Kimerik Antijen Reseptör T Hücrelerinin [18F]Tetrafloroborat Pozitron Emisyon Tomografisi/Bilgisayarlı Tomografi ile Dinamik Görüntülenmesi
Summary
Bu protokol, klinik olarak mevcut bir platformla kimerik antijen reseptörlerini in vivo olarak eksprese etmek için genetik olarak tasarlanmış T hücrelerini invaziv olmayan bir şekilde izleme metodolojisini açıklamaktadır.
Abstract
Kimerik antijen reseptörlerini (CAR) eksprese etmek için genetik olarak tasarlanmış T hücreleri, B hücreli maligniteleri veya multipl miyelom (MM) olan hastalar için önemli klinik çalışmalarda benzeri görülmemiş sonuçlar göstermiştir. Bununla birlikte, çok sayıda engel etkinliği sınırlamakta ve CAR T hücre tedavilerinin yaygın kullanımını, tümör bölgelerine kötü kaçakçılık ve infiltrasyonun yanı sıra in vivo kalıcılık eksikliği nedeniyle yasaklamaktadır. Ayrıca, sitokin salınım sendromu veya nörotoksisite gibi hayatı tehdit eden toksisiteler önemli endişelerdir. CAR T hücrelerinin verimli ve hassas görüntülenmesi ve izlenmesi, T hücresi kaçakçılığının, genişlemesinin ve in vivo karakterizasyonunun değerlendirilmesini sağlar ve CAR T hücre tedavisinin mevcut sınırlamalarının üstesinden gelmek için stratejilerin geliştirilmesine olanak tanır. Bu yazıda sodyum iyodür sempatizanının (NIS) CAR T hücrelerine dahil edilmesi ve preklinik modellerde [18F]tetrafloroborat-pozitron emisyon tomografisi ([18F]TFB-PET) kullanılarak CAR T hücre görüntülemesi için metodoloji anlatılmaktadır. Bu protokolde açıklanan yöntemler, bu çalışmada kullanılanlara ek olarak diğer CAR yapılarına ve hedef genlere uygulanabilir.
Introduction
Kimerik antijen reseptörü T (CAR T) hücre tedavisi, hematolojik malignitelerde hızla ortaya çıkan ve potansiyel olarak küratif bir yaklaşımdır1,2,3,4,5,6. CD19 yönelimli CAR T (CART19) veya B hücre olgunlaşma antijeni (BCMA) CAR T hücre tedavisinden sonra olağanüstü klinik sonuçlar bildirilmiştir2. Bu, agresif B hücreli lenfoma (aksikabagen ciloleucel (Axi-Cel)4, tisagenlecleucel (Tisa-Cel)3 ve lisocabtagene maraleucel)7, akut lenfoblastik lösemi (Tisa-Cel)5,8, mantle hücreli lenfoma (brexucabtagene autoleuce)9 ve foliküler lenfoma (Axi-Cel)10 için ABD Gıda ve İlaç İdaresi (FDA) CART19 hücrelerinin onaylanmasına yol açmıştır. . Son zamanlarda, FDA, multipl miyelom (MM) (idecabtagene vicleucel)11 hastalarında BCMA yönelimli CAR T hücre tedavisini onayladı. Ayrıca, kronik lenfositik lösemi (KLL) için CAR T hücre tedavisi geç evre klinik gelişim aşamasındadır ve önümüzdeki üç yıl içinde FDA onayı alması beklenmektedir1.
CAR T hücre tedavisinin benzeri görülmemiş sonuçlarına rağmen, yaygın kullanımı 1) yetersiz in vivo CAR T hücre genişlemesi veya tümör bölgelerine zayıf kaçakçılık, daha düşük kalıcı yanıt oranlarına yol açar12,13 ve 2) sitokin salınım sendromu (CRS) dahil olmak üzere hayatı tehdit eden advers olayların gelişmesi14,15 ile sınırlıdır. . CRS’nin ayırt edici özellikleri arasında sadece inflamatuar sitokin/kemokinlerin yüksek düzeyleriyle sonuçlanan immün aktivasyon değil, aynı zamanda CAR T hücre infüzyonundan sonra masif T hücre proliferasyonu da bulunmaktadır15,16. Bu nedenle, CAR T hücrelerini in vivo olarak görüntülemek için doğrulanmış, klinik sınıf bir stratejinin geliştirilmesi, 1) CAR T hücresinin tümör bölgelerine kaçakçılığını izlemek ve potansiyel direnç mekanizmalarını ortaya çıkarmak için in vivo olarak gerçek zamanlı olarak izlenmesine ve 2) CAR T hücresi genişlemesinin izlenmesine ve CRS’nin gelişimi gibi toksisitelerini potansiyel olarak tahmin etmesine izin verecektir.
Hafif KRS’nin klinik özellikleri yüksek ateş, yorgunluk, baş ağrısı, döküntü, ishalji, artralji, miyalji ve halsizliktir. Daha şiddetli KRS’de hastalarda taşikardi/hipotansiyon, kılcal damar kaçağı, kardiyak disfonksiyon, böbrek/karaciğer yetmezliği ve yaygın intravasküler pıhtılaşma gelişebilir17,18. Genel olarak, interferon-gama, granülosit-makrofaj koloni uyarıcı faktör, interlökin (IL)-10 ve IL-6 dahil olmak üzere sitokinlerin yükselme derecesinin klinik semptomların şiddeti ile ilişkili olduğu gösterilmiştir17,19. Bununla birlikte, CRS’yi tahmin etmek için “gerçek zamanlı” serum sitokin izlemenin kapsamlı bir şekilde uygulanması, yüksek maliyet ve sınırlı kullanılabilirlik nedeniyle zordur. CAR T hücre tedavisinin yararlı özelliklerinden yararlanmak için, evlat edinen T hücrelerinin non-invaziv görüntülemesi, CAR T hücre infüzyonundan sonra etkinliği, toksisiteleri ve nüksetmeyi tahmin etmek için potansiyel olarak kullanılabilir.
Birçok araştırmacı, pozitron emisyon tomografisi (PET) veya tek foton emisyonlu bilgisayarlı tomografi (SPECT) ile radyonüklid tabanlı görüntülemeyi kullanmak için stratejiler geliştirmiştir, bu da yüksek çözünürlük ve yüksek hassasiyet sağlar20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30 CAR T hücre kaçakçılığının in vivo görselleştirilmesi ve izlenmesi. Bu radyonüklid tabanlı görüntüleme stratejileri arasında, sodyum iyodür simporter (NIS), PET taramaları kullanılarak görüntü hücrelerine ve virüslere duyarlı bir yöntem olarak geliştirilmiştir31,32. [18F]TFB-PET ile NIS+CAR T hücre görüntüleme, CAR T hücresi genişlemesini, kaçakçılığını ve toksisitesini değerlendirmek ve teşhis etmek için hassas, verimli ve kullanışlı bir teknolojidir30. Bu protokol 1) yüksek etkinlikli çift transdüksiyon yoluyla NIS + CAR T hücrelerinin gelişimini ve 2) NIS + CAR T hücrelerini [18F] TFB-PET taraması ile görüntülemek için bir metodolojiyi açıklar. MM için BCMA-CAR T hücreleri, NIS’i CAR T hücresi görüntüleme için bir muhabir olarak tanımlamak için bir kavram kanıtı modeli olarak kullanılır. Bununla birlikte, bu metodolojiler başka herhangi bir CAR T hücre tedavisine uygulanabilir.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu yazıda NIS’in CAR T hücrelerine dahil edilmesi ve [18F]TFB-PET aracılığıyla infüze edilmiş CAR T hücrelerinin in vivo görüntülenmesi için bir metodoloji açıklanmaktadır. Kavramın kanıtı olarak, NIS + BCMA-CAR T hücreleri çift iletim yoluyla üretildi. Son zamanlarda, NIS’in CAR T hücrelerine dahil edilmesinin CAR T hücresi fonksiyonlarını ve etkinliğini in vivo olarak bozmadığını ve CAR T hücresi kaçakçılığına ve genişlemes…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Bu çalışma kısmen Mayo Clinic K2R boru hattı (SSK), Mayo Clinic Bireyselleştirilmiş Tıp Merkezi (SSK) ve Predolin Vakfı (RS) aracılığıyla desteklenmiştir. Şekil 1, 2 ve 4 BioRender.com ile oluşturulmuştur.
Materials
| 22 Gauge needle | Covidien | 8881250206 | |
| 28 gauge insulin syringe | BD | 329461 | |
| 96 well plate | Corning | 3595 | |
| Anti-human (ETNL) NIS | Imanis | REA009 | ETNL antibody binds the cytosolic C-terminus of NIS |
| Anti-human BCMA, clone 19F2, PE-Cy7 | BioLegend | 357507 | Flow antibody |
| Anti-human CD45, clone HI30, BV421 | BioLegend | 304032 | Flow antibody |
| Anti-mouse CD45, clone 30-F11, APC-Cy7 | BioLegend | 103116 | Flow antibody |
| Anti-rabbit IgG | R&D | F0110 | Secondary antibody for NIS staining |
| BCMA-CAR construct, second generation | IDT, Coralville, IA | ||
| BD Cytofix/Cytoperm Fixation/Permeabilization Solution Kit | BD | 554714 | |
| CD3 Monoclonal Antibody (OKT3), PE, eBioscience | Invitrogen | 12-0037-42 | |
| CTS (Cell Therapy Systems) Dynabeads CD3/CD28 | Gibco | 40203D | |
| CytoFLEX System B5-R3-V5 | Beckman Coulter | C04652 | flow cytometer |
| Dimethyl sulfoxide | Millipore Sigma | D2650-100ML | |
| Disposable Syringes with Luer-Lok Tips | BD | 309646 | |
| D-Luciferin, Potassium Salt | Gold Biotechnology | LUCK-1G | |
| D-PBS (Dulbecco's phosphate-buffered saline) | Gibco | 14190-144 | |
| Dulbecco's Phosphate-Buffered Saline | Gibco | 14190-144 | |
| Dynabeads MPC-S (Magnetic Particle Concentrator) | Applied Biosystems | A13346 | |
| Easy 50 EasySep Magnet | STEMCELL Technologies | 18002 | |
| EasySep Human T Cell Isolation Kit | STEMCELL Technologies | 17951 | negative selection magnetic beads; 17951RF includes tips and buffer |
| Fetal bovine serum | Millipore Sigma | F8067 | |
| Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 647 | Invitrogen | A-21235 | |
| Inveon Multiple Modality PET/CT scanner | Siemens Medical Solutions USA, Inc. | 10506989 VFT 000 03 | |
| Isoflurane liquid | Piramal Critical Care | 66794-017-10 | |
| IVIS Lumina S5 Imaging System | PerkinElmer | CLS148588 | |
| IVIS® Spectrum In Vivo Imaging System | PerkinElmer | 124262 | |
| Lipofectamine 3000 Transfection Reagent | Invitrogen | L3000075 | |
| LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit, for 405 nm excitation | Invitrogen | L34966 | |
| Lymphoprep | STEMCELL Technologies | 07851 | |
| Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.22 uM, sterile | Thermo Scientific | 450-0020 | |
| Nalgene Rapid-Flow 500 mL Vacuum Filter, 0.45 uM, sterile | Thermo Scientific | 450-0045 | |
| NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ | Jackson laboratory | 05557 | |
| OPM-2 | DSMZ | CRL-3273 | multiple myeloma cell line |
| pBMN(CMV-copGFP-Luc2-Puro) | Addgene | 80389 | lentiviral vector encoding luciferase-GFP |
| Penicillin-Streptomycin-Glutamine (100x), Liquid | Gibco | 10378-016 | |
| PMOD software | PMOD | PBAS and P3D | |
| Pooled Human AB Serum Plasma Derived | Innovative Research | IPLA-SERAB-H-100ML | |
| Puromycin Dihydrochloride | MP Biomedicals, Inc. | 0210055210 | |
| RoboSep-S | STEMCELL Technologies | 21000 | Fully Automated Cell Separator |
| RPMI (Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 Medium) | Gibco | 21870-076 | |
| SepMate-50 (IVD) | STEMCELL Technologies | 85450 | density gradient separation tubes |
| Sodium Azide, 5% (w/v) | Ricca Chemical | 7144.8-16 | |
| T175 flask | Corning | 353112 | |
| Terrell (isoflurane, USP) | Piramal Critical Care Inc | 66794-019-10 | |
| Webcol Alcohol Prep | Covidien | 6818 | |
| X-VIVO 15 Serum-free Hematopoietic Cell Medium | Lonza | 04-418Q |
References
- Porter, D. L., et al. Chimeric antigen receptor T cells persist and induce sustained remissions in relapsed refractory chronic lymphocytic leukemia. Science Translational Medicine. 7 (303), (2015).
- Raje, N., et al. Anti-BCMA CAR T-cell therapy bb2121 in relapsed or refractory multiple myeloma. New England Journal of Medicine. 380 (18), 1726-1737 (2019).
- Schuster, S. J., et al. Tisagenlecleucel in adult relapsed or refractory diffuse large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 380 (1), 45-56 (2019).
- Neelapu, S. S., et al. Axicabtagene ciloleucel CAR T-cell therapy in refractory large B-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 377 (26), 2531-2544 (2017).
- Maude, S. L., et al. Tisagenlecleucel in children and young adults with B-cell lymphoblastic leukemia. New England Journal of Medicine. 378 (5), 439-448 (2018).
- Anagnostou, T., Riaz, I. B., Hashmi, S. K., Murad, M. H., Kenderian, S. S. Anti-CD19 chimeric antigen receptor T-cell therapy in acute lymphocytic leukaemia: a systematic review and meta-analysis. Lancet Haematology. 7 (11), 816-826 (2020).
- Abramson, J. S., et al. Lisocabtagene maraleucel for patients with relapsed or refractory large B-cell lymphomas (TRANSCEND NHL 001): a multicentre seamless design study. Lancet. 396 (10254), 839-852 (2020).
- Shah, B. D., et al. KTE-X19 for relapsed or refractory adult B-cell acute lymphoblastic leukaemia: phase 2 results of the single-arm, open-label, multicentre ZUMA-3 study. Lancet. 398 (10299), 491-502 (2021).
- Wang, M., et al. KTE-X19 CAR T-cell therapy in relapsed or refractory mantle-cell lymphoma. New England Journal of Medicine. 382 (14), 1331-1342 (2020).
- Jacobson, C. A., et al. Axicabtagene ciloleucel in relapsed or refractory indolent non-Hodgkin lymphoma (ZUMA-5): a single-arm, multicentre, phase 2 trial. Lancet Oncology. 23 (1), 91-103 (2022).
- Munshi, N. C., et al. Idecabtagene Vicleucel in Relapsed and Refractory Multiple Myeloma. New England Journal of Medicine. 384 (8), 705-716 (2021).
- Sakemura, R., Cox, M. J., Hefazi, M., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Resistance to CART cell therapy: lessons learned from the treatment of hematological malignancies. Leukemia & Lymphoma. , 1-18 (2021).
- Cox, M. J., et al. Leukemic extracellular vesicles induce chimeric antigen receptor T cell dysfunction in chronic lymphocytic leukemia. Molecular Therapy. 29 (4), 1529-1540 (2021).
- Sterner, R. M., et al. GM-CSF inhibition reduces cytokine release syndrome and neuroinflammation but enhances CAR-T cell function in xenografts. Blood. 133 (7), 697-709 (2019).
- Siegler, E. L., Kenderian, S. S. Neurotoxicity and Cytokine Release Syndrome After Chimeric Antigen Receptor T Cell Therapy: Insights Into Mechanisms and Novel Therapies. Frontiers in Immunology. 11, 1973 (2020).
- Khadka, R. H., Sakemura, R., Kenderian, S. S., Johnson, A. J. Management of cytokine release syndrome: an update on emerging antigen-specific T cell engaging immunotherapies. Immunotherapy. 11 (10), 851-857 (2019).
- Hay, K. A., et al. Kinetics and biomarkers of severe cytokine release syndrome after CD19 chimeric antigen receptor-modified T-cell therapy. Blood. 130 (21), 2295-2306 (2017).
- Lee, D. W., et al. ASTCT consensus grading for cytokine release syndrome and neurologic toxicity associated with immune effector cells. Biology of Blood and Marrow Transplantation. 25 (4), 625-638 (2019).
- Sterner, R. M., Kenderian, S. S. Myeloid cell and cytokine interactions with chimeric antigen receptor-T-cell therapy: implication for future therapies. Current Opinion in Hematology. 27 (1), 41-48 (2020).
- Krekorian, M., et al. Imaging of T-cells and their responses during anti-cancer immunotherapy. Theranostics. 9 (25), 7924-7947 (2019).
- Wei, W., Jiang, D., Ehlerding, E. B., Luo, Q., Cai, W. Noninvasive PET imaging of T cells. Trends in Cancer. 4 (5), 359-373 (2018).
- Volpe, A., et al. Spatiotemporal PET imaging reveals differences in CAR-T tumor retention in triple-negative breast cancer models. Molecular Therapy. 28 (10), 2271-2285 (2020).
- Minn, I., et al. Imaging CAR T cell therapy with PSMA-targeted positron emission tomography. Science Advances. 5 (7), (2019).
- Keu, K. V., et al. Reporter gene imaging of targeted T cell immunotherapy in recurrent glioma. Science Translational Medicine. 9 (373), (2017).
- Moroz, M. A., et al. Comparative analysis of T cell imaging with human nuclear reporter genes. Journal of Nuclear Medicine. 56 (7), 1055-1060 (2015).
- Sellmyer, M. A., et al. Imaging CAR T cell trafficking with eDHFR as a PET reporter gene. Molecular Therapy. 28 (1), 42-51 (2019).
- Weist, M. R., et al. PET of adoptively transferred chimeric antigen receptor T cells with (89)Zr-oxine. Journal of Nuclear Medicine. 59 (89), 1531-1537 (2018).
- Vedvyas, Y., et al. Longitudinal PET imaging demonstrates biphasic CAR T cell responses in survivors. JCI Insight. 1 (19), 90064 (2016).
- Sakemura, R., Can, I., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. In vivo CART cell imaging: Paving the way for success in CART cell therapy. Molecular Therapy Oncolytics. 20, 625-633 (2021).
- Sakemura, R., et al. Development of a Clinically Relevant Reporter for Chimeric Antigen Receptor T-cell Expansion, Trafficking, and Toxicity. Cancer Immunology Research. 9 (9), 1035-1046 (2021).
- Penheiter, A. R., Russell, S. J., Carlson, S. K. The sodium iodide symporter (NIS) as an imaging reporter for gene, viral, and cell-based therapies. Current Gene Therapy. 12 (1), 33-47 (2012).
- Msaouel, P., et al. Clinical trials with oncolytic measles virus: current status and future prospects. Current Cancer Drug Targets. 18 (2), 177-187 (2018).
- Kalled, S. L., Hsu, Y. -. M. . Anti-BCMA antibodies. , (2010).
- Carpenter, R. O., et al. B-cell maturation antigen is a promising target for adoptive T-cell therapy of multiple myeloma. Clinical Cancer Research. 19 (8), 2048-2060 (2013).
- Sterner, R. M., Cox, M. J., Sakemura, R., Kenderian, S. S. Using CRISPR/Cas9 to knock out GM-CSF in CAR-T cells. Journal of Visualized Experiments. (149), e59629 (2019).
- Dietz, A. B., et al. A novel source of viable peripheral blood mononuclear cells from leukoreduction system chambers. Transfusion. 46 (12), 2083-2089 (2006).
- Absher, M., Kruse, P. F., Patterson, M. K. . Tissue Culture: Methods and Applications. , 395-397 (1973).
- Janakiraman, V., Forrest, W. F., Chow, B., Seshagiri, S. A rapid method for estimation of baculovirus titer based on viable cell size. Journal of Virological Methods. 132 (1-2), (2006).
- Smith, E. L., et al. GPRC5D is a target for the immunotherapy of multiple myeloma with rationally designed CAR T cells. Science Translational Medicine. 11 (485), (2019).
- Sakemura, R., et al. Targeting Cancer-Associated Fibroblasts in the Bone Marrow Prevents Resistance to CART-Cell Therapy in Multiple Myeloma. Blood. , (2022).
- Jiang, H., et al. Synthesis of 18F-tetrafluoroborate via radiofluorination of boron trifluoride and evaluation in a murine C6-glioma tumor model. Journal of Nuclear Medicine. 57 (9), 1454-1459 (2016).
- Dispenzieri, A., et al. Phase I trial of systemic administration of Edmonston strain of measles virus genetically engineered to express the sodium iodide symporter in patients with recurrent or refractory multiple myeloma. Leukemia. 31 (12), 2791-2798 (2017).
- Ravera, S., Reyna-Neyra, A., Ferrandino, G., Amzel, L. M., Carrasco, N. The sodium/iodide symporter (NIS): molecular physiology and preclinical and clinical applications. Annual Review of Physiology. 79, 261-289 (2017).
- Varettoni, M., et al. Incidence, presenting features and outcome of extramedullary disease in multiple myeloma: a longitudinal study on 1003 consecutive patients. Annals of Oncology. 21 (2), 325-330 (2010).
- Bladé, J., et al. Soft-tissue plasmacytomas in multiple myeloma: incidence, mechanisms of extramedullary spread, and treatment approach. Journal of Clinical Oncology. 29 (28), 3805-3812 (2011).
- Brunton, B., et al. New transgenic NIS reporter rats for longitudinal tracking of fibrogenesis by high-resolution imaging. Scientific Reports. 8 (1), 14209 (2018).
- Dohán, O., et al. The sodium/iodide symporter (NIS): characterization, regulation, and medical significance. Endocrine Reviews. 24 (1), 48-77 (2003).
- Jiang, H., DeGrado, T. R. 18F]Tetrafluoroborate ([18F]TFB) and its analogs for PET imaging of the sodium/iodide symporter. Theranostics. 8 (14), 3918-3931 (2018).
- Ahn, B. -. C. Sodium iodide symporter for nuclear molecular imaging and gene therapy: from bedside to bench and back. Theranostics. 2 (4), 392-402 (2012).
- Gust, J., et al. Endothelial activation and blood-brain barrier disruption in neurotoxicity after adoptive immunotherapy with CD19 CAR-T cells. Cancer Discovery. 7 (12), 1404-1419 (2017).
- Gofshteyn, J. S., et al. Neurotoxicity after CTL019 in a pediatric and young adult cohort. Annals of Neurology. 84 (4), 537-546 (2018).
- Shalabi, H., et al. Systematic evaluation of neurotoxicity in children and young adults undergoing CD22 chimeric antigen receptor T-cell therapy. Journal of Immunotherapy. 41 (7), 350-358 (2018).
- Ruff, M. W., Siegler, E. L., Kenderian, S. S. A Concise Review of Neurologic Complications Associated with Chimeric Antigen Receptor T-cell Immunotherapy. Neurologic Clinics. 38 (4), 953-963 (2020).
- Santomasso, B. D., et al. Clinical and biological correlates of neurotoxicity associated with CAR T-cell therapy in patients with B-cell acute lymphoblastic leukemia. Cancer Discovery. 8 (8), 958-971 (2018).
