JoVE Journal > Cancer Research
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
암 연구학

Portalveninjektion av kolorektal cancerorganoider för att studera levermetastasen Stroma

Published: September 03, 2021
doi:
10.3791/62630
, , , , , , , , , , , , , , , ,
1Adelaide Medical School,University of Adelaide, 2South Australian Health and Medical Research Institute (SAHMRI), 3Department of Pathology,Nagoya University Graduate School of Medicine, 4Division of Molecular Pathology, Center for Neurological Disease and Cancer,Nagoya University Graduate School of Medicine, 5Department of Gastroenterology, Graduate School of Medicine,The University of Tokyo, 6Translational and Clinical Research Institute,Newcastle University, 7International Center for Cell and Gene Therapy,Fujita Health University

Summary

Portalveninjektion av kolorektal cancer (CRC) organoider genererar stromarik levermetastas. Denna musmodell av CRC-levermetastaser representerar ett användbart verktyg för att studera tumör-stroma-interaktioner och utveckla nya stroma-riktade terapier såsom adenoassocierade virusmedierade genterapier.

Abstract

Levermetastasering av kolorektal cancer (CRC) är en ledande orsak till cancerrelaterad död. Cancerassocierade fibroblaster (CAF), en viktig del av tumörmikromiljön, spelar en avgörande roll i metastatisk CRC-progression och förutsäger dålig patientprognos. Det saknas dock tillfredsställande musmodeller för att studera överhörningen mellan metastatiska cancerceller och CAF. Här presenterar vi en metod för att undersöka hur levermetastasprogressionen regleras av den metastatiska nischen och eventuellt kan begränsas av stroma-riktad terapi. Portalveninjektion av CRC-organoider genererade en desmoplastisk reaktion, som troget rekapitulerade den fibroblastrika histologin hos humana CRC-levermetastaser. Denna modell var vävnadsspecifik med en högre tumörbörda i levern jämfört med en intra-mjältinjektionsmodell, vilket förenklade musöverlevnadsanalyser. Genom att injicera luciferasuttryckande tumörorganoider kunde tumörtillväxtkinetiken övervakas genom in vivo-avbildning . Dessutom ger denna prekliniska modell en användbar plattform för att bedöma effekten av terapier riktade mot tumörmesenkymet. Vi beskriver metoder för att undersöka om adenoassocierad virusmedierad leverans av en tumörhämmande stromalegen till hepatocyter skulle kunna omforma tumörmikromiljön och förbättra musens överlevnad. Detta tillvägagångssätt möjliggör utveckling och bedömning av nya terapeutiska strategier för att hämma levermetastasering av CRC.

Introduction

Kolorektal cancer (CRC) är en viktig orsak till cancerdödlighet över hela världen1. Mer än hälften av CRC-patienterna utvecklar levermetastaser som sker genomportalvenspridningen 1. För närvarande finns det inga effektiva terapier som kan bota avancerad levermetastas, och de flesta patienter ger efter för metastatisk sjukdom.

Den metastatiska nischen eller tumörmikromiljön spelar en nyckelroll i engraftment och tillväxt av spridda CRC-celler2. Cancerassocierade fibroblaster (CAF), en framträdande komponent i tumörmikromiljön, främjar eller begränsar cancerprogression genom att utsöndra tillväxtfaktorer, ombygga den extracellulära matrisen (ECM) och modulera immunlandskap och angiogenes 3,4,5. CAF ger också resistens mot kemoterapier och immunterapier3. Dessutom reglerar CAF initiering och progression av CRC-levermetastaser och förutsäger prognos hos patienter med CRC 3,6,7,8. Således kan CAF-relaterade faktorer utnyttjas för utveckling av terapeutiska strategier för att hämma CRC-levermetastasering. Bristen på tillfredsställande musmodeller för att studera den metastatiska tumörstroma har dock varit ett stort hinder för att utveckla stroma-riktade terapier.

För närvarande inkluderar djurmodeller för att studera CRC-levermetastaser primära CRC-modeller som spontant utvecklar levermetastaser och cancercellstransplantationsmodeller i levern. Primära CRC-musmodeller, såsom genetiskt konstruerade musmodeller och koloninjektion av cancerceller, visar sällan metastaser till levern 9,10,11,12. Dessutom, även om en levermetastas observeras, visar dessa modeller lång latens från den primära tumörinduktionen till metastasering och dör potentiellt av primär tumörbörda12. För att effektivt generera CRC-levermetastaser transplanteras odlade CRC-celler i levern med hjälp av tre injektionsmetoder: intra-mjältinjektion, direkt intraparenkymisk injektion i levern och portalveninjektion. Intra-spleniskt injicerade cancerceller sprids i mjältvenen, portalvenen och slutligen till levern13,14. Den intra-mjältinjektion ger emellertid ett lägre tumörintagsförhållande jämfört med andra transplantationsmodeller15,16. Med intra-mjältinjektion utförs kirurgiskt avlägsnande av mjälten för att undvika cancertillväxt i mjälten, vilket potentiellt kan äventyra immuncellsmognad17. Vidare kan intra-mjältinjektion också resultera i oavsiktlig tumörtillväxt i mjälten och bukhålan18, vilket komplicerar analyser av levermetastaser. Direkt intraparenkymisk injektion i levern inducerar effektivt levermetastasering 16,19,20. Ändå rekapitulerar detta tillvägagångssätt inte helt ett biologiskt steg av levermetastas som naturligt sker genom portalvenspridning. Med hjälp av direkt injektion i levern kan cancerceller komma in i en icke-portal, men systemisk cirkulation kan också resultera i flera stora lungmetastaser16. Även om en majoritet av patienterna med CRC-levermetastaser visar flera tumörknölar i levern21, genererar direkt injektion i en specifik leverlob en enda tumörmassa19,20. Portalveninjektion eller mesenterisk veninjektion, även om det är tekniskt utmanande, möjliggör effektiv leverans av tumörceller i levern på ett sätt som sammanfattar de tillväxtmönster som ses hos patienter17. Denna strategi kan minimera risken för metastaser på sekundär plats och möjliggör snabb tillväxt av cancerceller i levern, vilket förenklar musöverlevnadsanalyser.

Historiskt sett användes kolorektal cancercellinjer som mus MC-38, human HT-29 och SW-620 för att generera musmodeller av levermetastas22,23. Dessa kolorektala cancercellinjer inducerar emellertid inte en desmoplastisk stromalreaktion. Lågt stromalinnehåll i tumörerna gör det svårt att undersöka de biologiska rollerna hos cancerassocierade fibroblaster. De senaste framstegen inom CRC-organoider och deras transplantation har erbjudit användbara plattformar för att bedöma stromas vitala roller i cancerprogression24. Levertransplantation av CRC-organoider genererar en fibroblastrik tumörmikromiljö och har gett nya insikter i stromalforskning 6,25. För närvarande har portal- eller mesenterisk veninjektion av organoider blivit en guldstandardmetod för att generera CRC-levermetastaser 6,25,26,27,28. Såvitt vi vet har dock inga tidigare artiklar beskrivit detaljerade metoder för portalveninjektion av kolorektala tumöroider. Här presenterar vi en metod för att använda portalveninjektion av CRC-organoider för att utveckla nytt adenoassocierat virus (AAV) -medieterad stroma-riktad terapi.

Hepatocyter är en viktig beståndsdel i den metastaserande tumörmikromiljön i levern och spelar en avgörande roll i metastatisk cancerprogression29. Inspirerade av framgången med AAV-genterapimetoder för att inducera proteinuttryck i hepatocyter hos icke-neoplastiska patienter30,31, undersökte vi ett liknande tillvägagångssätt men syftade till att modifiera levertumörmikromiljön i CRC25. Som sådan beskriver vi också här svansveninjektionen av AAV8 för att inducera uttryck av antitumörigena proteiner för att modifiera levertumörens mikromiljö. AAV8-serotypen, betecknad genom valet av viralt kapsidprotein under virusproduktion, leder till hög transduktionseffektivitet specifikt för hepatocyter (dvs. riktat genuttryck i levertumörmikromiljön)32. Vi har tidigare visat att Islr (immunoglobulin superfamily containing leucine-rich repeat) är en CAF-specifik gen som inducerar benmorfogenetiskt protein (BMP) signalering, minskar CRC-tumöroidtillväxt och främjar Lgr5+ intestinal stamcellsdifferentiering25. Vi testade om AAV8-medierat överuttryck av den cancerhämtande stromagenen, Islr, i hepatocyter kunde dämpa levermetastasprogressionen genom att utföra portalveninjektion av CRC-tumöroider hos AAV8-Islr-behandlade möss.

I detta dokument beskriver vi först injektionsproceduren för svansvenen i levertropiken AAV. Därefter beskriver vi en metod för tumöroidcellberedning och portalveninjektion i de AAV-behandlade mössen. Slutligen presenterar vi metoder för att övervaka metastatisk tumörprogression för att bedöma effekten av stroma-riktade terapier.

Protocol

Alla djurförsök i denna artikel granskades och godkändes av South Australian Health and Medical Research Institute Animal Ethics Committee (godkännandenummer, SAM322). 1. Injektion av svansven av adenoassocierat virus OBS: Adenoassocierat virus (AAV) bör hanteras som en biologisk fara enligt riktlinjerna för biosäkerhetsnivå 1. Se det publicerade protokollet för AAV-beredning, rening och titrering33. Hepatocyt-tropisk AAV, AAV8<sup cla…

Representative Results

För att inducera AAV-medierat överuttryck av en tumörbegränsande stromagen, Islr 4,25,43,44, i hepatocyter injicerade vi intravenöst Islr-kodande AAV8. 1,0 x 1011 virala genom (vg) av AAV8-Islr, eller som en kontroll, AAV8-mRuby2, injicerades i den vuxna mussvansvenen (figur 1A). Två veckor efter injektionen av s…

Discussion

I denna studie har vi visat att portalveninjektion av mus CRC-organoider reproducerbart genererar fibroblastrika levermetastaser som efterliknar histologiska egenskaper hos humana CRC-levermetastaser. Dessutom, i kombination med stroma-riktade terapier som AAV8-medierade genterapi, fungerar denna prekliniska modell som ett användbart verktyg för att bedöma terapeutiska effekter på musöverlevnad och tumörtillväxt.

Det finns åtminstone två kritiska steg i protokollet. För det första ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denna studie stöddes av bidrag från National Health and Medical Research Council (APP1156391 till D.L.W., S.L.W.) (APP1081852 till D.L.W., APP1140236 till S.L.W., APP1099283 till D.L.W.,); Cancer Council SA Beat Cancer Project på uppdrag av sina givare och delstatsregeringen i södra Australien genom Department of Health (MCF0418 till S.L.W., D.L.W.); ett bidrag till vetenskaplig forskning (B) (20H03467 till M.T.) på uppdrag av Japans ministerium för utbildning, kultur, idrott, vetenskap och teknik; AMED-CREST (Japan Agency for Medical Research and Development, Core Research for Evolutional Science and Technology (19gm0810007h0104 och 19gm1210008s0101 till A.E.); projektet för cancerforskning och terapeutisk evolution (P-CREATE) från AMED (19cm0106332h0002 till A.E.); Japan Society for the Promotion of Science Overseas Challenge Program for Young Researchers (till H.K.), Takeda Science Foundation Fellowship (till H.K.), Greaton International Ph.D. Scholarship (till H.K.), Lions Medical Research Foundation Scholarship (till K.G.).

Vi tackar Dr. Leszek Lisowski vid Vector and Genome Engineering Facility (VGEF), Children’s Medical Research Institute (CMRI) (NSW, AUSTRALIA) för att producera rekombinanta AAV-vektorer.

Materials

10% Formalin Sigma HT501128
15 mL centrifuge tube Corning 430791
33-gauge needle TSK LDS-33013 For portal vein injection
4-0 vicryl suture ETHICON J494G
40-µm cell strainer Corning 431750
5 mL Syringe BD 302130 Used to apply saline to the intestine after portal vein injection
50 mL centrifuge tube Corning 430829
50 mL syringe TERUMO SS*50LE Luer lock syringe for perfusion fixation
70% Isopropyl alcohol wipe Briemar 5730
Anaesthesia machine Darvall 9356
αSMA antibody DAKO M0851 Clone 1A4. 1/500 dilution for immunohistochemistry
Buprenorphine TROY N/A ilium Temvet Injection, 300 µg/ml Buprenorphine
Cotton buds Johnson & Johnson N/A Johnson's pure cotton bud applicators. Need to be autoclaved before use.
D-luciferin Biosynth L-8220
Electric shaver Sold by multiple suppliers
Forceps Sold by multiple suppliers
Hamilton syringe HAMILTON 81020 For portal vein injection
Heat box (animal warming chamber) Datesand MK3
Heat lamp Sold by multiple suppliers
Hemostatic sponge Pfizer 09-0891-04-015 Gelfoam absorbable gelatin sponge, USP, 12-7 mm
India ink Talens 44727000
Injection syringe and needle BD 326769 For tail vein injection
Islr probe (RNAscope) ACD 450041
Isoflurane Henry Schein 988-3244
IVIS Spectrum In Vivo Imaging System Perkin Elmer 124262
Living Image Software Perkin Elmer 128113
Matrigel Corning 356231
MRI fibrosis tool N/A N/A https://github.com/MontpellierRessourcesImagerie/imagej_macros_and_scripts/wiki/MRI_Fibrosis_Tool
Phosphate-buffered saline (PBS) Sigma D8537
RNAscope kit ACD 322300
Rodent restrainer Sold by multiple suppliers
Rosa26-Cas9 mouse The Jackson Laboratory 024858
Saline Pfizer PHA19042010
Scissors Sold by multiple suppliers
Skin staplers Able Scientific AS59028 9 mm wound clips
Stapler applicator Able Scientific AS59026 9 mm wound clip applicator
Stapler remover Able Scientific AS59037 Wound clip remover
Surgical drape Multigate 29-220
Surgical gauze Sentry Medical GS001
Topical anesthesia cream EMLA N/A EMLA 5% cream, 25 mg/g lignocaine and 25 mg/g prilocaine
TrypLE Express Gibco 12605028 Recombinant cell-dissociation enzyme mix
Y-27632 Tocris 1254
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Zarour, L. R., et al. Colorectal cancer liver metastasis: Evolving paradigms and future directions. Cell and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (2), 163-173 (2017).
  2. Peinado, H., et al. Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastases. Nature Reviews. Cancer. 17 (5), 302-317 (2017).
  3. Kobayashi, H., et al. Cancer-associated fibroblasts in gastrointestinal cancer. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 16 (5), 282-295 (2019).
  4. Mizutani, Y., et al. Meflin-positive cancer-associated fibroblasts inhibit pancreatic carcinogenesis. 암 연구학. 79 (20), 5367-5381 (2019).
  5. Gieniec, K. A., Butler, L. M., Worthley, D. L., Woods, S. L. Cancer-associated fibroblasts-heroes or villains. British Journal of Cancer. 121 (4), 293-302 (2019).
  6. Tauriello, D. V. F., et al. TGFbeta drives immune evasion in genetically reconstituted colon cancer metastasis. Nature. 554 (7693), 538-543 (2018).
  7. Calon, A., et al. Dependency of colorectal cancer on a TGF-beta-driven program in stromal cells for metastasis initiation. Cancer Cell. 22 (5), 571-584 (2012).
  8. Shen, Y., et al. Reduction of liver metastasis stiffness improves response to cevacizumab in metastatic colorectal cancer. Cancer Cell. 37 (6), 800-817 (2020).
  9. Romano, G., Chagani, S., Kwong, L. N. The path to metastatic mouse models of colorectal cancer. Oncogene. 37 (19), 2481-2489 (2018).
  10. Roper, J., et al. In vivo genome editing and organoid transplantation models of colorectal cancer and metastasis. Nature Biotechnology. 35 (6), 569-576 (2017).
  11. Lannagan, T. R. M., et al. Genetic editing of colonic organoids provides a molecularly distinct and orthotopic preclinical model of serrated carcinogenesis. Gut. 68 (4), 684-692 (2019).
  12. Lannagan, T. R., Jackstadt, R., Leedham, S. J., Sansom, O. J. Advances in colon cancer research: in vitro and animal models. Current Opinion in Genetics & Development. 66, 50-56 (2021).
  13. Soares, K. C., et al. A preclinical murine model of hepatic metastases. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (91), e51677 (2014).
  14. Yazdani, H. O., Tohme, S. Murine model of metastatic liver tumors in the setting of ischemia reperfusion injury. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (150), e59748 (2019).
  15. Frampas, E., et al. The intraportal injection model for liver metastasis: advantages of associated bioluminescence to assess tumor growth and influences on tumor uptake of radiolabeled anti-carcinoembryonic antigen antibody. Nuclear Medicine Communications. 32 (2), 147-154 (2011).
  16. O’Rourke, K. P., et al. Transplantation of engineered organoids enables rapid generation of metastatic mouse models of colorectal cancer. Nature Biotechnology. 35 (6), 577-582 (2017).
  17. Goddard, E. T., Fischer, J., Schedin, P. A portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (118), e54903 (2016).
  18. Lee, W. Y., Hong, H. K., Ham, S. K., Kim, C. I., Cho, Y. B. Comparison of colorectal cancer in differentially established liver metastasis models. Anticancer Research. 34 (7), 3321-3328 (2014).
  19. Kollmar, O., Schilling, M. K., Menger, M. D. Experimental liver metastasis: standards for local cell implantation to study isolated tumor growth in mice. Clinical & Experimental Metastasis. 21 (5), 453-460 (2004).
  20. McVeigh, L. E., et al. Development of orthotopic tumour models using ultrasound-guided intrahepatic injection. Scientific Reports. 9 (1), 9904 (2019).
  21. Engstrand, J., Nilsson, H., Stromberg, C., Jonas, E., Freedman, J. Colorectal cancer liver metastases – a population-based study on incidence, management and survival. BMC Cancer. 18 (1), 78 (2018).
  22. Thalheimer, A., et al. The intraportal injection model: a practical animal model for hepatic metastases and tumor cell dissemination in human colon cancer. BMC Cancer. 9, 29 (2009).
  23. Limani, P., et al. Selective portal vein injection for the design of syngeneic models of liver malignancy. American Journal of Physiology Gastrointestinal and Liver Physiology. 310 (9), 682-688 (2016).
  24. Lau, H. C. H., Kranenburg, O., Xiao, H., Yu, J. Organoid models of gastrointestinal cancers in basic and translational research. Nature Reviews. Gastroenterology & Hepatology. 17 (4), 203-222 (2020).
  25. Kobayashi, H., et al. The balance of stromal BMP signaling mediated by GREM1 and ISLR drives colorectal carcinogenesis. Gastroenterology. 160 (4), 1224-1239 (2021).
  26. Fumagalli, A., et al. Genetic dissection of colorectal cancer progression by orthotopic transplantation of engineered cancer organoids. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (12), 2357-2364 (2017).
  27. Fumagalli, A., et al. Plasticity of Lgr5-Negative Cancer Cells Drives Metastasis in Colorectal Cancer. Cell Stem Cell. 26 (4), 569-578 (2020).
  28. de Sousa e Melo, F., et al. A distinct role for Lgr5(+) stem cells in primary and metastatic colon cancer. Nature. 543 (7647), 676-680 (2017).
  29. Lee, J. W., et al. Hepatocytes direct the formation of a pro-metastatic niche in the liver. Nature. 567 (7747), 249-252 (2019).
  30. Dunbar, C. E., et al. Gene therapy comes of age. Science. 359 (6372), 4672 (2018).
  31. George, L. A., et al. Hemophilia B gene therapy with a high-specific-activity factor IX variant. The New England Journal of Medicine. 377 (23), 2215-2227 (2017).
  32. Colella, P., Ronzitti, G., Mingozzi, F. Emerging issues in AAV-mediated in vivo gene therapy. Molecular Therapy. Methods & Clinical Development. 8, 87-104 (2018).
  33. Fripont, S., Marneffe, C., Marino, M., Rincon, M. Y., Holt, M. G. Production, purification, and quality control for adeno-associated virus-based vectors. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e58960 (2019).
  34. Sands, M. S. AAV-mediated liver-directed gene therapy. Methods in Molecular Biology. 807, 141-157 (2011).
  35. O’Rourke, K. P., Ackerman, S., Dow, L. E., Lowe, S. W. Isolation, culture, and maintenance of mouse intestinal stem cells. Bio-protocol. 6 (4), 1733 (2016).
  36. Ellerstrom, C., Strehl, R., Noaksson, K., Hyllner, J., Semb, H. Facilitated expansion of human embryonic stem cells by single-cell enzymatic dissociation. Stem Cells. 25 (7), 1690-1696 (2007).
  37. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  38. Oshima, G., et al. Advanced animal model of colorectal metastasis in liver: Imaging techniques and properties of metastatic clones. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54657 (2016).
  39. Anker, J. F., Mok, H., Naseem, A. F., Thumbikat, P., Abdulkadir, S. A. A bioluminescent and fluorescent orthotopic syngeneic murine model of androgen-dependent and castration-resistant prostate cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (133), e57301 (2018).
  40. Baklaushev, V. P., et al. Luciferase expression allows bioluminescence imaging but imposes limitations on the orthotopic mouse (4T1) model of breast cancer. Scientific Reports. 7 (1), 7715 (2017).
  41. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (65), e3564 (2012).
  42. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
  43. Hara, A., et al. Roles of the mesenchymal stromal/stem cell marker meflin in cardiac tissue repair and the development of diastolic dysfunction. Circulation Research. 125 (4), 414-430 (2019).
  44. Hara, A., et al. Meflin defines mesenchymal stem cells and/or their early progenitors with multilineage differentiation capacity. Genes to Cells. 26 (7), 495-512 (2021).
  45. Wang, H., et al. RNAscope for in situ detection of transcriptionally active human papillomavirus in head and neck squamous cell carcinoma. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (85), e51426 (2014).
  46. Lattouf, R., et al. Picrosirius red staining: a useful tool to appraise collagen networks in normal and pathological tissues. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 62 (10), 751-758 (2014).
  47. Lugli, A., et al. Recommendations for reporting tumor budding in colorectal cancer based on the International Tumor Budding Consensus Conference (ITBCC) 2016. Modern Pathology. 30 (9), 1299-1311 (2017).
  48. Sangisetty, S. L., Miner, T. J. Malignant ascites: A review of prognostic factors, pathophysiology and therapeutic measures. World Journal of Gastrointest Surgery. 4 (4), 87-95 (2012).
  49. Jung, B., Staudacher, J. J., Beauchamp, D. Transforming growth factor beta superfamily signaling in development of colorectal cancer. Gastroenterology. 152 (1), 36-52 (2017).
  50. Hapach, L. A., Mosier, J. A., Wang, W., Reinhart-King, C. A. Engineered models to parse apart the metastatic cascade. NPJ Precision Oncology. 3, 20 (2019).
  51. Jackstadt, R., et al. Epithelial NOTCH signaling rewires the tumor microenvironment of colorectal cancer to drive poor-prognosis subtypes and metastasis. Cancer Cell. 36 (3), 319-336 (2019).
  52. Lo, Y. -. H., Karlsson, K., Kuo, C. J. Applications of organoids for cancer biology and precision medicine. Nature Cancer. 1 (8), 761-773 (2020).
  53. van de Wetering, M., et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell. 161 (4), 933-945 (2015).
  54. Ben-David, U., et al. Genetic and transcriptional evolution alters cancer cell line drug response. Nature. 560 (7718), 325-330 (2018).
  55. Kattenhorn, L. M., et al. Adeno-associated virus gene therapy for liver disease. Human Gene Therapy. 27 (12), 947-961 (2016).

Tags

Portal VeinColorectal CancerLiver MetastasisTumor StromaOrganoidsTumoroidsCASTumor MicroenvironmentMouse ModelSurgical ProcedureBuprenorphineAnesthesiaIncisionPeritoneum
check_url/kr/62630?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kobayashi, H., Gieniec, K. A., Ng, J. Q., Goyne, J., Lannagan, T. R. M., Thomas, E. M., Radford, G., Wang, T., Suzuki, N., Ichinose, M., Wright, J. A., Vrbanac, L., Burt, A. D., Takahashi, M., Enomoto, A., Worthley, D. L., Woods, S. L. Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma. J. Vis. Exp. (175), e62630, doi:10.3791/62630 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image