherjee, R., Stroud, R. E., Jones, J. A., Ikonomidis, J. S. Relation of murine thoracic aortic structural and cellular changes with aging to passive and active mechanical properties. Journal of the American Heart Association. 4 (3), 001744 (2015).
- Rodriguez-Menocal, L., et al. A novel mouse model of in-stent restenosis. Atherosclerosis. 209 (2), 359-366 (2010).
- Langeveld, B., et al. Rat abdominal aorta stenting: a new and reliable small animal model for in-stent restenosis. Journal of Vascular Research. 41 (5), 377-386 (2004).
- Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. Journal of Surgical Research. 166 (1), 9 (2011).
- Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
- Wei, S., et al. Apolipoprotein E-deficient rats develop atherosclerotic plaques in partially ligated carotid arteries. Atherosclerosis. 243 (2), 589-592 (2015).
- Zhao, Y., et al. Hyperlipidemia induces typical atherosclerosis development in Ldlr and Apoe deficient rats. Atherosclerosis. 271, 26-35 (2018).
- Ekuni, D., et al. Occlusal disharmony accelerates the initiation of atherosclerosis in apoE knockout rats. Lipids in Health and Disease. 13 (144), 13 (2014).
- Bhattacharya, D., Van Meir, E. G. A simple genotyping method to detect small CRISPR-Cas9 induced indels by agarose gel electrophoresis. Scientific Reports. 9 (1), 39950 (2019).
- Malik, N., et al. Intravascular stents: a new technique for tissue processing for histology, immunohistochemistry, and transmission electron microscopy. Heart. 80 (5), 509-516 (1998).
- Kumar, A. H., McCauley, S. D., Hynes, B. G., O’Dea, J., Caplice, N. M. Improved protocol for processing stented porcine coronary arteries for immunostaining. Journal of Molecular Histology. 42 (2), 187-193 (2011).
- Jiang, Z., et al. A novel vein graft model: adaptation to differential flow environments. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 286 (1), 18 (2004).
- Cornelissen, A., et al. Apolipoprotein E deficient rats generated via zinc-finger nucleases exhibit pronounced in-stent restenosis. Scientific Reports. 9 (1), 54541 (2019).
- Ritskes-Hoitinga, M. G. T., Jensen, T. L., Mikkelsen, L. F. . The Laboratory Mouse (Second Edition). , 567-599 (2012).
- Rune, I., et al. Long-term Western diet fed apolipoprotein E-deficient rats exhibit only modest early atherosclerotic characteristics. Scientific Reports. 8 (1), 23835 (2018).
- Daemen, J., et al. Early and late coronary stent thrombosis of sirolimus-eluting and paclitaxel-eluting stents in routine clinical practice: data from a large two-institutional cohort study. Lancet. 369 (9562), 667-678 (2007).
- Cornelissen, A., Vogt, F. J. The effects of stenting on coronary endothelium from a molecular biological view: Time for improvement. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (1), 39-46 (2019).
- Mori, H., et al. Pathological mechanisms of left main stent failure. International Journal of Cardiology. 263, 9-16 (2018).
- Wolinsky, H., Glagov, S. Comparison of abdominal and thoracic aortic medial structure in mammals. Deviation of man from the usual pattern. Circulation Research. 25 (6), 677-686 (1969).
- Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91 (3), 393-395 (2005).
- Unthank, J. L., Nixon, J. C., Lash, J. M. Early adaptations in collateral and microvascular resistances after ligation of the rat femoral artery. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 73-82 (1985).
- Nevzati, E., et al. Biodegradable Magnesium Stent Treatment of Saccular Aneurysms in a Rat Model – Introduction of the Surgical Technique. Journal of Visualized Experiments. (128), e56359 (2017).
- Aquarius, R., Smits, D., Gounis, M. J., Leenders, W. P. J., de Vries, J. Flow diverter implantation in a rat model of sidewall aneurysm: a feasibility study. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (1), 88-92 (2018).
