JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
암 연구학

Dynamische Bildgebung von chimären Antigenrezeptor-T-Zellen mit [18F]Tetrafluoroborat-Positronen-Emissions-Tomographie/Computertomographie

Published: February 17, 2022
doi:
10.3791/62334
, , , , , , , , , ,
1T Cell Engineering,Mayo Clinic, 2Division of Hematology,Mayo Clinic, 3Department of Radiology,Mayo Clinic, 4Regenerative Sciences PhD,Mayo Clinic, 5Department of Molecular Medicine,Mayo Clinic, 6Department of Immunology,Mayo Clinic

Summary

Dieses Protokoll beschreibt die Methodik zur nicht-invasiven Verfolgung von T-Zellen, die genetisch so verändert wurden, dass sie chimäre Antigenrezeptoren in vivo mit einer klinisch verfügbaren Plattform exprimieren.

Abstract

T-Zellen, die gentechnisch verändert wurden, um chimäre Antigenrezeptoren (CAR) zu exprimieren, haben in zulassungsrelevanten klinischen Studien für Patienten mit B-Zell-Malignomen oder multiplem Myelom (MM) beispiellose Ergebnisse gezeigt. Zahlreiche Hindernisse schränken jedoch die Wirksamkeit ein und verbieten den weit verbreiteten Einsatz von CAR-T-Zelltherapien aufgrund des schlechten Handels und der Infiltration in Tumorstellen sowie der mangelnden Persistenz in vivo. Darüber hinaus sind lebensbedrohliche Toxizitäten wie das Zytokinfreisetzungssyndrom oder die Neurotoxizität ein großes Problem. Effiziente und empfindliche Bildgebung und Verfolgung von CAR-T-Zellen ermöglicht die Bewertung des Transports, der Expansion und der In-vivo-Charakterisierung von T-Zellen und ermöglicht die Entwicklung von Strategien zur Überwindung der derzeitigen Einschränkungen der CAR-T-Zelltherapie. Dieses Papier beschreibt die Methodik für den Einbau des Natriumiodid-Symporters (NIS) in CAR-T-Zellen und für die CAR-T-Zellbildgebung mittels [18F]tetrafluoroborat-Positronen-Emissionstomographie ([18F]TFB-PET) in präklinischen Modellen. Die in diesem Protokoll beschriebenen Methoden können zusätzlich zu den für diese Studie verwendeten auf andere CAR-Konstrukte und Zielgene angewendet werden.

Introduction

Die Chimeric Antigen Receptor T (CAR T) Zelltherapie ist ein sich schnell entwickelnder und potenziell heilender Ansatz bei hämatologischen Malignomen1,2,3,4,5,6. Außergewöhnliche klinische Ergebnisse wurden nach CD19-gerichteter CAR T (CART19) oder B-Zellreifungsantigen (BCMA) CAR T-Zelltherapie2 berichtet. Dies führte zur Zulassung von CART19-Zellen für aggressive B-Zell-Lymphome (Axicabtagene ciloleucel (Axi-Cel)4, Tisagenlecleucel (Tisa-Cel)3 und Lisocabtagene maraleucel)7, akute lymphatische Leukämie (Tisa-Cel)5,8, Mantelzelllymphom (brexucabtagene autoleuce)9 und follikuläres Lymphom (Axi-Cel)10 . Zuletzt genehmigte die FDA die BCMA-gerichtete CAR-T-Zelltherapie bei Patienten mit multiplem Myelom (MM) (Idecabtagen-Vikleucel)11. Darüber hinaus befindet sich die CAR-T-Zelltherapie bei chronischer lymphatischer Leukämie (CLL) in der späten klinischen Entwicklung und wird voraussichtlich innerhalb der nächsten drei Jahre die FDA-Zulassung erhalten1.

Trotz der beispiellosen Ergebnisse der CAR-T-Zelltherapie ist ihre weit verbreitete Anwendung begrenzt durch 1) unzureichende In-vivo-CAR-T-Zellexpansion oder schlechten Transport zu Tumorstellen, was zu niedrigeren Raten dauerhafter Reaktion führt12,13 und 2) die Entwicklung lebensbedrohlicher unerwünschter Ereignisse, einschließlich des Zytokinfreisetzungssyndroms (CRS)14,15 . Zu den Kennzeichen von CRS gehören nicht nur die Immunaktivierung, die zu erhöhten Spiegeln von entzündlichen Zytokinen / Chemokinen führt, sondern auch eine massive T-Zell-Proliferation nach CAR-T-Zell-Infusion15,16. Daher würde die Entwicklung einer validierten, klinischen Strategie zur Abbildung von CAR-T-Zellen in vivo 1) CAR-T-Zell-Tracking in Echtzeit in vivo ermöglichen , um ihren Transport zu Tumorstellen zu überwachen und potenzielle Resistenzmechanismen aufzudecken, und 2) die Überwachung der CAR-T-Zellexpansion und möglicherweise die Vorhersage ihrer Toxizitäten wie die Entwicklung von CRS.

Klinische Merkmale von leichtem CRS sind hohes Fieber, Müdigkeit, Kopfschmerzen, Hautausschlag, Durchfall, Arthralgie, Myalgie und Unwohlsein. Bei schwererem CRS können Patienten Tachykardie/Hypotonie, Kapillarleck, Herzfunktionsstörungen, Nieren- / Leberversagen und eine disseminierte intravaskuläre Koagulation entwickeln17,18. Im Allgemeinen wurde gezeigt, dass der Grad der Erhöhung von Zytokinen, einschließlich Interferon-gamma, Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierendem Faktor, Interleukin (IL)-10 und IL-6, mit der Schwere der klinischen Symptome korreliert17,19. Die umfangreiche Anwendung der “Echtzeit” -Serumzytokinüberwachung zur Vorhersage von CRS ist jedoch aufgrund der hohen Kosten und der begrenzten Verfügbarkeit schwierig. Um die vorteilhaften Eigenschaften der CAR-T-Zelltherapie zu nutzen, kann die nicht-invasive Bildgebung von adoptiven T-Zellen potenziell verwendet werden, um die Wirksamkeit, Toxizität und den Rückfall nach der CAR-T-Zellinfusion vorherzusagen.

Mehrere Forscher haben Strategien entwickelt, um radionuklidbasierte Bildgebung mit Positronen-Emissions-Tomographie (PET) oder Einzelphotonen-Emissions-Computertomographie (SPECT) zu verwenden, die eine hohe Auflösung und hohe Empfindlichkeit bietet20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30 für die In-vivo-Visualisierung und Monitoring des CAR-T-Zell-Handels. Unter diesen Radionuklid-basierten Bildgebungsstrategien wurde der Natriumiodid-Symporter (NIS) als empfindliche Modalität zur Abbildung von Zellen und Viren mithilfe von PET-Scans entwickelt31,32. Die NIS+CAR-T-Zellbildgebung mit [18F]TFB-PET ist eine empfindliche, effiziente und praktische Technologie zur Beurteilung und Diagnose der Ausdehnung, des Handels und der Toxizität von CAR-T-Zellen30. Dieses Protokoll beschreibt 1) die Entwicklung von NIS+CAR T-Zellen durch duale Transduktion mit hoher Wirksamkeit und 2) eine Methodik zur Bildgebung von NIS+CAR T-Zellen mit [18F]TFB-PET-Scan. BCMA-CAR-T-Zellen für MM werden als Proof-of-Concept-Modell verwendet, um NIS als Reporter für CAR-T-Zell-Imaging zu beschreiben. Diese Methoden können jedoch auf jede andere CAR-T-Zelltherapie angewendet werden.

Protocol

Das Protokoll folgt den Richtlinien des Institutional Review Board der Imsengco Clinic, des Institutional Biosafety Committee und des Institutional Animal Care and Use Committee der Imsengco Clinic. 1. NIS+ BCMA-CAR T-Zell-Produktion HINWEIS: Dieses Protokoll folgt den Richtlinien des Institutional Review Board (IRB 17-008762) und des Institutional Biosafety Committee (IBC Bios00000006.04) der Mayo Clinic. Produktion von BCMA-CAR, NIS und Lucife…

Representative Results

Abbildung 1 zeigt die Schritte zum Generieren von NIS+BCMA-CAR-T-Zellen. Isolieren Sie am Tag 0 PBMCs und dann T-Zellen durch negative Selektion. Dann stimulieren Sie T-Zellen mit Anti-CD3 / CD28-Perlen. Transduzieren Sie an Tag 1 T-Zellen sowohl mit NIS- als auch mit BCMA-CAR-Lentiviren. Zählen Sie an den Tagen 3, 4 und 5 T-Zellen und füttern Sie sie mit Medien, um die Konzentration auf 1,0 × 106/ml einzustellen. Für NIS-transduzierte T-Zellen fügen Sie 1 μg/ml P…

Discussion

Dieses Papier beschreibt eine Methodik für die Integration von NIS in CAR-T-Zellen und die Bildgebung von infundierten CAR-T-Zellen in vivo durch [18F]TFB-PET. Als Proof of Concept wurden NIS+BCMA-CAR T-Zellen mittels dualer Transduktion erzeugt. Wir haben kürzlich berichtet, dass die Integration von NIS in CAR-T-Zellen die Funktionen und die Wirksamkeit von CAR-T-Zellen in vivo nicht beeinträchtigt und den Transport und die Expansion von CAR-T-Zellen ermöglic…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde teilweise durch die Mayo Clinic K2R-Pipeline (SSK), das Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (SSK) und die Predolin Foundation (RS) unterstützt. Die Abbildungen 1, 2 und 4 wurden mit BioRender.com erstellt.

Materials

22 Gauge needle Covidien 8881250206
28 gauge insulin syringe BD 329461
96 well plate Corning 3595
Anti-human (ETNL) NIS Imanis REA009 ETNL antibody binds the cytosolic C-terminus of NIS
Anti-human BCMA, clone 19F2, PE-Cy7 BioLegend 357507 Flow antibody
Anti-human CD45, clone HI30, BV421 BioLegend 304032 Flow antibody
Anti-mouse CD45, clone 30-F11, APC-Cy7 BioLegend 103116 Flow antibody
Anti-rabbit IgG R&D F0110 Secondary antibody for NIS staining
BCMA-CAR construct, second generation IDT, Coralville, IA
BD Cytofix/Cytoperm Fixation/Permeabilization Solution Kit BD 554714
CD3 Monoclonal Antibody (OKT3), PE, eBioscience Invitrogen 12-0037-42
CTS (Cell Therapy Systems) Dynabeads CD3/CD28 Gibco 40203D
CytoFLEX System  B5-R3-V5 Beckman Coulter C04652 flow cytometer
Dimethyl sulfoxide Millipore Sigma D2650-100ML
Disposable Syringes with Luer-Lok Tips BD 309646
D-Luciferin, Potassium Salt Gold Biotechnology LUCK-1G
D-PBS (Dulbecco's phosphate-buffered saline) Gibco 14190-144
Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline Gibco 14190-144
Dynabeads MPC-S (Magnetic Particle Concentrator) Applied Biosystems A13346
Easy 50 EasySep Magnet STEMCELL Technologies 18002
EasySep Human T Cell Isolation Kit STEMCELL Technologies 17951 negative selection magnetic beads; 17951RF includes tips and buffer
Fetal bovine serum Millipore Sigma F8067
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 Invitrogen A-21235
Inveon Multiple Modality PET/CT scanner Siemens Medical Solutions USA, Inc. 10506989 VFT 000 03
Isoflurane liquid Piramal Critical Care 66794-017-10
IVIS Lumina S5 Imaging System PerkinElmer CLS148588
IVIS® Spectrum In Vivo Imaging System PerkinElmer  124262
Lipofectamine 3000 Transfection Reagent Invitrogen L3000075
LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation Invitrogen L34966
Lymphoprep STEMCELL Technologies 07851
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.22 uM, sterile Thermo Scientific 450-0020
Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.45 uM, sterile Thermo Scientific 450-0045
NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ Jackson laboratory 05557
OPM-2 DSMZ CRL-3273 multiple myeloma cell line
pBMN(CMV-copGFP-Luc2-Puro) Addgene 80389 lentiviral vector encoding luciferase-GFP
Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid Gibco 10378-016
PMOD software PMOD PBAS and P3D
Pooled Human AB Serum Plasma Derived Innovative Research IPLA-SERAB-H-100ML
Puromycin Dihydrochloride MP Biomedicals, Inc. 0210055210
RoboSep-S STEMCELL Technologies 21000 Fully Automated Cell Separator
RPMI (Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium) Gibco 21870-076
SepMate-50 (IVD) STEMCELL Technologies 85450 density gradient separation tubes
Sodium Azide, 5% (w/v) Ricca Chemical 7144.8-16
T175 flask Corning 353112
Terrell (isoflurane, USP) Piramal Critical Care Inc 66794-019-10
Webcol Alcohol Prep Covidien 6818
X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium Lonza 04-418Q
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Porter, D. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia. Science Translational Medicine. 7 (303), (2015).
  2. Raje, N., et al. Anti-BCMA CAR T-cell therapy bb2121 in relapsed or refractory multiple myeloma. New England Journal of Medicine. 380 (18), 1726-1737 (2019).
  3. Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
  4. Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
  5. Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
  6. Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: a systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
  7. Abramson, J. S., et al. Lisocabtagene maraleucel for patients with relapsed or refractory large B-cell lymphomas (TRANSCEND NHL 001): a multicentre seamless design study. Lancet. 396 (10254), 839-852 (2020).
  8. Shah, B. D., et al. KTE-X19 for relapsed or refractory adult B-cell acute lymphoblastic leukaemia: phase 2 results of the single-arm, open-label, multicentre ZUMA-3 study. Lancet. 398 (10299), 491-502 (2021).
  9. Wang, M., et al. KTE-X19 CAR T-cell therapy in relapsed or refractory mantle-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 382 (14), 1331-1342 (2020).
  10. Jacobson, C. A., et al. Axicabtagene ciloleucel in relapsed or refractory indolent non-Hodgkin lymphoma (ZUMA-5): a single-arm, multicentre, phase 2 trial. Lancet Oncology. 23 (1), 91-103 (2022).
  11. Munshi, N. C., et al. Idecabtagene Vicleucel in Relapsed and Refractory Multiple Myeloma. New England Journal of Medicine. 384 (8), 705-716 (2021).
  12. Sakemura, R., Cox, M. J., Hefazi, M., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Resistance to CART cell therapy: lessons learned from the treatment of hematological malignancies. Leukemia & Lymphoma. , 1-18 (2021).
  13. Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
  14. Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
  15. Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and Cytokine Release Syndrome After Chimeric Antigen Receptor T Cell Therapy: Insights Into Mechanisms and Novel Therapies. Frontiers in Immunology. 11, 1973 (2020).
  16. Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
  17. Hay, K. A., et al. Kinetics and biomarkers of severe cytokine release syndrome after CD19 chimeric antigen receptor-modified T-cell therapy. Blood. 130 (21), 2295-2306 (2017).
  18. Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
  19. Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
  20. Krekorian, M., et al. Imaging of T-cells and their responses during anti-cancer immunotherapy. Theranostics. 9 (25), 7924-7947 (2019).
  21. Wei, W., Jiang, D., Ehlerding, E. B., Luo, Q., Cai, W. Noninvasive PET imaging of T cells. Trends in Cancer. 4 (5), 359-373 (2018).
  22. Volpe, A., et al. Spatiotemporal PET imaging reveals differences in CAR-T tumor retention in triple-negative breast cancer models. Molecular Therapy. 28 (10), 2271-2285 (2020).
  23. Minn, I., et al. Imaging CAR T cell therapy with PSMA-targeted positron emission tomography. Science Advances. 5 (7), (2019).
  24. Keu, K. V., et al. Reporter gene imaging of targeted T cell immunotherapy in recurrent glioma. Science Translational Medicine. 9 (373), (2017).
  25. Moroz, M. A., et al. Comparative analysis of T cell imaging with human nuclear reporter genes. Journal of Nuclear Medicine. 56 (7), 1055-1060 (2015).
  26. Sellmyer, M. A., et al. Imaging CAR T cell trafficking with eDHFR as a PET reporter gene. Molecular Therapy. 28 (1), 42-51 (2019).
  27. Weist, M. R., et al. PET of adoptively transferred chimeric antigen receptor T cells with (89)Zr-oxine. Journal of Nuclear Medicine. 59 (89), 1531-1537 (2018).
  28. Vedvyas, Y., et al. Longitudinal PET imaging demonstrates biphasic CAR T cell responses in survivors. JCI Insight. 1 (19), 90064 (2016).
  29. Sakemura, R., Can, I., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. In vivo CART cell imaging: Paving the way for success in CART cell therapy. Molecular Therapy Oncolytics. 20, 625-633 (2021).
  30. Sakemura, R., et al. Development of a Clinically Relevant Reporter for Chimeric Antigen Receptor T-cell Expansion, Trafficking, and Toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
  31. Penheiter, A. R., Russell, S. J., Carlson, S. K. The sodium iodide symporter (NIS) as an imaging reporter for gene, viral, and cell-based therapies. Current Gene Therapy. 12 (1), 33-47 (2012).
  32. Msaouel, P., et al. Clinical trials with oncolytic measles virus: current status and future prospects. Current Cancer Drug Targets. 18 (2), 177-187 (2018).
  33. Kalled, S. L., Hsu, Y. -. M. . Anti-BCMA antibodies. , (2010).
  34. Carpenter, R. O., et al. B-cell maturation antigen is a promising target for adoptive T-cell therapy of multiple myeloma. Clinical Cancer Research. 19 (8), 2048-2060 (2013).
  35. Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
  36. Dietz, A. B., et al. A novel source of viable peripheral blood mononuclear cells from leukoreduction system chambers. Transfusion. 46 (12), 2083-2089 (2006).
  37. Absher, M., Kruse, P. F., Patterson, M. K. . Tissue Culture: Methods and Applications. , 395-397 (1973).
  38. Janakiraman, V., Forrest, W. F., Chow, B., Seshagiri, S. A rapid method for estimation of baculovirus titer based on viable cell size. Journal of Virological Methods. 132 (1-2), (2006).
  39. Smith, E. L., et al. GPRC5D is a target for the immunotherapy of multiple myeloma with rationally designed CAR T cells. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
  40. Sakemura, R., et al. Targeting Cancer-Associated Fibroblasts in the Bone Marrow Prevents Resistance to CART-Cell Therapy in Multiple Myeloma. Blood. , (2022).
  41. Jiang, H., et al. Synthesis of 18F-tetrafluoroborate via radiofluorination of boron trifluoride and evaluation in a murine C6-glioma tumor model. Journal of Nuclear Medicine. 57 (9), 1454-1459 (2016).
  42. Dispenzieri, A., et al. Phase I trial of systemic administration of Edmonston strain of measles virus genetically engineered to express the sodium iodide symporter in patients with recurrent or refractory multiple myeloma. Leukemia. 31 (12), 2791-2798 (2017).
  43. Ravera, S., Reyna-Neyra, A., Ferrandino, G., Amzel, L. M., Carrasco, N. The sodium/iodide symporter (NIS): molecular physiology and preclinical and clinical applications. Annual Review of Physiology. 79, 261-289 (2017).
  44. Varettoni, M., et al. Incidence, presenting features and outcome of extramedullary disease in multiple myeloma: a longitudinal study on 1003 consecutive patients. Annals of Oncology. 21 (2), 325-330 (2010).
  45. Bladé, J., et al. Soft-tissue plasmacytomas in multiple myeloma: incidence, mechanisms of extramedullary spread, and treatment approach. Journal of Clinical Oncology. 29 (28), 3805-3812 (2011).
  46. Brunton, B., et al. New transgenic NIS reporter rats for longitudinal tracking of fibrogenesis by high-resolution imaging. Scientific Reports. 8 (1), 14209 (2018).
  47. Dohán, O., et al. The sodium/iodide symporter (NIS): characterization, regulation, and medical significance. Endocrine Reviews. 24 (1), 48-77 (2003).
  48. Jiang, H., DeGrado, T. R. 18F]Tetrafluoroborate ([18F]TFB) and its analogs for PET imaging of the sodium/iodide symporter. Theranostics. 8 (14), 3918-3931 (2018).
  49. Ahn, B. -. C. Sodium iodide symporter for nuclear molecular imaging and gene therapy: from bedside to bench and back. Theranostics. 2 (4), 392-402 (2012).
  50. Gust, J., et al. Endothelial activation and blood-brain barrier disruption in neurotoxicity after adoptive immunotherapy with CD19 CAR-T cells. Cancer Discovery. 7 (12), 1404-1419 (2017).
  51. Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
  52. Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
  53. Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A Concise Review of Neurologic Complications Associated with Chimeric Antigen Receptor T-cell Immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
  54. Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).

Tags

CAR T-cellsPET ImagingNIS ReporterT-cell TraffickingT-cell ExpansionPBMC IsolationT-cell IsolationCell Culture[18F]tetrafluoroborate
check_url/kr/62334?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Sakemura, R., Cox, M. J., Bansal, A., Roman, C. M., Hefazi, M., Vernon, C. J., Glynn, D. L., Pandey, M. K., DeGrado, T. R., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Dynamic Imaging of Chimeric Antigen Receptor T Cells with [18F]Tetrafluoroborate Positron Emission Tomography/Computed Tomography. J. Vis. Exp. (180), e62334, doi:10.3791/62334 (2022).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image