Summary

En metode til at bevare vådområder Rødder og Rhizosphers for Elemental Imaging

Published: February 15, 2021
doi:

Summary

Vi beskriver en protokol til at prøve, bevare og afsnit intakte rødder og de omkringliggende rhizosfæren jord fra vådområder miljøer ved hjælp af ris(Oryza sativa L.) som en model art. Når prøven er bevaret, kan den analyseres ved hjælp af elementære billeddannelsesteknikker, f.eks.

Abstract

Rødder interagerer meget med deres jordmiljø, men det er udfordrende at visualisere sådanne interaktioner mellem rødder og den omgivende rhizosfære. Rhizosfærens kemi i vådområder er særligt udfordrende at fange på grund af stejle iltgradienter fra rødderne til bulkjorden. Her beskrives en protokol, der effektivt bevarer rodstruktur og rhizosfærekemi af vådområder gennem slam-frysning og frysetørring. Slam-frysning, hvor prøven fryses mellem kobberblokke forkølet med flydende nitrogen, minimerer rodskader og prøveforvrængning, der kan opstå ved lynfrysning, mens den stadig minimerer kemiske speciationsændringer. Selv om det stadig er muligt at forvrængning af prøverne, øger muligheden for at opnå en tilfredsstillende prøvebehandling hurtigt og med minimale omkostninger muligheden for at opnå tilfredsstillende prøver og optimere billedtiden. Dataene viser, at denne metode har held til at bevare reducerede arsenarter i risrødder og jordstængler forbundet med jernplader. Denne metode kan anvendes til undersøgelser af forholdet mellem plante og jord i en lang række vådområder, der spænder over koncentrationen, lige fra sporstofcykling til phytoremediationsapplikationer.

Introduction

Rødder og deres rhizosfærer er dynamiske, heterogene og kritisk vigtige for at forstå, hvordan planter opnår mineralske næringsstoffer og forurenende stoffer1,2,3. Rødder er den primære vej, hvormed næringsstoffer (f.eks. fosfor) og forurenende stoffer (f.eks. arsen) bevæger sig fra jord til planter, og forståelsen af denne proces har konsekvenser for fødevaremængden og -kvaliteten, økosystemets funktion og phytoremediation. Rødderne er dog dynamiske i rum- og tidsvækst som reaktion på behovet for erhvervelse af næringsstoffer, og de varierer ofte i funktion, diameter og struktur (f.eks. laterale rødder, utilsigtede rødder, rodhår)2. Heterogenitet af rodsystemer kan studeres på rumlige skalaer fra cellulært til økosystemniveau og på tidsmæssige skalaer fra time til decadal. Således udgør den dynamiske og heterogene karakter af rødder og deres omgivende jord, eller rhizosfære, udfordringer for at fange rhizosfære kemi over tid. På trods af denne udfordring er det vigtigt at studere rødder i deres jordmiljø for at karakterisere dette kritiske forhold mellem plante og jord.

Rhizosfærens kemi i vådområder er særligt udfordrende at undersøge på grund af stejle iltgradienter, der findes fra bulkjord til rødderne, som ændrer sig i rum og tid. Fordi rødder har brug for ilt til at respirere, har vådområder tilpasset sig de lave iltforhold i vådområder jord ved at skabe aerenchyma4,5. Aerenchyma er udhulede kortikale væv, der strækker sig fra skud til rødder, hvilket gør det muligt at sprede luft gennem planten ind i rødderne. Men nogle af denne luft lækker ind i rhizosfæren i mindre suberiserede dele af rødderne især nær laterale rodkryds, mindre modne rodspidser og forlængelseszoner6,7,8,9. Dette radiale ilttab skaber en oxideret zone i rhizosfæren af vådområder planter, der påvirker rhizosfæren (bio-geo) kemi og adskiller sig fra den reducerede bulk jord10,11,12. For at forstå skæbnen og transporten af næringsstoffer og forurenende stoffer i vådområder rhizosfærer og rødder er det afgørende at bevare den kemisk reducerede bulkjord, den oxiderede rhizosfære og rødder af vådområder til analyse. Men fordi bulkjorden indeholder reducerede jordbestanddele, der er iltfølsomme, skal rod- og jordbeskyttelsesmetoder bevare rodstrukturerne og minimere iltfølsomme reaktioner.

Der findes metoder til at fastsætte plantevæv og bevare ultrastrukturen til billeddannelse, men disse metoder kan ikke anvendes på kemisk bevarende rødder, der vokser i vådjord. Til undersøgelser, hvor der kun ønskes elementær distribution i planteceller, dyrkes planter typisk hydroponisk, og rødder kan let fjernes fra opløsningen, fastgøres under højtryksfrysning og frysesubstitution og opdeles til en række billedbehandlingsapplikationer, herunder sekundær ionmassespektrometri (nanoSIMS), elektronmikroskopi og synkrotron røntgenfluorescensanalyse (S-XRF)13, 14,15. For at undersøge Fe plaque på ydersiden af vådområder rødder, disse hydroponiske undersøgelser skal kunstigt fremkalde Fe plaque dannelse i opløsning16, som ikke præcist repræsenterer heterogeniteten af distribution og mineral sammensætning af Fe plaque dannelse og tilhørende elementer in situ17,18,19,20. Der findes metoder til at bevare vådjord og tilhørende mikroorganismer med fryse-coring21, men det er svært at opnå rødder med denne teknik. De nuværende metoder til at visualisere rødder, der vokser i jorden, og deres rhizosfæriske kemi består af to primære måletyper: elementære fluxer og total elementær koncentration (og speciation). Førstnævnte måles typisk ved hjælp af diffusive gradienter i tynde film (DGT)22,23,24, hvor jord placeres i rhizokasser for at understøtte plantevækst i laboratoriemiljøer og labile elementer i jorden diffunderer gennem en gel i et bindende lag. Dette bindingslag kan derefter afbildes for at kvantificere de labile elementer af interesse. Denne teknik kan med succes illustrere forholdet mellem rødder og rhizosfæren24,25,26,27, men artefakter fra rod-afgrænsning kan eksistere ved at dyrke planter i rhizobokse, og oplysninger om roden interiør er ikke fanget med DGT. Sidstnævnte omfatter prøveudtagning af rødder og jordstængler, konservering af prøven og direkte analyse af elementær fordeling på et prøveafsnit. Til denne miljøprøvetagning af vådområdeplanterødder og den omgivende rhizosfære kræves der omhyggelig prøvehåndtering for at undgå artefakter fra prøveforberedelse.

Her beskrives en protokol, der effektivt bevarer rodstrukturer og rhizosfærekemi i vådområder ved slam-frysning og frysetørring. Flash-frysning kan drastisk bremse transformationer af iltfølsomme opløste stoffer, men kan skade rødder og kan forårsage mobilisering, når prøver tørrer ud. Slam-frysning, hvor prøven fryses mellem kobberblokke, forkølet med flydende nitrogen minimerer dog rodskader og prøveforvrængning28. De bevarede prøver er derefter indlejret i en epoxy harpiks, der bevarer Som speciation20,29 og kan skæres og poleres til billeddannelse af rødder i deres rhizosfære jord. Prøverne i denne rapport blev analyseret af S-XRF kemisk speciation imaging efter tynd sektionsopderingning. Der kan dog også anvendes andre billeddannelsesteknikker, herunder laserabporationsfremkaldende koblet plasmamassespektrometri (LA-ICP-MS), partikelinduceret røntgenemission (PIXE), sekundær ionmassespektrometri (SIMS) og laserinduceret nedbrydningsspektroskopi (LIBS) billeddannelse.

Protocol

1. Fremstilling af slam-fryseudstyr Placer to kobberblokke (~5 cm x 5 cm x 15 cm) vandret inde i en ren køler, der er i stand til at holde flydende nitrogen og hæld nok flydende nitrogen til at nedsænke blokkene. Når boblen aftager, skal du placere to afstandsstykke oven på en kobberblok i hver ende.BEMÆRK: Afstandshøjden bestemmer højden af den prøve, der skal fryses. I dette eksempel bruges en afstandsstykke på 2 cm til at oprette kuber ca. 3 cm x 3 cm x 2 cm. Mængden af flydende nitrogen afhæ…

Representative Results

Denne metode gør det muligt at bevare rødder og kemiske arter i rødderne og rhizosfæren af vådområder planter og i bulk jord. I dette arbejde blev metoden brugt til at evaluere as speciation og co-lokalisering med Fe og Mn oxider og plantenæringsstoffer i rhizosfæren af ris (Oryza sativa L.). Ris blev dyrket på RICE Facility ved University of Delaware, hvor 30 rismarker mesocosms (2 m x 2 m, 49 planter hver) bruges til at dyrke ris under forskellige jord- og vandforvaltningsforhold med det formål at s?…

Discussion

Dette papir beskriver en protokol til at opnå bevaret bulk jord + rhizosfærer af vådområder planterødder ved hjælp af en slam-frysning teknik, der kan bruges til elementær billeddannelse og / eller kemisk speciation kortlægning.

Der er flere fordele ved denne metode i forhold til eksisterende metoder. For det første giver denne metode mulighed for samtidig undersøgelse af rødder og de omkringliggende rhizosfærer. Der findes i øjeblikket metoder til at bevare og kemisk billedrødde…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne anerkender et fælles frøtilskud til Seyfferth og Tappero for at støtte samarbejdet mellem University of Delaware og Brookhaven National Laboratory. Dele af denne forskning brugte XFM (4-BM) Beamline af National Synchrotron Light Source II, en U.S. Department of Energy (DOE) Office of Science User Facility drives for DOE Office of Science af Brookhaven National Laboratory under kontrakt nr. DE-SC0012704.

Materials

Copper blocks McMaster Carr 89275K42
Diamond blade Buehler 15 LC, 102 mm x 0.3 mm operation speed: 225 rpm
Epoxy forms Struers 40300085 FixiForm
Epoxy Epotek 301-2FL
Superglue Loctite 404
Thin sectioning machine Buehler PetroThin
Wet saw Buehler IsoMet 1000

References

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere – roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3 (2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -. A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).
check_url/kr/62227?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Seyfferth, A. L., Limmer, M. A., Tappero, R. A Method to Preserve Wetland Roots and Rhizospheres for Elemental Imaging. J. Vis. Exp. (168), e62227, doi:10.3791/62227 (2021).

View Video