Implantación De Stents Coronarios De Tamaño Humano En La Aorta Abdominal De Rata Usando Un Acceso Trans-Femoral
Summary
Este protocolo describe la implantación de stents coronarios humanos en la aorta abdominal de ratas con un apoE-/- fondo usando un acceso transporte-femoral. En comparación con otros modelos animales, los modelos murinos tienen las ventajas de un alto rendimiento, reproducibilidad, facilidad de manejo y alojamiento, y una amplia disponibilidad de marcadores moleculares.
Abstract
La intervención coronaria percutánea (ICP), combinada con el despliegue de un stent coronario, representa el patrón oro en el tratamiento intervencionista de la enfermedad arterial coronaria. La reestenosis en stent (ISR) está determinada por una proliferación excesiva de tejido neointimal dentro del stent y limita el éxito a largo plazo de los stents. Una variedad de modelos animales se han utilizado para aclarar los procesos fisiopatológicos subyacentes a la reestenosis en stent (ISR), siendo los modelos porcinos coronarios y de la arteria ilíaca del conejo los más frecuentemente utilizados. Los modelos murinos proporcionan las ventajas de un alto rendimiento, facilidad de manejo y alojamiento, reproducibilidad y una amplia disponibilidad de marcadores moleculares. El modelo de ratón deficiente en apolipoproteína E (apoE-/-) ha sido ampliamente utilizado para estudiar enfermedades cardiovasculares. Sin embargo, los stents deben ser miniaturizados para ser implantados en ratones, lo que implica cambios importantes de sus propiedades mecánicas y (potencialmente) biológicas. El uso de apoE-/- las ratas pueden superar estas deficiencias como apoE-/- las ratas permiten la evaluación de stents coronarios de tamaño humano mientras que al mismo tiempo proporcionan un fenotipo atherogenic. Esto los convierte en un modelo excelente y confiable para investigar la ISR después de la implantación del stent. Aquí, describimos, detalladamente, la implantación de stents coronarios humanos disponibles en el comercio en la aorta abdominal de ratas con un apoE-/- fondo usando un acceso transporte-femoral.
Introduction
La intervención coronaria percutánea (ICP), combinada con el despliegue de un stent coronario, representa el patrón oro en el tratamiento intervencionista de la enfermedad arterial coronaria1. El éxito a largo plazo de los stents, sin embargo, puede verse limitado por la aparición de reestenosis en stent (ISR) que está determinada por una proliferación excesiva de tejido neointimal dentro del stent2,3. La ISR puede requerir una reintervención con revascularización coronaria o re-ICP. Se han sugerido una variedad de modelos animales para el estudio de la ISR, cada uno de ellos con ventajas y deficiencias. Los principales inconvenientes de los modelos de arterias ilíacas coronarias y conejos más comúnmente utilizados, aunque desarrollando lesiones marcadamente similares a las de los humanos después de la implantación del stent4,5,son los grandes costos de animales y alojamiento que traen consigo dificultades logísticas, especialmente en estudios a largo plazo, así como limitaciones en el manejo y el equipo. Además, la disponibilidad de anticuerpos contra las proteínas celulares de cerdos y conejos es limitada. Por otro lado, los modelos murinos proporcionan las principales ventajas de un alto rendimiento y reproducibilidad, así como facilidad de manejo, alojamiento y, por lo tanto, rentabilidad. Además, un mayor número de anticuerpos están disponibles. Sin embargo, mientras que los ratones con deficiencia de Apolipoproteína E (apoE-/-)han sido ampliamente utilizados para el estudio de la aterosclerosis6,7,8,no son adecuados para el estudio de la ISR, ya que los stents tienen que ser miniaturizados para ser implantados en ratones, lo que potencialmente cambia las propiedades mecánicas de los stents. Por otra parte, la pared aórtica de los ratones mide entre 50 μm en ratones jóvenes y 85 μm en ratones viejos9,y los stents tienen que ser desplegados utilizando niveles de presión tan bajos como 2 atm, lo que podría conducir a la malaposición del stent10. Las ratas, sin embargo, permiten la implantación de stents coronarios humanos disponibles en el mercado, y demuestran un curso de curación vascular similar a los animales más grandes después de la implantación del stent aórtico, reportado por primera vez por Langeveld et al.11. Esta técnica requirió originalmente un acceso transporte-abdominal, que hizo necesario una constricción física de la aorta para alcanzar una interrupción temporal del flujo de sangre. Para evitar la lesión potencialmente asociada a los vasos y las reacciones inflamatorias, la técnica se perfeccionó posteriormente mediante la introducción de un acceso trans ilíaco, lo que además resultó en una mayor tasa de supervivencia de los animales12.
Debido a que las ratas de tipo salvaje no desarrollan lesiones ateroscleróticas13,las ratas apoE-/- se han generado ratas utilizando técnicas de nucleasa como la Ncleasa Efectora Activadora de Transcripción (TALEN)14,las repeticiones palindrómicas cortas agrupadas regularmente interespaciadas (CRISPR/Cas9)15,y zinc finger (ZF)16. ApoE-/- las ratas han estado disponibles comercialmente desde 2011. Proporcionando un fondo atherogenic, las ratas del apoE-/- permiten una evaluación más realista de stents coronarios de tamaño humano, especialmente con respecto a ISR.
Adjunto, describimos el método vía la ruta de acceso transfemoral y usando un stent droga-que eluting del fino-puntal del fino-cromo disponible en el comercio (DES), sin embargo, puede también ser aplicado para el estudio de otros tipos stents, tales como stents del metal desnudo (BMS) o stents biodegradables.
Protocol
Representative Results
Discussion
Este protocolo describe la implantación de stents coronarios de tamaño humano en la aorta abdominal de las ratas del apoE-/-. Vale la pena destacar varios aspectos técnicos. En primer lugar, se debe evitar un desajuste entre el tamaño del stent y el tamaño de la aorta. La colocación de un stent demasiado pequeño puede llevar a la malaposición del stent, mientras que la implantación de un stent que es demasiado grande para la aorta puede causar estiramiento excesivo, desgarro y lesión del vaso. Por lo…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nos gustaría dar las gracias a la Sra. Angela Freund por su inestimable asistencia técnica con la incrustación y la producción de diapositivas. También nos gustaría agradecer al Sr. Tadeusz Stopinski en el Instituto de Ciencia de Animales de Laboratorio y Cirugía Experimental por su perspicaz ayuda con el trabajo veterinario.
Materials
| Diet | |||
| SNIFF High Fat diet + Clopidogrel (15 mg/kg) | SNIFF Spezialdiäten GmbH, Soest | custom prepared | Western Diet |
| Drugs and Anesthetics | |||
| Buprenorphine | Essex Pharma | 997.00.00 | |
| ISOFLO (Isoflurane Vapor) vaporiser | Eickemeyer | 4802885 | |
| Isoflurane | Forene Abbott | B 506 | |
| Isotonic (0.9%) NaCl solution | DeltaSelect GmbH | PZN 00765145 | |
| Ringer's lactate solution | Baxter Deutschland GmbH | 3775380 | |
| (S)-ketamine | CEVA Germany | ||
| Xylazine | Medistar Germany | ||
| Consumable supplies | |||
| 10 mL syringes | BD Plastipak | 4606108V | |
| 2 mL syringes | BD Plastipak | 4606027V | |
| 6-0 prolene suture | ETHICON | N-2719K | |
| 4-0 silk suture | Seraflex | IC 158000 | |
| Bepanthen Eye and Nose Ointment | Bayer Vital GmbH | 6029009.00.00 | |
| Cotton Gauze swabs | Fuhrmann GmbH | 32014 | |
| Durapore silk tape | 3M | 1538-1 | |
| Poly-Alcohol Skin Desinfection Solution | Antiseptica GmbH | 72PAH200 | |
| Sterican needle 18 G | B. Braun | 304622 | |
| Sterican needle 27 3/4 G | B.Braun | 4657705 | |
| Tissue Paper | commercially available | ||
| Surgical instruments | |||
| Graefe forceps curved x1 | Fine Science Tools Inc. | 11151-10 | |
| Graefe forceps straight | Fine Science Tools Inc. | 11050-10 | |
| Needle holder Mathieu | Fine Science Tools Inc. | 12010-14 | |
| Scissors | Fine Science Tools Inc. | 14074-11 | |
| Semken forceps | Fine Science Tools Inc. | 11008-13 | |
| Small surgical scissors curved | Fine Science Tools Inc. | 14029-10 | |
| Small surgical scissors straight | Fine Science Tools Inc. | 14028-10 | |
| Standard pattern forceps | Fine Science Tools Inc. | 11000-12 | |
| Vannas spring scissors | Fine Science Tools Inc. | 15000-08 | |
| Equipment | |||
| Dissecting microscope | Leica MZ9 | ||
| Temperature controlled heating pad | Sygonix | 26857617 | |
| Equipment for stent implantation | |||
| Drug-eluting stent Xience 2,25mm x 8mm | Abbott Vascular USA | 1009544-18 | |
| Guide wire Fielder XT PTCA guide wire: 0.014" x 300cm | ASAHI INTECC CO., LTD Japan | AGP140302 | |
| Inflation syringe system | Abbott 20/30 Priority Pack | 1000186 | |
| Tissue processing and analysis | |||
| 30% H2O2 | Roth | 9681 | Histology |
| Ethanol | Roth | K928.1 | Histology |
| Giemsas Azur-Eosin-Methylenblau | Merck | 109204 | Histology |
| Graphic Drawing Tablet | WACOM Europe GmbH | CTL-6100WLK-S | |
| Roti Histofix, Formaldehyd 4% buffered | Roth | P087 | Histology |
| Technovit 9100 | Morphisto | 12225.K1000 | Histology |
References
- Patel, M. R., et al. ACC/AATS/AHA/ASE/ASNC/SCAI/SCCT/STS 2017 Appropriate Use Criteria for Coronary Revascularization in Patients With Stable Ischemic Heart Disease: A Report of the American College of Cardiology Appropriate Use Criteria Task Force, American Association for Thoracic Surgery, American Heart Association, American Society of Echocardiography, American Society of Nuclear Cardiology, Society for Cardiovasular Angiography and Interventions, Society of Cardiovascular Computed Tomography, and Society of Thoracic Surgeons. Journal of the American College of Cardiology. 69 (17), 2212-2241 (2017).
- Virmani, R., Farb, A. Pathology of in-stent restenosis. Current Opinion in Lipidology. 10 (6), 499-506 (1999).
- Buccheri, D., Piraino, D., Andolina, G., Cortese, B. Understanding and managing in-stent restenosis: a review of clinical data, from pathogenesis to treatment. Journal of Thoracic Disease. 8 (10), 1150-1162 (2016).
- Perkins, L. E. Preclinical models of restenosis and their application in the evaluation of drug-eluting stent systems. Veterinary Pathology. 47 (1), 58-76 (2010).
- Kim, W. H., et al. Histopathologic analysis of in-stent neointimal regression in a porcine coronary model. Coronary Artery Disease. 11 (3), 273-277 (2000).
- Plump, A. S., et al. Severe hypercholesterolemia and atherosclerosis in apolipoprotein E-deficient mice created by homologous recombination in ES cells. Cell. 71 (2), 343-353 (1992).
- Breslow, J. L. Transgenic mouse models of lipoprotein metabolism and atherosclerosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 90 (18), 8314-8318 (1993).
- Knowles, J. W., Maeda, N. Genetic modifiers of atherosclerosis in mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (11), 2336-2345 (2000).
- Wheeler, J. B., Mukherjee, R., Stroud, R. E., Jones, J. A., Ikonomidis, J. S. Relation of murine thoracic aortic structural and cellular changes with aging to passive and active mechanical properties. Journal of the American Heart Association. 4 (3), 001744 (2015).
- Rodriguez-Menocal, L., et al. A novel mouse model of in-stent restenosis. Atherosclerosis. 209 (2), 359-366 (2010).
- Langeveld, B., et al. Rat abdominal aorta stenting: a new and reliable small animal model for in-stent restenosis. Journal of Vascular Research. 41 (5), 377-386 (2004).
- Oyamada, S., et al. Trans-iliac rat aorta stenting: a novel high throughput preclinical stent model for restenosis and thrombosis. Journal of Surgical Research. 166 (1), 9 (2011).
- Touchard, A. G., Schwartz, R. S. Preclinical restenosis models: challenges and successes. Toxicologic Pathology. 34 (1), 11-18 (2006).
- Wei, S., et al. Apolipoprotein E-deficient rats develop atherosclerotic plaques in partially ligated carotid arteries. Atherosclerosis. 243 (2), 589-592 (2015).
- Zhao, Y., et al. Hyperlipidemia induces typical atherosclerosis development in Ldlr and Apoe deficient rats. Atherosclerosis. 271, 26-35 (2018).
- Ekuni, D., et al. Occlusal disharmony accelerates the initiation of atherosclerosis in apoE knockout rats. Lipids in Health and Disease. 13 (144), 13 (2014).
- Bhattacharya, D., Van Meir, E. G. A simple genotyping method to detect small CRISPR-Cas9 induced indels by agarose gel electrophoresis. Scientific Reports. 9 (1), 39950 (2019).
- Malik, N., et al. Intravascular stents: a new technique for tissue processing for histology, immunohistochemistry, and transmission electron microscopy. Heart. 80 (5), 509-516 (1998).
- Kumar, A. H., McCauley, S. D., Hynes, B. G., O’Dea, J., Caplice, N. M. Improved protocol for processing stented porcine coronary arteries for immunostaining. Journal of Molecular Histology. 42 (2), 187-193 (2011).
- Jiang, Z., et al. A novel vein graft model: adaptation to differential flow environments. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 286 (1), 18 (2004).
- Cornelissen, A., et al. Apolipoprotein E deficient rats generated via zinc-finger nucleases exhibit pronounced in-stent restenosis. Scientific Reports. 9 (1), 54541 (2019).
- Ritskes-Hoitinga, M. G. T., Jensen, T. L., Mikkelsen, L. F. . The Laboratory Mouse (Second Edition). , 567-599 (2012).
- Rune, I., et al. Long-term Western diet fed apolipoprotein E-deficient rats exhibit only modest early atherosclerotic characteristics. Scientific Reports. 8 (1), 23835 (2018).
- Daemen, J., et al. Early and late coronary stent thrombosis of sirolimus-eluting and paclitaxel-eluting stents in routine clinical practice: data from a large two-institutional cohort study. Lancet. 369 (9562), 667-678 (2007).
- Cornelissen, A., Vogt, F. J. The effects of stenting on coronary endothelium from a molecular biological view: Time for improvement. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (1), 39-46 (2019).
- Mori, H., et al. Pathological mechanisms of left main stent failure. International Journal of Cardiology. 263, 9-16 (2018).
- Wolinsky, H., Glagov, S. Comparison of abdominal and thoracic aortic medial structure in mammals. Deviation of man from the usual pattern. Circulation Research. 25 (6), 677-686 (1969).
- Lowe, H. C., James, B., Khachigian, L. M. A novel model of in-stent restenosis: rat aortic stenting. Heart. 91 (3), 393-395 (2005).
- Unthank, J. L., Nixon, J. C., Lash, J. M. Early adaptations in collateral and microvascular resistances after ligation of the rat femoral artery. Journal of Applied Physiology. 79 (1), 73-82 (1985).
- Nevzati, E., et al. Biodegradable Magnesium Stent Treatment of Saccular Aneurysms in a Rat Model – Introduction of the Surgical Technique. Journal of Visualized Experiments. (128), e56359 (2017).
- Aquarius, R., Smits, D., Gounis, M. J., Leenders, W. P. J., de Vries, J. Flow diverter implantation in a rat model of sidewall aneurysm: a feasibility study. Journal of NeuroInterventional Surgery. 10 (1), 88-92 (2018).
