Summary

En hurtig madpræferenceanalyse i Drosophila

Published: February 11, 2021
doi:

Summary

Vi præsenterer en protokol for en to-valg fodring assay for fluer. Denne fodringsanalyse er hurtig og nem at køre og er velegnet ikke kun til mindre laboratorieforskning, men også til adfærdsskærme med høj gennemløb i fluer.

Abstract

For at vælge fødevarer med næringsværdi og samtidig undgå indtagelse af skadelige stoffer har dyr brug for et sofistikeret og robust smagssystem for at evaluere deres fødevaremiljø. Frugtfluen, Drosophila melanogaster, er en genetisk tractable modelorganisme, der i vid udstrækning bruges til at dechifrere de molekylære, cellulære og neurale fundamenter for fødevarepræference. For at analysere fluemadpræference er der brug for en robust fodringsmetode. Beskrevet her er en to-valg fodring assay, som er streng, omkostningsbesparende, og hurtigt. Analysen er Petri-parabol-baseret og indebærer tilsætning af to forskellige fødevarer suppleret med blåt eller rødt farvestof til de to halvdele af skålen. Derefter ~ 70 forstjernede, 2-4-dages gamle fluer placeres i skålen og får lov til at vælge mellem blå og røde fødevarer i mørke i ca. 90 minutter. Undersøgelse af maven af hver flue efterfølges af beregningen af præferenceindekset. I modsætning til multiwell plader, tager hver Petri parabol kun ~ 20 s til at fylde og sparer tid og kræfter. Denne fodringsanalyse kan anvendes til hurtigt at afgøre, om fluer kan lide eller ikke lide en bestemt mad.

Introduction

På trods af dramatiske forskelle i smagsorganernes anatomiske struktur mellem fluer og pattedyr ligner fluernes adfærdsmæssige reaktioner på mange smagsstoffer påfaldende pattedyr. For eksempel foretrækker fluer sukker1,2,3,4,5,6,7,8, aminosyrer9,10og lavt salt11, som angiver næringsstoffer, men afviser bitre fødevarer12,13,14,15, der er ubehagelige eller giftige. I løbet af de sidste to årtier har fluer vist sig at være en meget værdifuld modelorganisme for at fremme forståelsen af mange grundlæggende spørgsmål relateret til smagsoplevelse og fødevareforbrug, herunder smagsdetektering, smagstransduktion, smagsplastik og fodringsregulering16,17,18,19,20. Bemærkelsesværdigt, en række undersøgelser har vist, at smagen transduktion og neurale kredsløb mekanismer underliggende smag opfattelse er analoge mellem frugt fluer og pattedyr. Derfor tjener frugtfluen som en ideel eksperimentel organisme, der gør det muligt for forskere at afdække evolutionært bevarede begreber og principper, der styrer fødevaredetektion og forbrug i dyreriget.

For at undersøge smagsoplevelse i fluer er det vigtigt at etablere en hurtig og streng analyse for objektivt at måle fødevarepræference. I årenes løb har forskellige fodringsmetoder, såsom farvestof-baserede assays11,12,13,21,22,23, fluen proboscis udvidelse svar assay24, Capillary Feeder (CAFE) assay25,26, Fly Liquid-Food Interaction Counter (FLIC) assay27og andre kombinatoriske metoder er udviklet til kvantitativ måling af fødevarepræferencer og/eller fødeindtagelse for frugtfluer28,29,30,31. En af de populære fodring paradigmer er farvestof-baserede to-valg fodring assay ved hjælp af enten en multiwell microtiter plade12,21,32 eller, som beskrevet her, en lille Petri parabol11,22 som fodring kammer. Denne analyse er designet baseret på gennemsigtigheden af fluens underliv. Under denne analyse placeres fluer i fodringskammeret og præsenteres med to madmuligheder blandet med enten rødt farvestof eller blåt farvestof. Når analysen er færdig, vises flyvelivet rødt eller blåt afhængigt af hvilken mad de har indtaget.

Både Petri-skålen og de multiwell-plade farvestof-baserede fodring assays er meget robuste og giver omtrent de samme resultater. Ved hjælp af disse to assays, talrige vigtige opdagelser og gennembrud er blevet gjort i retning af at dechifrere de meget diversificerede receptorer og celler, der er ansvarlige for sensing mad smag og mad tekstur11,12,21,22,32,33. I den farvebaserede analyse er et eksperimentelt skridt, der kræver betydelig tid og kræfter, at forberede og indlæse mad i fodringskammeret. For at reducere tilberednings- og pålæsningstiden blev denne analyse ændret ved at erstatte multiwell mikrotiterpladen med en lille petriskål, som er opdelt i to lige store rum. I petriskålsbaseret analyse tilsættes to forskellige fødevarer suppleret med blåt eller rødt farvestof til de to halvdele af skålen. Derefter ~ 70 forstjernede, 2-4-dages gamle fluer placeres i skålen og får lov til at vælge mellem blå og røde fødevarer i mørke i ca. 90 minutter. Underlivet af hver flue undersøges derefter, og præferenceindekset (PI) beregnes.

Denne Petri-parabol-baserede to-valg fodring assay er overkommelig, enkel og hurtig. En multiwell plade kræver ca 110 s til at fylde, mens hver Petri parabol tager kun ~ 20 s. Derudover kræver multiwellpladen pipettering af små mængder mad i et stort antal små brønde (f.eks. 60 eller flere brønde pr. Plade), hvilket kræver betydelig præcision og opmærksomhed. Omvendt petriskål-baserede assay kræver kun to handlinger pr plade. Da fodringsanalysen kan involvere et stort antal replikater, sparer petriskålsbaseret analyse en ikke-privat mængde tid og kræfter. Denne analyse giver resultater svarende til dem fra den multiwell-baserede analyse og har vist sig at have succes med at løse mange grundlæggende spørgsmål i smagsoplevelse, herunder saltsmag kodning11, smag plasticitet modificeret af madoplevelse22, og det molekylære grundlag for mad tekstur sensation33. Sammenfattende er denne Petri-parabol-baserede to-valg assay et kraftfuldt værktøj til at undersøge, hvordan fluer opfatter eksterne og interne næringsstoffer miljø til at fremkalde passende fodring adfærd.

Protocol

1. Samling af analysekamrene BEMÆRK: Mens denne protokol beskriver brugen af en 35 mm petriskål (Figur 1A), kan den ønskede effekt opnås ved hjælp af enhver vandtæt, glatbundet beholder, der kan gennemskæres og dækkes. Først skal du gennemskrive en låget 35 mm petriskål ved at fastgøre en længde af plast (5 mm i bredden og 3 mm i højden) ned midterlinjen med vandtæt klæbemiddel, der danner to vandtætte rum. Bekræft, at forseglingen er f…

Representative Results

I denne analyse blev en 35 mm skål opdelt i to lige store føderum, hvor hver halvdel af skålen indeholdt agarosefødevarer kombineret med enten blåt eller rødt farvestof (Figur 1A). For at udelukke farvestof bias, den blå og røde farvestof koncentrationer blev omhyggeligt raffineret til at give en omtrentlig “0” PI, når kun disse to farvestoffer blev tilføjet (Figur 1B). Når petriskålen var fyldt med testet mad, blev ~ 70 vådsultne, 2-4-dages gamle v…

Discussion

Denne metode involverer flere afgørende trin, hvor der kan opstå problemer. Først skal du sørge for, at fluer indtager en tilstrækkelig mængde mad til at give stabile data. Hvis fluer spiser dårligt, skal du sikre dig, at fluerne har været vådsultne i mindst 24 timer, og at de eksperimentelle medier indeholder mindst en minimal saccharosekoncentration (2 mM). For yderligere at stimulere fødevareforbruget skal du forlænge vådsultningsperioden ud over 24 timer afhængigt af fluernes fysiologiske tilstand. Hvis …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne vil gerne takke Dr. Tingwei Mi for at hjælpe dem med at optimere to-valg fodring assay. De vil også gerne takke Samuel Chan og Wyatt Koolmees for deres kommentarer til manuskriptet. Dette projekt blev finansieret af National Institutes of Health grants R03 DC014787 (Y.V.Z.) og R01 DC018592 (Y.V.Z.) og af Ambrose Monell Foundation.

Materials

35 mm Petri dish Fisher Scientific 08-772E
Agarose Thomas Scientific C756P56
Clear adhesive Fisher Scientific NC9884114
Conical centrifuge tubes Fisher Scientific 05-527-90
Dissection microscope Amscope SM-2T-6WB-V331
FCF Brilliant Blue Wako Chemical 3844-45-9
Fly CO2 anesthesia setup Genesee Scientfic 59-114/54-104M
Fly incubator with programmable day/night cycle Powers Scientific Inc. IS33SD
Fly lines
Glass dish (microwave-safe)
Kimwipes Fisher Scientific 06-666A
Media storage bottle Fisher Scientific 50-192-9998
Plastic divider cut to fit the dish from a sheet no thicker than 5 mm
Plastic fly vials Genesee Scientific 32-116
Sucrose Millipore Sigma S9378
Sulforhodamine B Millipore Sigma S9012
Tastant compound of interest
Vortex mixer Benchmark Scientific BV1000
Water bath Fisher Scientific FSGPD05

References

  1. Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (35), 14110-14115 (2007).
  2. Dahanukar, A., Foster, K., van der Goes van Naters, W. M., Carlson, J. R. A Gr receptor is required for response to the sugar trehalose in taste neurons of Drosophila. Nature Neuroscience. 4 (12), 1182-1186 (2001).
  3. Ueno, K., et al. Trehalose sensitivity in Drosophila correlates with mutations in and expression of the gustatory receptor gene Gr5a. Current Biology. 11 (18), 1451-1455 (2001).
  4. Fujii, S., et al. Drosophila sugar receptors in sweet taste perception, olfaction, and internal nutrient sensing. Current Biology. 25 (5), 621-627 (2015).
  5. Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K. Taste representations in the Drosophila brain. Cell. 117 (7), 981-991 (2004).
  6. Thorne, N., Chromey, C., Bray, S., Amrein, H. Taste perception and coding in Drosophila. Current Biology. 14 (12), 1065-1079 (2004).
  7. Slone, J., Daniels, J., Amrein, H. Sugar receptors in Drosophila. Current Biology. 17 (20), 1809-1816 (2007).
  8. Dus, M., et al. Nutrient sensor in the brain directs the action of the brain-gut axis in Drosophila. Neuron. 87 (1), 139-151 (2015).
  9. Toshima, N., Tanimura, T. Taste preference for amino acids is dependent on internal nutritional state in Drosophila melanogaster. Journal of Experimental Biology. 215 (16), 2827-2832 (2012).
  10. Melcher, C., Bader, R., Pankratz, M. J. Amino acids, taste circuits, and feeding behavior in Drosophila: towards understanding the psychology of feeding in flies and man. Journal of Endocrinology. 192 (3), 467-472 (2007).
  11. Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
  12. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
  13. Moon, S. J., Kottgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Current Biology. 16 (18), 1812-1817 (2006).
  14. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Current Biology. 30 (1), 17-30 (2020).
  15. Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. Journal of Neuroscience. 32 (4), 1429-1435 (2012).
  16. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Current Opinion in Neurobiology. 19 (4), 345-353 (2009).
  17. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287 (5459), 1830-1834 (2000).
  18. Liman, E. R., Zhang, Y. V., Montell, C. Peripheral coding of taste. Neuron. 81 (5), 984-1000 (2014).
  19. Scott, K. Gustatory processing in Drosophila melanogaster. Annual Review of Entomology. 63, 15-30 (2018).
  20. Freeman, E. G., Dahanukar, A. Molecular neurobiology of Drosophila taste. Current Opinion in Neurobiology. 34, 140-148 (2015).
  21. Tanimura, T., Isono, K., Yamamoto, M. T. Taste sensitivity to trehalose and its alteration by gene dosage in Drosophila melanogaster. 유전학. 119 (2), 399-406 (1988).
  22. Zhang, Y. V., Raghuwanshi, R. P., Shen, W. L., Montell, C. Food experience-induced taste desensitization modulated by the Drosophila TRPL channel. Nature Neuroscience. 16 (10), 1468-1476 (2013).
  23. Bantel, A. P., Tessier, C. R. Taste preference assay for adult Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e54403 (2016).
  24. Shiraiwa, T., Carlson, J. R. Proboscis extension response (PER) assay in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (3), e193 (2007).
  25. Ja, W. W., et al. Prandiology of Drosophila and the CAFE assay. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (20), 8253-8256 (2007).
  26. Diegelmann, S., et al. The CApillary FEeder assay measures food intake in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (121), e55024 (2017).
  27. Ro, J., Harvanek, Z. M., Pletcher, S. D. FLIC: high-throughput, continuous analysis of feeding behaviors in Drosophila. PLoS One. 9 (6), 101107 (2014).
  28. Yoshihara, M. Simultaneous recording of calcium signals from identified neurons and feeding behavior of Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3625 (2012).
  29. Deshpande, S. A., et al. Quantifying Drosophila food intake: comparative analysis of current methodology. Nature Methods. 11 (5), 535-540 (2014).
  30. Yapici, N., Cohn, R., Schusterreiter, C., Ruta, V., Vosshall, L. B. A taste circuit that regulates ingestion by integrating food and hunger signals. Cell. 165 (3), 715-729 (2016).
  31. Jiang, L., Zhan, Y., Zhu, Y. Combining quantitative food-intake assays and forcibly activating neurons to study appetite in Drosophila. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (134), e56900 (2018).
  32. Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19 (19), 1623-1627 (2009).
  33. Zhang, Y. V., Aikin, T. J., Li, Z., Montell, C. The basis of food texture sensation in Drosophila. Neuron. 91 (4), 863-877 (2016).
  34. Itskov, P. M., et al. Automated monitoring and quantitative analysis of feeding behaviour in Drosophila. Nature Communications. 5, 4560 (2014).
  35. Qi, W., et al. A quantitative feeding assay in adult Drosophila reveals rapid modulation of food ingestion by its nutritional value. Molecular Brain. 8, 87 (2015).
  36. Simpson, J. H., Looger, L. L. Functional imaging and optogenetics in Drosophila. 유전학. 208 (4), 1291-1309 (2018).
check_url/kr/62051?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Mack, J. O., Zhang, Y. V. A Rapid Food-Preference Assay in Drosophila. J. Vis. Exp. (168), e62051, doi:10.3791/62051 (2021).

View Video