Summary

Fruchtbarkeitserhaltung durch Eizellvitrifikation: Klinische und Laborperspektiven

Published: September 16, 2021
doi:

Summary

Die Kryokonservierung von Eizellen wird von mehreren internationalen wissenschaftlichen Gesellschaften als Goldstandard für die Erhaltung der Fruchtbarkeit bei postpubertären Frauen anerkannt. Geeignete klinische und Laborstrategien gewährleisten maximale Wirksamkeit, Effizienz und Sicherheit von Fruchtbarkeitserhaltungsbehandlungen.

Abstract

Die Erhaltung der weiblichen Fruchtbarkeit ist in einem multifunktionalen Gesundheitssystem, das sich um die zukünftige Lebensqualität der Patienten kümmert, von entscheidender Bedeutung. Die Kryokonservierung von Eizellen wird von mehreren internationalen wissenschaftlichen Gesellschaften als Goldstandard für die Erhaltung der Fruchtbarkeit bei postpubertären Frauen anerkannt, sowohl für medizinische als auch für nicht-medizinische Indikationen. Die wichtigsten medizinischen Indikationen sind onkologische Erkrankungen, gynäkologische Erkrankungen wie schwere Endometriose, systemische Erkrankungen, die die Eierstockreserve beeinträchtigen, und genetische Erkrankungen mit vorzeitiger Menopause. Dieses Papier beschreibt die gesamte klinische und Laboraufarbeitung einer Fruchtbarkeitserhaltungsbehandlung, indem es Empfehlungen für eine objektive und evidenzbasierte Beratung skizziert. Darüber hinaus konzentriert es sich auf die Wirksamkeit des Verfahrens und beschreibt die am besten geeigneten Strategien, um die Eierstockreserve vollständig auszuschöpfen und die Anzahl der in kürzester Zeit entnommenen Eizellen zu maximieren. Die Bewertung der Eierstockreserve, die Definition eines idealen Stimulationsprotokolls sowie die Verfahren zur Entnahme, Denudation und Vitrifikation von Eizellen wurden zusammen mit Ansätzen zur Maximierung ihrer Wirksamkeit, Effizienz und Sicherheit detailliert beschrieben.

Introduction

Die Entwicklung und Implementierung eines effizienten Kryokonservierungsprogramms für menschliche Eizellen war ein bedeutender Durchbruch in der Reproduktionsmedizin. Jüngsten Erkenntnissen zufolge ist die Vitrifikation die effektivste Strategie zur Kryokonservierung von Eizellen der Metaphase II (MII), da sie unabhängig von der Patientenpopulation (unfruchtbare Patientinnen oder Eizellspendeprogramm) zu statistisch höheren Überlebensraten im Vergleich zum langsamen Einfrieren führt1,2,3. Die bemerkenswerten Errungenschaften der Eizellvitrifikation veranlassten die Praxiskomitees der American Society for Reproductive Medicine (ASRM) und der Society for Assisted Reproductive Technology (SART), diese Technik als die effektivste für die elektive Fruchtbarkeitserhaltung bei postpubertären Frauen zu erklären, sowohl für medizinische als auch für nicht-medizinische Indikationen4,5,6. Medizinische Indikationen zur Erhaltung der Fruchtbarkeit umfassen (i) Krebs und Autoimmunerkrankungen, die Therapien7 wie Strahlentherapie, zytotoxische Chemotherapie und endokrine Therapie erfordern (deren schädliche Wirkung auf die Eierstockreserve mit dem Alter der Mutter sowie art und dosis der Behandlung verbunden ist); ii) Eierstockerkrankungen, die eine wiederholte oder radikale Operation erfordern (z. B. Endometriose)8; und (iii) genetische Erkrankungen (z. B. X-fragile) oder vorzeitiges Ovarialversagen. Darüber hinaus ist die Erhaltung der Fruchtbarkeit zu einer wertvollen Option für alle Frauen geworden, die ihr elterliches Ziel aus nicht-medizinischen Gründen nicht erreicht haben (auch bekannt als Social Freezing).

Unabhängig von der Indikation zur Erhaltung der Fruchtbarkeit und gemäß den wichtigsten internationalen Richtlinien zur Erhaltung der Fruchtbarkeit sollten alle Patientinnen, die bereit sind, ihre Eizellen zu vitrifizieren, eine angemessene Beratung erhalten, um über ihre realistischen Erfolgschancen, die Kosten, Risiken und Einschränkungen des Verfahrens informiert zu werden9,10,11,12,13. Am wichtigsten ist, dass klar sein sollte, dass die Vitrifizierung einer Kohorte von MII-Eizellen keine Schwangerschaft gewährleistet, sondern dass sie eine höhere Erfolgschance für die zukünftige In-vitro-Fertilisation (IVF) bietet, falls erforderlich14. In dieser Hinsicht ist das Alter der Frau zum Zeitpunkt der Vitrifizierung der Eizellen sicherlich der wichtigste limitierende Faktor15, da das fortgeschrittene mütterliche Alter (AMA; >35 Jahre) die Hauptursache für weibliche Unfruchtbarkeit ist16. Neben einer fortschreitenden Verringerung der Ovarialreserve ist AMA mit einer Beeinträchtigung der Eizellkompetenz aufgrund defekter physiologischer Wege wie Stoffwechsel, epigenetische Regulation, Zellzyklus-Checkpoints und meiotische Segregation verbunden17. Daher hängt die angemessene Anzahl der zu vitrifizierenden Eier hauptsächlich vom Alter der Mutter ab. Bei Frauen unter 36 Jahren sind mindestens 8-10 MII-Eizellen18 erforderlich, um die Erfolgschancen zu maximieren. Im Allgemeinen gilt: Je höher die Anzahl der vitrifizierten Eizellen, desto höher ist die Erfolgswahrscheinlichkeit. Daher ist die Anpassung der ovariellen Stimulation an ovariellen Reservemarkern wie Anti-Müller-Hormon (AMH) oder Antralfollikelzahl (AFC) entscheidend, um die Eierstockreserve in kürzester Zeit voll auszuschöpfen.

Die Sicherheit des gesamten Verfahrens ist das andere Schlüsselthema bei der Aufnahme von Patienten zur Erhaltung der Fruchtbarkeit. Kliniker sollten die besten Strategien anwenden, um die Risiken zu minimieren und (i) das ovarielle Hyperstimulationssyndrom (OHSS) zu verhindern, indem sie sichere Ansätze wie das Gonadotrophin-Releasing-Hormon (GnRH) -Antagonistenprotokoll verwenden, gefolgt von einem GnRH-Agonistenauslöser19 und (ii) den entfernten, aber möglichen Risiken von Peritonealblutungen, Verletzungen der Beckenstrukturen (Harnleiter, Darm, Blinddarm, Nerven) oder Beckeninfektionen während der Eizellentnahme. Schließlich (iii) traditionelle Stimulationsschemata sind mit supraphysiologischem Serumestradiol verbunden und werden daher bei östrogenempfindlichen Erkrankungen wie Brustkrebs nicht empfohlen. Protokolle mit Aromatasehemmern (wie Letrozol oder Tamoxifen) sind in diesen Fällen besser geeignet20,21. Im Labor ist das am weitesten verbreitete Protokoll zur Vitrifikation von Eizellen immer noch das von Kuwayama und Kollegen 2,23beschriebene Protokoll, das auseinemschrittweisen Verfahren besteht, bei dem Kryoprotektoren (CPAs) schrittweise hinzugefügt werden. In der ersten Phase (Gleichgewicht/Dehydratation) werden Eizellen in einer CPA-Lösung exponiert, die 7,5% v/v Ethylenglykol und 7,5% v/v Dimethylsulfoxid (DMSO) enthält, während in der zweiten Phase Eizellen in eine Vitrifikationslösung mit 15% v/v Ethylenglykol und 15% v/v DMSO plus 0,5 mol/L Saccharose bewegt werden. Nach einer kurzen Inkubation im Medium der Vitrifikation können die Eizellen in speziell entwickelte, offene Kryodevices gelegt und schließlich bei -196 °C in flüssigen Stickstoff getaucht werden, um bis zur Verwendung gelagert zu werden.

Hier wurde die gesamte klinische und Laboraufarbeitung einer Fruchtbarkeitserhaltungsbehandlung beschrieben, indem (i) Empfehlungen für eine objektive und evidenzbasierte Beratung skizziert wurden, (ii) die Kosteneffizienz des Verfahrens im Mittelpunkt stand und (iii) die am besten geeigneten Strategien beschrieben wurden, um die Eierstockreserve vollständig auszuschöpfen und die Anzahl der in kürzester Zeit entnommenen Eizellen zu maximieren. Die Bewertung der Eierstockreserve, die Definition eines idealen Stimulationsprotokolls sowie die Verfahren zur Entnahme, Denudation und Vitrifikation von Eizellen werden zusammen mit Ansätzen zur Maximierung ihrer Wirksamkeit, Effizienz und Sicherheit detailliert beschrieben. Da andere Protokolle oder Anpassungen dieses Protokolls in der Literatur existieren, gelten die repräsentativen Ergebnisse und die Diskussionsabschnitte dieses Manuskripts nur für dieses Verfahren.

Protocol

1. Aufarbeitung und klinische Beratung HINWEIS: Im Falle von Patienten, die aus onkologischen Gründen eine Erhaltung der Fruchtbarkeit benötigen, stellen Sie sicher, dass es keine Warteliste für die Planung der Konsultation gibt und der Termin so schnell wie möglich zur Verfügung gestellt wird. Untersuchen Sie die Krankengeschichte und die vorherige Dokumentation und beurteilen Sie den allgemeinen Gesundheitszustand des Patienten. Zeichnen Sie alle Informationen (einsc…

Representative Results

Überblick über das Fruchtbarkeitserhaltungsprogramm im Zentrum Über einen Zeitraum von 12 Jahren (2008-2020) wurden 285 Frauen mindestens einer Eizellentnahme unterzogen, was die Vitrifizierung der gesamten Kohorte der gesammelten reifen Eizellen beinhaltete. Die meisten dieser Frauen (n = 250) wurden einer einzigen Entnahme unterzogen, und 35 wurden mehreren Abrufen unterzogen. Die Gründe für die Eizellentnahme zur Vitrifizierung von Eizellen sind in 4 Kategorien zusamme…

Discussion

Klinische Überlegungen

Obwohl neue Strategien wie die Kryokonservierung von Eierstockgewebe und die In-vitro-Reifung erforscht wurden, ist die Vitrifikation von Eizellen nach COS die Goldstandardtechnik zur Erhaltung der Fruchtbarkeit. In diesem Szenario sollte die Anzahl der entnommenen und kryokonservierten Eizellen in kürzester Zeit maximiert werden, da die meisten Krebspatientinnen möglicherweise nur von einem Eierstockzyklus profitieren, bevor sie mit ihrer Krebsbehan…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nichts

Materials

Collection
Equipment
Hot plate IVF TECH
Lab Markers Sigma Aldrich
Laminar Flow Hood IVF TECH Grade A air flow
Stereomicroscope Leica Leica M80
Thermometer
Test tube Warmer
Tri-gas incubator Panasonic MCO-5M-PE 02/CO2
Vacuum Pump Cook K-MAR-5200
Consumables
CSCM (Continuos single culture complete) medium Fujifilm Irvine Scientific 90165 IVF culture medium supplemented with HSA
Mineral Oil for embryo culture Fujifilm Irvine Scientific 9305
Ovum Aspiration Needle (Single lumen) Cook K-OSN-1730-B-60
Primaria Dish Corning 353803 Corning Primaria Dish 100×20 mm style standard cell culture dish
Round- bottom tubes Falcon 352001 Falcon 14ml Round Bottom Polystyrene Test tube with snap cap
Round- bottom tubes Falcon 352003 Oocyte collection tubes/ Falcon 5ml 12×75 Round Bottom Polipropilene Test tube with snap cap
Rubber Bulb Sigma Aldrich Z111589-12EA
Sterile glass Pasteur pipettes Hunter Scientific PPB150-100PL Pipette Pasteur Cotonate, 150mm, MEA e CE
Denudation
Equipment
CO2 incubator Eppendorf Galaxy 14S
Flexipet adjustable handle set Cook G18674 Stripper  holder
Gilson Pipetman Gilson 66003 p20
k-System Incubator Coopersurgical G210Invicell
Lab Markers Sigma Aldrich
Laminar Flow Hood IVF TECH Grade A air flow
Stereomicroscope Leica Leica M80
Consumables
Biopur epTIPS Rack Eppendorf 30075331 Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µl
Human Serum Albumin thermoFisher Scietific 9988
Hyaluronidase Fujifilm Irvine Scientific 90101 80 IU/mL of hyaluronidase enzyme in HEPES-buffered HTF
IVF culture dish (60 x 15mm) Corning 353802 Corning Primaria Falcon Dish 60X15mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 4-well plate with sliding lid ThermoFisher Scietific 176740 Multidishes 4 wells (Nunc)
IVF One well dish Falcon 353653 Falcon 60 x 15 mm TC treated center-well IVF
Mineral Oil for embryo culture Fujifilm Irvine Scientific 9305
Modified HTF Medium Fujifilm Irvine Scientific 90126 HEPES-Buffered medium
Rubber Bulb Sigma Aldrich Z111589-12EA 1 mL for pasteur pipettes
Sterile glass Pasteur pipettes Hunter Scientific PPB150-100PL Pipette Pasteur Cotonate, 150 mm, MEA e CE
stripping pipette  tips (140 µm) Cook K-FPIP-1140-10BS-6 PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
stripping pipette tips (130 µm ) Cook K-FPIP-1130-10BS-7 PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
stripping pipette tips (170 µm) Cook K-FPIP-1170-10BS-5 PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification
Equipment
Electronic Timer
Flexipet adjustable handle set Cook G18674 Stripper  holder
Gilson Pipetman Gilson F123601 p200
Lab Markers Sigma Aldrich
Laminar Flow Hood IVF TECH Grade A air flow
Stainless Container for Cooling Rack Kitazato Liquid nitrogen container for vitrification
Stereomicroscope Leica Leica M80
Consumables
Biopur epTIPS Rack Eppendorf 30075331 Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µL
Human Serum Albumin Fujifilm Irvine Scientific 9988
IVF culture dish (60 x 15 mm) Corning 353802 Corning Primaria Falcon Dish 60 x 15 mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 6-well Oosafe OOPW-SW02 OOSAFE 6 WELL DISH WITH STRAW HOLDER
Modified HTF Medium Fujifilm Irvine Scientific 90126 HEPES-Buffered medium
stripping pipette tips (170 µm) Cook K-FPIP-1170-10BS-5 PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification Freeze kit Fujifilm Irvine Scientific 90133-so 2 Vials of ES (Equilibration Solution, 2 x 1 mL) and 2 Vials of VS (Vitrification Solution, 2 x 1 mL)
Vitrifit Coopersurgical Origio 42782001A VitriFit  Box
Warming
Equipment
Electronic Timer
Flexipet adjustable handle set Cook G18674 Stripper  holder
Gilson Pipetman Gilson F123601 p200
k-System Incubator Coopersurgical G210Invicell
Lab Markers Sigma Aldrich
Laminar Flow Hood IVF TECH Grade A air flow
Stainless Container for Cooling Rack Kitazato Liquid nitrogen container for vitrification
Stereomicroscope Leica Leica M80
Consumables
Biopur epTIPS Rack Eppendorf 30075331 Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µL
CSCM (Continuos single culture complete) medium Fujifilm Irvine Scientific 90165 IVF culture medium supplemented with HSA
IVF culture dish (60 x 15 mm) Corning 353802 Corning Primaria Falcon Dish 60X15mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 4-well plate with sliding lid ThermoFisher Scietific 176740 Multidishes 4 wells (Nunc)
IVF dish 6-well Oosafe OOPW-SW02 OOSAFE® 6 WELL DISH WITH STRAW HOLDER
Mineral Oil for embryo culture Fujifilm Irvine Scientific 9305
SAtripping pipette tips (300µm) Cook K-FPIP-1300-10BS-5 PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification Thaw kit Fujifilm Irvine Scientific 90137-so 4 Vials of TS (Thawing Solution, 4 x 2 mL) + 1 Vial of DS (Dilution Solution, 1 x 2 mL) +1 Vial of WS (Washing Solution, 1 x 2 mL)

References

  1. Cobo, A., Diaz, C. Clinical application of oocyte vitrification: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Fertility and Sterility. 96 (2), 277-285 (2011).
  2. Rienzi, L., et al. Oocyte, embryo and blastocyst cryopreservation in ART: systematic review and meta-analysis comparing slow-freezing versus vitrification to produce evidence for the development of global guidance. Human Reproduction Update. 23 (2), 139-155 (2017).
  3. Nagy, Z. P., Anderson, R. E., Feinberg, E. C., Hayward, B., Mahony, M. C. The Human Oocyte Preservation Experience (HOPE) Registry: evaluation of cryopreservation techniques and oocyte source on outcomes. Reproductive Biology and Endocrinology. 15 (1), (2017).
  4. Practice Committees of American Society for Reproductive, M., & Society for Assisted Reproductive, T. Mature oocyte cryopreservation: a guideline. Fertility and Sterility. 99 (1), 37-43 (2013).
  5. Lee, S. J., et al. American Society of Clinical Oncology recommendations on fertility preservation in cancer patients. Journal of Clinical Oncology. 24 (18), 2917-2931 (2006).
  6. Nakayama, K., Ueno, N. T. American Society of Clinical Oncology recommendations on fertility preservation should be implemented regardless of disease status or previous treatments. Journal of Clinical Oncology. 24 (33), 5334-5335 (2006).
  7. Martinez, F. Update on fertility preservation from the Barcelona International Society for Fertility Preservation-ESHRE-ASRM 2015 expert meeting: indications, results and future perspectives. Human Reproduction. 32 (9), 1802-1811 (2017).
  8. Lantsberg, D., Fernando, S., Cohen, Y., Rombauts, L. The role of fertility preservation in women with endometriosis: a systematic review. Journal of Minimally Invasive Gynecology. 27 (2), 362-372 (2020).
  9. Anderson, R. A., et al. Cancer treatment and gonadal function: experimental and established strategies for fertility preservation in children and young adults. Lancet Diabetes & Endocrinology. 3 (7), 556-567 (2015).
  10. Lambertini, M., et al. Cancer and fertility preservation: international recommendations from an expert meeting. BMC Medicine. 14, 1 (2016).
  11. Kim, S. J., Kim, S. K., Lee, J. R., Suh, C. S., Kim, S. H. Oocyte cryopreservation for fertility preservation in women with ovarian endometriosis. Reproductive Biomedicine Online. 40 (6), 827-834 (2020).
  12. Loren, A. W., et al. Fertility preservation for patients with cancer: American Society of Clinical Oncology clinical practice guideline update. Journal of Clinical Oncology. 31 (19), 2500-2510 (2013).
  13. Peccatori, F. A., et al. Cancer, pregnancy and fertility: ESMO Clinical Practice Guidelines for diagnosis, treatment and follow-up. Annals of Oncology. 24, 160-170 (2013).
  14. Dondorp, W. J., De Wert, G. M. Fertility preservation for healthy women: ethical aspects. Human Reproduction. 24 (8), 1779-1785 (2009).
  15. Cil, A. P., Bang, H., Oktay, K. Age-specific probability of live birth with oocyte cryopreservation: an individual patient data meta-analysis. Fertilility and Steriityl. 100 (2), 492-499 (2013).
  16. Ubaldi, F. M., et al. Advanced maternal age in IVF: still a challenge? The present and the future of its treatment. Frontiers in Endocrinology. 10, 94 (2019).
  17. Cimadomo, D., et al. Impact of maternal age on oocyte and embryo competence. Frontiers in Endocrinology. 9, 327 (2018).
  18. Cobo, A., et al. Oocyte vitrification as an efficient option for elective fertility preservation. Fertility and Sterility. 105 (3), 755-764 (2016).
  19. Devroey, P., Polyzos, N. P., Blockeel, C. An OHSS-Free Clinic by segmentation of IVF treatment. Human Reproduction. 26 (10), 2593-2597 (2011).
  20. Sonigo, C., et al. Impact of letrozole supplementation during ovarian stimulation for fertility preservation in breast cancer patients. European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology X. 4, 100049 (2019).
  21. Marklund, A., et al. Efficacy and safety of controlled ovarian stimulation using GnRH antagonist protocols for emergency fertility preservation in young women with breast cancer-a prospective nationwide Swedish multicenter study. Human Reproduction. 35 (4), 929-938 (2020).
  22. Kuwayama, M. Highly efficient vitrification for cryopreservation of human oocytes and embryos: the Cryotop method. Theriogenology. 67 (1), 73-80 (2007).
  23. Kuwayama, M., Vajta, G., Kato, O., Leibo, S. P. Highly efficient vitrification method for cryopreservation of human oocytes. Reproductive Biomedicine Online. 11 (3), 300-308 (2005).
  24. Bosch, E., et al. ESHRE guideline: ovarian stimulation for IVF/ICSI(dagger). Human Reproduction Open. 2020 (2), (2020).
  25. ESHRE Working Group on Ultrasound in ART. Recommendations for good practice in ultrasound: oocyte pick up(dagger). Human Reproduction Open. 2019 (4), 025 (2019).
  26. Rienzi, L., et al. Failure mode and effects analysis of witnessing protocols for ensuring traceability during IVF. Reproductive Biomedicine Online. 31 (4), 516-522 (2015).
  27. Mazzilli, R., et al. Effect of the male factor on the clinical outcome of intracytoplasmic sperm injection combined with preimplantation aneuploidy testing: observational longitudinal cohort study of 1,219 consecutive cycles. Fertility and Sterility. 108 (6), 961-972 (2017).
  28. Polyzos, N. P., et al. Cumulative live birth rates according to the number of oocytes retrieved after the first ovarian stimulation for in vitro fertilization/intracytoplasmic sperm injection: a multicenter multinational analysis including approximately 15,000 women. Fertility and Steriityl. 110 (4), 661-670 (2018).
  29. Alteri, A., Pisaturo, V., Nogueira, D., D’Angelo, A. Elective egg freezing without medical indications. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 98 (5), 647-652 (2019).
  30. Mesen, T. B., Mersereau, J. E., Kane, J. B., Steiner, A. Z. Optimal timing for elective egg freezing. Fertility and Steriityl. 103 (6), 1551-1556 (2015).
  31. Doyle, J. O., et al. Successful elective and medically indicated oocyte vitrification and warming for autologous in vitro fertilization, with predicted birth probabilities for fertility preservation according to number of cryopreserved oocytes and age at retrieval. Fertility and Sterility. 105 (2), 459-466 (2016).
  32. Rienzi, L., et al. Significance of metaphase II human oocyte morphology on ICSI outcome. Fertility and Sterility. 90 (5), 1692-1700 (2008).
  33. Ubaldi, F. M., et al. Reduction of multiple pregnancies in the advanced maternal age population after implementation of an elective single embryo transfer policy coupled with enhanced embryo selection: pre- and post-intervention study. Human Reproduction. 30 (9), 2097-2106 (2015).
  34. Cakmak, H., Katz, A., Cedars, M. I., Rosen, M. P. Effective method for emergency fertility preservation: random-start controlled ovarian stimulation. Fertility and Sterility. 100 (6), 1673-1680 (2013).
  35. Moravek, M. B., et al. Long-term outcomes in cancer patients who did or did not pursue fertility preservation. Fertility and Sterility. 109 (2), 349-355 (2018).
  36. Vaiarelli, A., Venturella, R., Vizziello, D., Bulletti, F., Ubaldi, F. M. Dual ovarian stimulation and random start in assisted reproductive technologies: from ovarian biology to clinical application. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 29 (3), 153-159 (2017).
  37. Vaiarelli, A., Cimadomo, D., Ubaldi, N., Rienzi, L., Ubaldi, F. M. What is new in the management of poor ovarian response in IVF. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 30 (3), 155-162 (2018).
  38. Venturella, R., et al. State of the art and emerging drug therapies for female infertility. Gynecological Endocrinology. 35 (10), 835-841 (2019).
  39. Venturella, R., et al. A modern approach to the management of candidates for assisted reproductive technology procedures. Minerva Ginecologica. 70 (1), 69-83 (2018).
  40. Ferreiro, E., de Uralde, B. L., Abreu, R., Garcia-Velasco, J. A., Munoz, E. Aromatase inhibitors for ovarian stimulation in patients with breast cancer. Current Drug Targets. 21 (9), 910-921 (2020).
  41. Oktay, K., et al. Letrozole reduces estrogen and gonadotropin exposure in women with breast cancer undergoing ovarian stimulation before chemotherapy. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 91 (10), 3885-3890 (2006).
  42. Meirow, D., et al. Tamoxifen co-administration during controlled ovarian hyperstimulation for in vitro fertilization in breast cancer patients increases the safety of fertility-preservation treatment strategies. Fertility and Steriity. 102 (2), 488-495 (2014).
  43. Friedler, S., Koc, O., Gidoni, Y., Raziel, A., Ron-El, R. Ovarian response to stimulation for fertility preservation in women with malignant disease: a systematic review and meta-analysis. Fertility and Steriity. 97 (1), 125-133 (2012).
  44. Tsampras, N., Gould, D., Fitzgerald, C. T. Double ovarian stimulation (DuoStim) protocol for fertility preservation in female oncology patients. Human Fertility. 20 (4), 248-253 (2017).
  45. Vaiarelli, A., et al. Double stimulation in the same ovarian cycle (DuoStim) to maximize the number of oocytes retrieved from poor prognosis patients: a multicenter experience and SWOT analysis. Frontiers in Endocrinology. 9, 317 (2018).
  46. Cimadomo, D., et al. Luteal phase anovulatory follicles result in the production of competent oocytes: intra-patient paired case-control study comparing follicular versus luteal phase stimulations in the same ovarian cycle. Human Reproduction. 33 (8), 1442-1448 (2018).
  47. Rienzi, L., Ubaldi, F. M. Oocyte versus embryo cryopreservation for fertility preservation in cancer patients: guaranteeing a women’s autonomy. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1195-1196 (2015).
  48. Oktay, K., Harvey, B. E., Loren, A. W. Fertility preservation in patients with cancer: ASCO clinical practice guideline update summary. JCO Oncology Practice. 14 (6), 381-385 (2018).
  49. Iussig, B., et al. A brief history of oocyte cryopreservation: Arguments and facts. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 98 (5), 550-558 (2019).
  50. Best, B. P. Cryoprotectant toxicity: facts, issues, and questions. Rejuvenation Research. 18 (5), 422-436 (2015).
  51. Fuller, B., Paynter, S. Fundamentals of cryobiology in reproductive medicine. Reproductive Biomedicine Online. 9 (6), 680-691 (2004).
  52. Konc, J., Kanyo, K., Kriston, R., Somoskoi, B., Cseh, S. Cryopreservation of embryos and oocytes in human assisted reproduction. BioMed Research International. 2014, 307268 (2014).
  53. Erstad, B. L. Osmolality and osmolarity: narrowing the terminology gap. Pharmacotherapy. 23 (9), 1085-1086 (2003).
  54. Sunde, A., et al. Time to take human embryo culture seriously. Human Reproduction. 31 (10), 2174-2182 (2016).
  55. Swain, J. E., Cabrera, L., Xu, X., Smith, G. D. Microdrop preparation factors influence culture-media osmolality, which can impair mouse embryo preimplantation development. Reproductive Biomedicine Online. 24 (2), 142-147 (2012).
  56. Wale, P. L., Gardner, D. K. The effects of chemical and physical factors on mammalian embryo culture and their importance for the practice of assisted human reproduction. Human Reproduction Update. 22 (1), 2-22 (2016).
  57. Seki, S., Mazur, P. The dominance of warming rate over cooling rate in the survival of mouse oocytes subjected to a vitrification procedure. Cryobiology. 59 (1), 75-82 (2009).
  58. Karlsson, J. O. A theoretical model of intracellular devitrification. Cryobiology. 42 (3), 154-169 (2001).
  59. Jin, B., et al. Equilibrium vitrification of mouse embryos. Biololgy of Reproduction. 82 (2), 444-450 (2010).
  60. Mazur, P. Equilibrium, quasi-equilibrium, and nonequilibrium freezing of mammalian embryos. Cell Biophysics. 17 (1), 53-92 (1990).
  61. Parmegiani, L., et al. “Universal Warming” protocol for vitrified oocytes to streamline cell exchange for transnational donation programs: a multi-center study. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 37 (6), 1379-1385 (2020).
  62. Vajta, G., Rienzi, L., Ubaldi, F. M. Open versus closed systems for vitrification of human oocytes and embryos. Reproductive Biomedicine Online. 30 (4), 325-333 (2015).
  63. Cai, H., et al. Open versus closed vitrification system of human oocytes and embryos: a systematic review and meta-analysis of embryologic and clinical outcomes. Reproductive Biology & Endocrinology. 16 (1), 123 (2018).
  64. Parmegiani, L., et al. Sterilization of liquid nitrogen with ultraviolet irradiation for safe vitrification of human oocytes or embryos. Fertility and Sterility. 94 (4), 1525-1528 (2010).
  65. Parmegiani, L., et al. Efficiency of aseptic open vitrification and hermetical cryostorage of human oocytes. Reproductive Biomedicine Online. 23 (4), 505-512 (2011).
  66. Cobo, A., et al. Storage of human oocytes in the vapor phase of nitrogen. Fertility and Sterility. 94 (5), 1903-1907 (2010).
  67. Eum, J. H., et al. Long-term liquid nitrogen vapor storage of mouse embryos cryopreserved using vitrification or slow cooling. Fertility and Sterility. 91 (5), 1928-1932 (2009).
  68. Fabozzi, G., et al. Which key performance indicators are most effective in evaluating and managing an in vitro fertilization laboratory. Fertility and Sterility. 114 (1), 9-15 (2020).
  69. Dessolle, L., et al. Learning curve of vitrification assessed by cumulative summation test for learning curve (LC-CUSUM). Fertility and Sterility. 92 (3), 943-945 (2009).
  70. Alpha Scientists In Reproductive Medicine. The Alpha consensus meeting on cryopreservation key performance indicators and benchmarks: proceedings of an expert meeting. Reproductive Biomedicine Online. 25 (2), 146-167 (2012).
  71. Edgar, D. H., Gook, D. A. A critical appraisal of cryopreservation (slow cooling versus vitrification) of human oocytes and embryos. Human Reproduction Update. 18 (5), 536-554 (2012).
  72. Edgar, D. H., Archer, J., Bourne, H. The application and impact of cryopreservation of early cleavage stage embryos in assisted reproduction. Human Fertility. 8 (4), 225-230 (2005).
check_url/kr/61963?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Maggiulli, R., Vaiarelli, A., Cimadomo, D., Giancani, A., Tacconi, L., Fabozzi, G., Ubaldi, F. M., Rienzi, L. Fertility Preservation Through Oocyte Vitrification: Clinical and Laboratory Perspectives. J. Vis. Exp. (175), e61963, doi:10.3791/61963 (2021).

View Video