Summary

ラットにおける脛表筋前筋の最大等角体テタニック力測定

Published: June 26, 2021
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Summary

運動回復の評価は、実験的末梢神経研究におけるベンチマーク結果測定のままである。ラットの脛骨前筋の等角体テタニック力測定は、坐骨神経欠損の再建後の機能的転帰を評価するための非常に貴重なツールである。方法とニュアンスについては、この記事で詳しく説明します。

Abstract

外傷性神経損傷は実質的な機能的損失をもたらし、分節神経欠損はしばしば自家介在神経移植片の使用を必要とする。その限られた可用性と関連するドナー側の罹患率のために、神経再生の分野での多くの研究は、セグメント神経ギャップを埋めるために代替技術に焦点を当てています。外科的または薬理学的な治療選択肢の結果を調べるため、ラット坐骨神経モデルは、しばしばバイオアッセイとして使用される。ラットモデルでは、神経再生の程度を決定するために使用されるさまざまな結果測定があります。標的筋肉の最大出力力は、実験療法の臨床翻訳に最も関連する結果のままである。テタニック筋収縮の等角力測定は、以前ラットおよびウサギモデルの神経損傷または修復後の運動回復を評価するための再現性と有効な技術として説明されている。本ビデオでは、最適化されたパラメータを用いたラット坐骨神経欠損モデルにおける脛骨筋前筋の機能的回復の評価に関するこの貴重な手順のステップバイステップの指示を提供する。我々は、一般的な腹膜神経および脛骨前筋腱の外科的アプローチおよび解剖に加えて、必要な手術前の準備について説明する。アイソメトリックテタニック力測定技術について詳しく説明します。最適な筋肉長および刺激パルス周波数を決定することが説明され、最大のテタニック筋収縮を測定することが実証される。

Introduction

外傷性末梢神経損傷後の運動機能の喪失は、患者1、2、3の生活の質と社会経済的地位に大きな影響を与える。この患者集団の予後は、年間4年間の外科的技術の最小限の改善のために貧弱なままである。直接エンドツーエンドの緊張のない上音の修復は、ゴールドスタンダードの外科的再建を形成する。しかし、神経のギャップが延長された場合には、自家神経移植片の間付き合いが優れている5,6.関連するドナー部位の罹患率および自家神経移植片の限られた利用可能性は、代替技術7、8の必要性を課している。

実験動物モデルは末梢神経再生のメカニズムを解明し、様々な再建および薬理学的治療の選択肢8,9の結果を評価するために用いられてきた。ラット坐骨神経モデルは、最も頻繁に使用される動物モデル10である。彼らの小さなサイズは、彼らが扱いやすく、家に簡単になります。その最上級の神経再生の可能性のために、介入と結果の評価の間の時間の減少は、比較的低いコスト11、12をもたらすことができます。その使用の他の利点は、人間の神経線維との形態学的類似性と比較/歴史的研究の数が多い13.後者は慎重にアプローチする必要がありますが、研究間のさまざまな結果対策が異なっているため、結果14、15、16、17、18を比較することが困難になります。

神経再生を評価する結果対策は、電気生理学から所因性学までさまざまであるが、これらの方法は相関を意味するが、必ずしも運動機能14,15の戻り値を直接測定するわけではない。神経線維を再生すると、機能接続数を過大評価する可能性のある適切な接続が行われなくなる可能性があります14,15,19,20.末端器官の正しい再インナーブを実証するための最良かつ臨床的に最も関連性の高い測定は、筋肉機能21、22、23の評価のままである。しかし、動物モデルのための運動機能評価ツールの作成は困難です。Medinaceliら.は、最初に歩行トラック解析について説明し、それ以来、実験的末梢神経研究21、24、25、26、27、28において機能的回復を評価するために最も頻繁に使用されてきた方法である。歩行軌跡解析では、歩行ラット21,29からのポープリントの測定値に基づいて坐骨機能指数(SFI)を定量化する。歩行軌跡解析の大きな制限事項は、例えばつま先拘縮、自動切断、印刷物の塗り付け、および他の再収縮の尺度との不十分な相関、機能回復30、31の定量化のための他のパラメータの使用を必要としている。

ルイスラット32およびニュージーランドウサギ33の以前の研究では、脛骨前(TA)筋の等角体テタニック力(ITF)測定を検証し、異なるタイプの神経修復34、35、36、37、38、39後の筋肉回復の評価においてその有効性を実証した。TA筋肉は、その比較的大きなサイズ、坐骨神経の腹膜枝によるインナーブ及び十分に解明された生化学的特性40、41、42、43のために適している筋肉長(プリロード力)および電気的パラメータが最適化されると、ITFはラット32およびウサギ33においてそれぞれ4.4%および7.5%の左右変動を提供する。

本稿では、必要な手術前計画、外科的アプローチ、共通の骨膜神経および遠位TA筋腱の解剖の詳細な説明を含む、ラット坐骨神経モデルにおけるITF測定の詳細なプロトコルを提供する。刺激強度と持続時間に対して所定の値を用い、最適な筋肉長と刺激脈拍周波数が定義される。これら4つのパラメータを使用すると、ITFは一貫して正確に測定できます。

Protocol

すべての動物の処置は、制度的動物の世話と使用委員会(IACUC A334818)の承認を得て行われた。 1. 力変換器の校正 コンピュータがUSB-6009多機能I/Oデータ収集(DAQ)デバイスに正しく接続されていることを確認します。注:他のラット株や種は、より高い力が 44を期待されるように、異なるロードセル力トランスデューサを必要とするかもしれません。…

Representative Results

ITF測定には5つのパラメータが使用されます。これらには、筋肉の緊張(プリロード力)、刺激強度(電圧)、刺激パルス周波数、0.4 msの刺激持続時間および2msの遅延が含まれる。ITFを測定する前に、最適な筋肉の緊張は、パラメータテスト中に2Vの強度で2つの単一のけいれん筋収縮を使用して決定する必要があります。これらの刺激は足の屈折を引き起こし、VI(図5)のグラフ…

Discussion

このプロトコルは、ラットモデル32におけるTA筋肉の正確な最大ITF測定を取得するための、事前に検証された方法を記述する。実験的な神経再建治療後の最大強度の回復は、神経が再生するだけでなく、目標筋肉との作業関係を作ったことも証明するので、臨床現場の第一の関心事です。ITFは、ラット坐骨神経モデル32のような小さな神経ギャップモデルで?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

この出版物で報告された研究は、賞番号RO1 NS 102360の下で国立衛生研究所の国立神経疾患と脳卒中研究所によってサポートされました。コンテンツは著者の責任であり、必ずしも国立衛生研究所の公式見解を表すものではありません。

Materials

0.9% Sodium Chloride Baxter Healthcare Corporation, Deerfield, IL, USA G130203
1 mm Kirshner wires Pfizer Howmedica, Rutherford, NJ N/A
Adson Tissue Forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-6801226
Bipolar electrode cables Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Bipolar stimulator device Grass SD9, Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Cotton-tip Applicators Cardinal Health, Waukegan, IL, USA C15055-006
Curved Mosquito forceps ASSI, Westbury, NY, USA MTK-1201112
Force Transducer MDB-2.5 Transducer Techniques, Temecula, CA N/A
Gauze Sponges 4×4 Covidien, Mansfield, MA, USA 2733
Ground cable Grass Instrument, Quincy, MA N/A
Isoflurane chamber N/A N/A Custom-made
Ketamine Ketalar, Par Pharmaceutical, Chestnut, NJ 42023-115-10
LabView Software National Instruments, Austin, TX
Loop N/A N/A Custom-made
Microsurgical curved forceps ASSI, Westbury, NY, USA JFA-5B
Microsurgical scissors ASSI, Westbury, NY, USA SAS-15R-8-18
Microsurgical straight forceps ASSI, Westbury, NY, USA JF-3
Retractor ASSI, Westbury, NY, USA AG-124426
Scalpel Blade No. 15 Bard-Parker, Aspen Surgical, Caledonia, MI, USA 371115
Slim Body Skin Stapler Covidien, Mansfield, MA, USA 8886803512
Subminiature electrode Harvard Apparatus, Holliston, MA N/A
Surgical Nerve Stimulator Checkpoint Surgical LCC, Cleveland, OH, USA 9094
Terrell Isoflurane Piramal Critical Care Inc., Bethlehem, PA, USA H961J19A
Testing platform N/A N/A Custom-made
Tetontomy Scissors ASSI, Westbury, NY, USA ASIM-187
Traceable Big-Digit Timer/Stopwatch Fisher Scientific, Waltham, MA, USA S407992
USB-6009 multifunctional I/O data acquisition (DAQ) device National Instruments, Austin, TX 779026-01
Vacuum Base Holder Noga Engineering & Technology Ltd., Shlomi, Isreal N/A Attached clamp is custom-made
Weight (10 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820010.4
Weight (20 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820020.4
Weight (50 g) Denver Instruments, Denver, CO, USA 820050.4
Xylazine Xylamed, Bimeda MTC Animal Health, Cambridge, Canada 1XYL002

References

  1. Taylor, C. A., Braza, D., Rice, J. B., Dillingham, T. The incidence of peripheral nerve injury in extremity trauma. American Journal of Physical Medicine & Rehabilitation. 87 (5), 381-385 (2008).
  2. Huckhagel, T., Nuchtern, J., Regelsberger, J., Lefering, R., TraumaRegister, D. G. U. Nerve injury in severe trauma with upper extremity involvement: evaluation of 49,382 patients from the TraumaRegister DGU(R) between 2002 and 2015. Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine. 26 (1), 76 (2018).
  3. Tapp, M., Wenzinger, E., Tarabishy, S., Ricci, J., Herrera, F. A. The Epidemiology of Upper Extremity Nerve Injuries and Associated Cost in the US Emergency Departments. Annals of Plastic Surgery. 83 (6), 676-680 (2019).
  4. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256 (2014).
  5. Terzis, J., Faibisoff, B., Williams, B. The nerve gap: suture under tension vs. graft. Plastic and Reconstructive Surgery. 56 (2), 166-170 (1975).
  6. Millesi, H. Forty-two years of peripheral nerve surgery. Microsurgery. 14 (4), 228-233 (1993).
  7. Wood, M. D., Kemp, S. W., Weber, C., Borschel, G. H., Gordon, T. Outcome measures of peripheral nerve regeneration. Annals of Anatomy-Anatomischer Anzeiger. 193 (4), 321-333 (2011).
  8. Alvites, R., et al. Peripheral nerve injury and axonotmesis: State of the art and recent advances. Cogent Medicine. 5 (1), 1466404 (2018).
  9. Diogo, C. C., et al. The use of sheep as a model for studying peripheral nerve regeneration following nerve injury: review of the literature. Journal of Neurology Research. 39 (10), 926-939 (2017).
  10. Irintchev, A. Potentials and limitations of peripheral nerve injury models in rodents with particular reference to the femoral nerve. Annals of Anatomy. 193 (4), 276-285 (2011).
  11. Brenner, M. J., et al. Role of timing in assessment of nerve regeneration. Microsurgery. 28 (4), 265-272 (2008).
  12. Vleggeert-Lankamp, C. L. The role of evaluation methods in the assessment of peripheral nerve regeneration through synthetic conduits: a systematic review. Laboratory investigation. Journal of Neurosurgery. 107 (6), 1168-1189 (2007).
  13. Deumens, R., Marinangeli, C., Bozkurt, A., Brook, G. A. Assessing motor outcome and functional recovery following nerve injury. Methods in Molecular Biology. 1162, 179-188 (2014).
  14. Dellon, A. L., Mackinnon, S. E. Selection of the appropriate parameter to measure neural regeneration. Annals of Plastic Surgery. 23 (3), 197-202 (1989).
  15. Munro, C. A., Szalai, J. P., Mackinnon, S. E., Midha, R. Lack of association between outcome measures of nerve regeneration. Muscle Nerve. 21 (8), 1095-1097 (1998).
  16. Varejao, A. S., Melo-Pinto, P., Meek, M. F., Filipe, V. M., Bulas-Cruz, J. Methods for the experimental functional assessment of rat sciatic nerve regeneration. Journal of Neurology Research. 26 (2), 186-194 (2004).
  17. Hadlock, T. A., Koka, R., Vacanti, J. P., Cheney, M. L. A comparison of assessments of functional recovery in the rat. Journal of the Peripheral Nervous System. 4 (3-4), 258-264 (1999).
  18. Kanaya, F., Firrell, J. C., Breidenbach, W. C. Sciatic function index, nerve conduction tests, muscle contraction, and axon morphometry as indicators of regeneration. Plastic and Reconstructive Surgery. 98 (7), 1264-1271 (1996).
  19. Nichols, C. M., et al. Choosing the correct functional assay: a comprehensive assessment of functional tests in the rat. Behavioural Brain Research. 163 (2), 143-158 (2005).
  20. Terzis, J. K., Smith, K. J. Repair of severed peripheral nerves: comparison of the “de Medinaceli” and standard microsuture methods. Experimental Neurology. 96 (3), 672-680 (1987).
  21. de Medinaceli, L., Freed, W. J., Wyatt, R. J. An index of the functional condition of rat sciatic nerve based on measurements made from walking tracks. Experimental Neurology. 77 (3), 634-643 (1982).
  22. Doi, K., Hattori, Y., Tan, S. H., Dhawan, V. Basic science behind functioning free muscle transplantation. Clinics in Plastic Surgery. 29 (4), (2002).
  23. Vathana, T., et al. An Anatomic study of the spinal accessory nerve: Extended harvest permits direct nerve transfer to distal plexus targets. Clinical Anatomy. 20 (8), 899-904 (2007).
  24. Chaiyasate, K., Schaffner, A., Jackson, I. T., Mittal, V. Comparing FK-506 with basic fibroblast growth factor (b-FGF) on the repair of a peripheral nerve defect using an autogenous vein bridge model. Journal of Investigative Surgery. 22 (6), 401-405 (2009).
  25. Lee, B. K., Kim, C. J., Shin, M. S., Cho, Y. S. Diosgenin improves functional recovery from sciatic crushed nerve injury in rats. Journal of Exercise Rehabilitation. 14 (4), 566-572 (2018).
  26. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  27. Luis, A. L., et al. Use of PLGA 90:10 scaffolds enriched with in vitro-differentiated neural cells for repairing rat sciatic nerve defects. Tissue Engineering, Part A. 14 (6), 979-993 (2008).
  28. Shabeeb, D., et al. Histopathological and Functional Evaluation of Radiation-Induced Sciatic Nerve Damage: Melatonin as Radioprotector. Medicina. 55 (8), (2019).
  29. Bain, J. R., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. Functional evaluation of complete sciatic, peroneal, and posterior tibial nerve lesions in the rat. Plastic and Reconstructive Surgery. 83 (1), 129-138 (1989).
  30. Monte-Raso, V. V., Barbieri, C. H., Mazzer, N., Yamasita, A. C., Barbieri, G. Is the Sciatic Functional Index always reliable and reproducible. Journal of Neuroscience Methods. 170 (2), 255-261 (2008).
  31. Lee, J. Y., et al. Functional evaluation in the rat sciatic nerve defect model: a comparison of the sciatic functional index, ankle angles, and isometric tetanic force. Plastic and Reconstructive Surgery. 132 (5), 1173-1180 (2013).
  32. Shin, R. H., et al. Isometric tetanic force measurement method of the tibialis anterior in the rat. Microsurgery. 28 (6), 452-457 (2008).
  33. Giusti, G., et al. Description and validation of isometric tetanic muscle force test in rabbits. Microsurgery. 32 (1), 35-42 (2012).
  34. Bulstra, L. F., et al. Functional Outcome after Reconstruction of a Long Nerve Gap in Rabbits Using Optimized Decellularized Nerve Allografts. Plastic and Reconstructive Surgery. 145 (6), 1442-1450 (2020).
  35. Giusti, G., et al. The influence of vascularization of transplanted processed allograft nerve on return of motor function in rats. Microsurgery. 36 (2), 134-143 (2016).
  36. Giusti, G., et al. The influence of nerve conduits diameter in motor nerve recovery after segmental nerve repair. Microsurgery. 34 (8), 646-652 (2014).
  37. Hundepool, C. A., et al. Comparable functional motor outcomes after repair of peripheral nerve injury with an elastase-processed allograft in a rat sciatic nerve model. Microsurgery. 38 (7), 772-779 (2018).
  38. Lee, J. Y., et al. The effect of collagen nerve conduits filled with collagen-glycosaminoglycan matrix on peripheral motor nerve regeneration in a rat model. Journal of Bone and Joint Surgery. 94 (22), 2084-2091 (2012).
  39. Shin, R. H., Friedrich, P. F., Crum, B. A., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Treatment of a segmental nerve defect in the rat with use of bioabsorbable synthetic nerve conduits: a comparison of commercially available conduits. Journal of Bone and Joint Surgery. 91 (9), 2194-2204 (2009).
  40. Coombes, J. S., et al. Effects of vitamin E deficiency on fatigue and muscle contractile properties. Eur J Appl Physiol. 87 (3), 272-277 (2002).
  41. Kauvar, D. S., Baer, D. G., Dubick, M. A., Walters, T. J. Effect of fluid resuscitation on acute skeletal muscle ischemia-reperfusion injury after hemorrhagic shock in rats. Journal of the American College of Surgeons. 202 (6), 888-896 (2006).
  42. Murlasits, Z., et al. Resistance training increases heat shock protein levels in skeletal muscle of young and old rats. Experimental Gerontology. 41 (4), 398-406 (2006).
  43. Zhou, Z., Cornelius, C. P., Eichner, M., Bornemann, A. Reinnervation-induced alterations in rat skeletal muscle. Neurobiology of Disease. 23 (3), 595-602 (2006).
  44. Schmoll, M., et al. In-situ measurements of tensile forces in the tibialis anterior tendon of the rat in concentric, isometric, and resisted co-contractions. Physiological Reports. 5 (8), (2017).
  45. Heinzel, J. C., Hercher, D., Redl, H. The course of recovery of locomotor function over a 10-week observation period in a rat model of femoral nerve resection and autograft repair. Brain and Behavior. 10 (4), 01580 (2020).
  46. Kingery, W. S., Vallin, J. A. The development of chronic mechanical hyperalgesia, autotomy and collateral sprouting following sciatic nerve section in rat. Pain. 38 (3), 321-332 (1989).
  47. Weber, R. A., Proctor, W. H., Warner, M. R., Verheyden, C. N. Autotomy and the sciatic functional index. Microsurgery. 14 (5), 323-327 (1993).
  48. Kunst, G., Graf, B. M., Schreiner, R., Martin, E., Fink, R. H. Differential effects of sevoflurane, isoflurane, and halothane on Ca2+ release from the sarcoplasmic reticulum of skeletal muscle. Anesthesiology. 91 (1), 179-186 (1999).
  49. Schmoll, M., et al. A novel miniature in-line load-cell to measure in-situ tensile forces in the tibialis anterior tendon of rats. PLoS One. 12 (9), 0185209 (2017).
  50. Paul, R. J., Sperelakis, N. . Cell Physiology Source Book (Fourth Edition). , 801-821 (2012).
check_url/kr/61926?article_type=t

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Bedar, M., Saffari, T. M., Friedrich, P. F., Giusti, G., Bishop, A. T., Shin, A. Y. Maximum Isometric Tetanic Force Measurement of the Tibialis Anterior Muscle in the Rat. J. Vis. Exp. (172), e61926, doi:10.3791/61926 (2021).

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