JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
암 연구학

Портальная инъекция органоидов колоректального рака для изучения стромы метастазов в печень

Published: September 03, 2021
doi:
10.3791/62630
, , , , , , , , , , , , , , , ,
1Adelaide Medical School,University of Adelaide, 2South Australian Health and Medical Research Institute (SAHMRI), 3Department of Pathology,Nagoya University Graduate School of Medicine, 4Division of Molecular Pathology, Center for Neurological Disease and Cancer,Nagoya University Graduate School of Medicine, 5Department of Gastroenterology, Graduate School of Medicine,The University of Tokyo, 6Translational and Clinical Research Institute,Newcastle University, 7International Center for Cell and Gene Therapy,Fujita Health University

Summary

Инъекция органоидов колоректального рака (CRC) в воротную вену генерирует богатые стромой метастазы в печень. Эта мышиная модель метастазирования печени CRC представляет собой полезный инструмент для изучения взаимодействий опухоли и стромы и разработки новых терапевтических средств, направленных на строму, таких как генная терапия, опосредованная аденоассоциированным вирусом.

Abstract

Метастазы колоректального рака в печени (CRC) являются основной причиной смерти, связанной с раком. Связанные с раком фибробласты (CAF), основной компонент микроокружения опухоли, играют решающую роль в прогрессировании метастатического CRC и предсказывают плохой прогноз пациента. Тем не менее, не хватает удовлетворительных мышиных моделей для изучения перекрестных помех между метастатическими раковыми клетками и КАФ. Здесь мы представляем метод исследования того, как прогрессирование метастазирования в печени регулируется метастатической нишей и, возможно, может быть ограничено терапией, направленной на строму. Инъекция органоидов CRC в воротную вену вызвала десмопластическую реакцию, которая точно повторяла богатую фибробластами гистологию метастазов в печени CRC человека. Эта модель была тканеспецифичной с более высокой опухолевой нагрузкой в печени по сравнению с моделью внутриселезеночной инъекции, что упрощало анализ выживаемости мышей. Путем инъекции органоидов опухоли, экспрессирующих люциферазу, кинетика роста опухоли может контролироваться с помощью визуализации in vivo . Кроме того, эта доклиническая модель обеспечивает полезную платформу для оценки эффективности терапевтических средств, нацеленных на мезенхиму опухоли. Мы описываем методы изучения того, может ли аденоассоциированная вирусом доставка ингибирующего опухоль стромального гена к гепатоцитам реконструировать микроокружение опухоли и улучшить выживаемость мышей. Этот подход позволяет разрабатывать и оценивать новые терапевтические стратегии для ингибирования метастазирования CRC в печени.

Introduction

Колоректальный рак (CRC) является основной причиной смертности от рака во всем мире1. Более чем у половины пациентов с КРР развиваются печеночные метастазы, которые возникают через диссеминацию портальной вены1. В настоящее время не существует эффективных терапевтических средств, которые могут вылечить прогрессирующие метастазы в печень, и большинство пациентов поддаются метастатическому заболеванию.

Метастатическая ниша или микроокружение опухоли играет ключевую роль в приживлении и росте диссеминированных CRC-клеток2. Связанные с раком фибробласты (CAF), важный компонент микроокружения опухоли, способствуют или сдерживают прогрессирование рака путем секреции факторов роста, ремоделирования внеклеточного матрикса (ECM) и модуляции иммунных ландшафтов и ангиогенеза 3,4,5. CAF также придают устойчивость к химиотерапии и иммунотерапии3. Кроме того, ЦАФ регулируют инициацию и прогрессирование метастазирования КРР в печень и прогнозируют прогноз у пациентов с КРР 3,6,7,8. Таким образом, факторы, связанные с CAF, могут быть использованы для разработки терапевтических стратегий для ингибирования метастазирования CRC в печень. Тем не менее, отсутствие удовлетворительных мышиных моделей для изучения метастатической опухолевой стромы было основным препятствием для разработки терапии, нацеленной на строму.

В настоящее время животные модели для изучения метастазов в печени CRC включают первичные модели CRC, которые спонтанно развивают метастазы в печени и модели трансплантации раковых клеток в печень. Первичные мышиные модели CRC, такие как генетически модифицированные мышиные модели и инъекции в толстую кишку раковых клеток, редко показывают метастазирование в печень 9,10,11,12. Более того, даже если наблюдается метастазирование в печени, эти модели показывают длительную латентность от первичной индукции опухоли до метастазирования и потенциально умирают от первичной опухолевойнагрузки 12. Для эффективного образования метастазов в печени культивируемые CRC-клетки трансплантируются в печень с использованием трех инъекционных подходов: внутриселезеночная инъекция, прямая внутрипенхимальная инъекция в печень и инъекция воротной вены. Внутриплодно введенные раковые клетки распространяются в селезеночную вену, воротную вену и, в конечном счете, в печень13,14. Тем не менее, внутриселезеночная инъекция дает более низкое соотношение взятия опухоли по сравнению с другими моделями трансплантации15,16. При внутриселезеночной инъекции выполняется хирургическое удаление селезенки, чтобы избежать роста рака в селезенке, который потенциально может поставить под угрозу созревание иммунных клеток17. Кроме того, внутриселезеночная инъекция может также привести к непреднамеренному росту опухоли в селезенке и брюшной полости18, что усложняет анализ метастазирования в печень. Прямая внутричерепная инъекция в печень эффективно индуцирует метастазирование в печени 16,19,20. Тем не менее, этот подход не полностью повторяет биологический этап метастазирования в печень, который естественным образом происходит через распространение в портальных венах. Используя прямую инъекцию в печень, проникновение раковых клеток в непортальный, но системный кровоток также может привести к множественным крупным метастазам в легкие16. Хотя у большинства пациентов с метастазами в печень CRC обнаруживаются множественные опухолевые узелки в печени21, прямая инъекция в определенную долю печени генерирует одну опухолевую массу19,20. Инъекция в воротную вену или инъекция в брыжеечную вену, хотя и технически сложная, позволяет эффективно доставлять опухолевые клетки в печень таким образом, чтобы повторить паттерны роста, наблюдаемые у пациентов17. Эта стратегия может свести к минимуму возможность метастазов вторичного сайта и обеспечивает быстрый рост раковых клеток в печени, упрощая анализ выживаемости мышей.

Исторически сложилось так, что линии клеток колоректального рака, такие как мышиный MC-38, человеческий HT-29 и SW-620, использовались для создания мышиных моделей метастазирования в печени22,23. Однако эти клеточные линии колоректального рака не вызывают десмопластическую стромальную реакцию. Низкое содержание стромы в опухолях затрудняет исследование биологических ролей связанных с раком фибробластов. Недавние достижения в области органоидов CRC и их трансплантации предложили полезные платформы для оценки жизненно важной роли стромы в прогрессировании рака24. Трансплантация в печени органоидов CRC генерирует богатое фибробластами микроокружение опухоли и дала новое представление о стромальных исследованиях 6,25. В настоящее время инъекция органоидов в портальные или брыжеечные вены стала золотым стандартом для генерации метастазов в печениCRC 6,25,26,27,28. Тем не менее, насколько нам известно, ни в одной из предыдущих работ не описывались подробные методы инъекции в воротные вены колоректальных опухолей. Здесь мы представляем методологию использования портальной инъекции органоидов CRC в вену для разработки новой аденоассоциированной вирусной (AAV)-опосредованной стромой терапии.

Гепатоциты являются важным компонентом микроокружения метастатической опухоли в печени и играют решающую роль в прогрессировании метастатического рака29. Вдохновленные успехом подходов генной терапии AAV для индуцирования экспрессии белка в гепатоцитах у неопухолевых пациентов 30,31, мы исследовали аналогичный подход, но направленный на модификацию микроокружения опухоли печени в CRC25. Таким образом, мы также описываем в настоящем описании инъекцию AAV8 в хвостовую вену для индуцирования экспрессии противоопухолевых белков для модификации микроокружения опухоли печени. Серотип AAV8, обозначаемый выбором белка вирусного капсида во время производства вируса, приводит к высокой эффективности трансдукции конкретно гепатоцитов (т.е. целевой экспрессии генов в микроокружении опухоли печени)32. Ранее мы показали, что Islr (суперсемейство иммуноглобулинов, содержащее богатый лейцином повтор) является CAF-специфическим геном, который индуцирует передачу сигналов костного морфогенетического белка (BMP), уменьшает рост опухолевых опухолей CRC и способствует дифференцировке кишечных стволовых клеток Lgr5+ 25. Мы проверили, может ли AAV8-опосредованная сверхэкспрессия сдерживающего рак стромального гена Islr в гепатоцитах ослабить прогрессирование метастазирования в печени путем выполнения инъекции в воротные вены опухолей CRC у мышей, получавших AAV8-Islr.

В этой статье мы сначала опишем процедуру инъекции хвостовой вены тропического AAV печени. Затем мы описываем метод подготовки опухолевых клеток и инъекции воротной вены мышам, обработанным AAV. Наконец, мы представляем подходы к мониторингу прогрессирования метастатической опухоли для оценки эффективности терапии, направленной на строму.

Protocol

Все процедуры для животных в этой статье были рассмотрены и одобрены Комитетом по этике животных Южно-Австралийского института здравоохранения и медицинских исследований (номер одобрения, SAM322). 1. Инъекция аденоассоциированного вируса в хвостовую вену ПРИ…

Representative Results

Чтобы индуцировать AAV-опосредованную сверхэкспрессию сдерживающего опухоль стромального гена Islr 4,25,43,44 в гепатоцитах, мы внутривенно вводили Islr-кодирующий AAV8. 1,0 х 1011 вирусных геномов (vg) AAV8-Islr, или</em…

Discussion

В этом исследовании мы показали, что инъекция органоидов CRC мыши в воротную вену воспроизводимо генерирует богатые фибробластами метастазы в печень, которые имитируют гистологические особенности печеночных метастазов CRC человека. Кроме того, в сочетании с терапией, направленной на ст?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование было поддержано грантами Национального совета по здравоохранению и медицинским исследованиям (APP1156391 для D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 в D.L.W., APP1140236 в S.L.W., APP1099283 в D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project от имени своих доноров и правительства штата Южная Австралия через Департамент здравоохранения (MCF0418 to S.L.W., D.L.W.); грант на научные исследования (B) (20H03467 to M.T.) по заказу Министерства образования, культуры, спорта, науки и техники Японии; AMED-CREST (Японское агентство медицинских исследований и разработок, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 and 19gm1210008s0101 to A.E.); Проект по исследованию рака и терапевтической эволюции (P-CREATE) от AMED (19cm0106332h0002 до A.E.); Японская программа содействия развитию науки за рубежом для молодых исследователей (для H.K.), стипендия Научного фонда Takeda (для H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (для H.K.), Стипендия Lions Medical Research Foundation (для K.G.).

Мы благодарим д-ра Лешека Лисовского из Центра векторной и геномной инженерии (VGEF), Детского медицинского научно-исследовательского института (CMRI) (Новый Южный Уэльс, Австралия) за создание рекомбинантных векторов AAV.

Materials

10% Formalin Sigma HT501128
15 mL centrifuge tube Corning 430791
33-gauge needle TSK LDS-33013 For portal vein injection
4-0 vicryl suture ETHICON J494G
40-µm cell strainer Corning 431750
5 mL Syringe BD 302130 Used to apply saline to the intestine after portal vein injection
50 mL centrifuge tube Corning 430829
50 mL syringe TERUMO SS*50LE Luer lock syringe for perfusion fixation
70% Isopropyl alcohol wipe Briemar 5730
Anaesthesia machine Darvall 9356
αSMA antibody DAKO M0851 Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry
Buprenorphine TROY N/A ilium Temvet Injection, 300 µg/ml Buprenorphine
Cotton buds Johnson & Johnson N/A Johnson's pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.
D-luciferin Biosynth L-8220
Electric shaver Sold by multiple suppliers
Forceps Sold by multiple suppliers
Hamilton syringe HAMILTON 81020 For portal vein injection
Heat box (animal warming chamber) Datesand MK3
Heat lamp Sold by multiple suppliers
Hemostatic sponge Pfizer 09-0891-04-015 Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm
India ink Talens 44727000
Injection syringe and needle BD 326769 For tail vein injection
Islr probe (RNAscope) ACD 450041
Isoflurane Henry Schein 988-3244
IVIS Spectrum In Vivo Imaging System Perkin Elmer 124262
Living Image Software Perkin Elmer 128113
Matrigel Corning 356231
MRI fibrosis tool N/A N/A https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool
Phosphate-buffered saline (PBS) Sigma D8537
RNAscope kit ACD 322300
Rodent restrainer Sold by multiple suppliers
Rosa26-Cas9 mouse The Jackson Laboratory 024858
Saline Pfizer PHA19042010
Scissors Sold by multiple suppliers
Skin staplers Able Scientific AS59028 9 mm wound clips
Stapler applicator Able Scientific AS59026 9 mm wound clip applicator
Stapler remover Able Scientific AS59037 Wound clip remover
Surgical drape Multigate 29-220
Surgical gauze Sentry Medical GS001
Topical anesthesia cream EMLA N/A EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine
TrypLE Express Gibco 12605028 Recombinant cell-dissociation enzyme mix
Y-27632 Tocris 1254
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Zarour, L. R., et al. Colorectal cancer liver metastasis: Evolving paradigms and future directions. Cell and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (2), 163-173 (2017).
  2. Peinado, H., et al. Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastases. Nature Reviews. Cancer. 17 (5), 302-317 (2017).
  3. Kobayashi, H., et al. Cancer-associated fibroblasts in gastrointestinal cancer. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (5), 282-295 (2019).
  4. Mizutani, Y., et al. Meflin-positive cancer-associated fibroblasts inhibit pancreatic carcinogenesis. 암 연구학. 79 (20), 5367-5381 (2019).
  5. Gieniec, K. A., Butler, L. M., Worthley, D. L., Woods, S. L. Cancer-associated fibroblasts-heroes or villains. British Journal of Cancer. 121 (4), 293-302 (2019).
  6. Tauriello, D. V. F., et al. TGFbeta drives immune evasion in genetically reconstituted colon cancer metastasis. Nature. 554 (7693), 538-543 (2018).
  7. Calon, A., et al. Dependency of colorectal cancer on a TGF-beta-driven program in stromal cells for metastasis initiation. Cancer Cell. 22 (5), 571-584 (2012).
  8. Shen, Y., et al. Reduction of liver metastasis stiffness improves response to cevacizumab in metastatic colorectal cancer. Cancer Cell. 37 (6), 800-817 (2020).
  9. Romano, G., Chagani, S., Kwong, L. N. The path to metastatic mouse models of colorectal cancer. Oncogene. 37 (19), 2481-2489 (2018).
  10. Roper, J., et al. In vivo genome editing and organoid transplantation models of colorectal cancer and metastasis. Nature Biotechnology. 35 (6), 569-576 (2017).
  11. Lannagan, T. R. M., et al. Genetic editing of colonic organoids provides a molecularly distinct and orthotopic preclinical model of serrated carcinogenesis. Gut. 68 (4), 684-692 (2019).
  12. Lannagan, T. R., Jackstadt, R., Leedham, S. J., Sansom, O. J. Advances in colon cancer research: in vitro and animal models. Current Opinion in Genetics & Development. 66, 50-56 (2021).
  13. Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51677 (2014).
  14. Yazdani, H. O., Tohme, S. Murine model of metastatic liver tumors in the setting of ischemia reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59748 (2019).
  15. Frampas, E., et al. The intraportal injection model for liver metastasis: advantages of associated bioluminescence to assess tumor growth and influences on tumor uptake of radiolabeled anti-carcinoembryonic antigen antibody. Nuclear Medicine Communications. 32 (2), 147-154 (2011).
  16. O’Rourke, K. P., et al. Transplantation of engineered organoids enables rapid generation of metastatic mouse models of colorectal cancer. Nature Biotechnology. 35 (6), 577-582 (2017).
  17. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), e54903 (2016).
  18. Lee, W. Y., Hong, H. K., Ham, S. K., Kim, C. I., Cho, Y. B. Comparison of colorectal cancer in differentially established liver metastasis models. Anticancer Research. 34 (7), 3321-3328 (2014).
  19. Kollmar, O., Schilling, M. K., Menger, M. D. Experimental liver metastasis: standards for local cell implantation to study isolated tumor growth in mice. Clinical & Experimental Metastasis. 21 (5), 453-460 (2004).
  20. McVeigh, L. E., et al. Development of orthotopic tumour models using ultrasound-guided intrahepatic injection. Scientific Reports. 9 (1), 9904 (2019).
  21. Engstrand, J., Nilsson, H., Stromberg, C., Jonas, E., Freedman, J. Colorectal cancer liver metastases – a population-based study on incidence, management and survival. BMC Cancer. 18 (1), 78 (2018).
  22. Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
  23. Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. American Journal of Physiology Gastrointestinal and Liver Physiology. 310 (9), 682-688 (2016).
  24. Lau, H. C. H., Kranenburg, O., Xiao, H., Yu, J. Organoid models of gastrointestinal cancers in basic and translational research. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (4), 203-222 (2020).
  25. Kobayashi, H., et al. The balance of stromal BMP signaling mediated by GREM1 and ISLR drives colorectal carcinogenesis. Gastroenterology. 160 (4), 1224-1239 (2021).
  26. Fumagalli, A., et al. Genetic dissection of colorectal cancer progression by orthotopic transplantation of engineered cancer organoids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (12), 2357-2364 (2017).
  27. Fumagalli, A., et al. Plasticity of Lgr5-Negative Cancer Cells Drives Metastasis in Colorectal Cancer. Cell Stem Cell. 26 (4), 569-578 (2020).
  28. de Sousa e Melo, F., et al. A distinct role for Lgr5(+) stem cells in primary and metastatic colon cancer. Nature. 543 (7647), 676-680 (2017).
  29. Lee, J. W., et al. Hepatocytes direct the formation of a pro-metastatic niche in the liver. Nature. 567 (7747), 249-252 (2019).
  30. Dunbar, C. E., et al. Gene therapy comes of age. Science. 359 (6372), 4672 (2018).
  31. George, L. A., et al. Hemophilia B gene therapy with a high-specific-activity factor IX variant. The New England Journal of Medicine. 377 (23), 2215-2227 (2017).
  32. Colella, P., Ronzitti, G., Mingozzi, F. Emerging issues in AAV-mediated in vivo gene therapy. Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 8, 87-104 (2018).
  33. Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Holt, M. G. Production, purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e58960 (2019).
  34. Sands, M. S. AAV-mediated liver-directed gene therapy. Methods in Molecular Biology. 807, 141-157 (2011).
  35. O’Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio-protocol. 6 (4), 1733 (2016).
  36. Ellerstrom, C., Strehl, R., Noaksson, K., Hyllner, J., Semb, H. Facilitated expansion of human embryonic stem cells by single-cell enzymatic dissociation. Stem Cells. 25 (7), 1690-1696 (2007).
  37. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  38. Oshima, G., et al. Advanced animal model of colorectal metastasis in liver: Imaging techniques and properties of metastatic clones. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54657 (2016).
  39. Anker, J. F., Mok, H., Naseem, A. F., Thumbikat, P., Abdulkadir, S. A. A bioluminescent and fluorescent orthotopic syngeneic murine model of androgen-dependent and castration-resistant prostate cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (133), e57301 (2018).
  40. Baklaushev, V. P., et al. Luciferase expression allows bioluminescence imaging but imposes limitations on the orthotopic mouse (4T1) model of breast cancer. Scientific Reports. 7 (1), 7715 (2017).
  41. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3564 (2012).
  42. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  43. Hara, A., et al. Roles of the mesenchymal stromal/stem cell marker meflin in cardiac tissue repair and the development of diastolic dysfunction. Circulation Research. 125 (4), 414-430 (2019).
  44. Hara, A., et al. Meflin defines mesenchymal stem cells and/or their early progenitors with multilineage differentiation capacity. Genes to Cells. 26 (7), 495-512 (2021).
  45. Wang, H., et al. RNAscope for in situ detection of transcriptionally active human papillomavirus in head and neck squamous cell carcinoma. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (85), e51426 (2014).
  46. Lattouf, R., et al. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 62 (10), 751-758 (2014).
  47. Lugli, A., et al. Recommendations for reporting tumor budding in colorectal cancer based on the International Tumor Budding Consensus Conference (ITBCC) 2016. Modern Pathology. 30 (9), 1299-1311 (2017).
  48. Sangisetty, S. L., Miner, T. J. Malignant ascites: A review of prognostic factors, pathophysiology and therapeutic measures. World Journal of Gastrointest Surgery. 4 (4), 87-95 (2012).
  49. Jung, B., Staudacher, J. J., Beauchamp, D. Transforming growth factor beta superfamily signaling in development of colorectal cancer. Gastroenterology. 152 (1), 36-52 (2017).
  50. Hapach, L. A., Mosier, J. A., Wang, W., Reinhart-King, C. A. Engineered models to parse apart the metastatic cascade. NPJ Precision Oncology. 3, 20 (2019).
  51. Jackstadt, R., et al. Epithelial NOTCH signaling rewires the tumor microenvironment of colorectal cancer to drive poor-prognosis subtypes and metastasis. Cancer Cell. 36 (3), 319-336 (2019).
  52. Lo, Y. -. H., Karlsson, K., Kuo, C. J. Applications of organoids for cancer biology and precision medicine. Nature Cancer. 1 (8), 761-773 (2020).
  53. van de Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
  54. Ben-David, U., et al. Genetic and transcriptional evolution alters cancer cell line drug response. Nature. 560 (7718), 325-330 (2018).
  55. Kattenhorn, L. M., et al. Adeno-associated virus gene therapy for liver disease. Human Gene Therapy. 27 (12), 947-961 (2016).

Tags

Portal VeinColorectal CancerLiver MetastasisTumor StromaOrganoidsTumoroidsCASTumor MicroenvironmentMouse ModelSurgical ProcedureBuprenorphineAnesthesiaIncisionPeritoneum
check_url/kr/62630?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kobayashi, H., Gieniec, K. A., Ng, J. Q., Goyne, J., Lannagan, T. R. M., Thomas, E. M., Radford, G., Wang, T., Suzuki, N., Ichinose, M., Wright, J. A., Vrbanac, L., Burt, A. D., Takahashi, M., Enomoto, A., Worthley, D. L., Woods, S. L. Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma. J. Vis. Exp. (175), e62630, doi:10.3791/62630 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image