Summary

Bruke tidsbestemt proteinindusert fluorescensforbedring for å identifisere stabile lokale konformasjoner En α-Synuclein Monomer om gangen

Published: May 30, 2021
doi:

Summary

Tidsavklart proteinindusert fluorescensforbedring med ett molekyl er en nyttig fluorescensspektroskopisk nærhetssensor som er følsom for lokale strukturelle endringer i proteiner. Her viser vi at den kan brukes til å avdekke stabile lokale konformasjoner i α-Synuclein, som ellers kalles globulært ustrukturert og ustabilt når den måles ved hjelp av FRET-linjalen med lengre rekkevidde.

Abstract

Ved hjelp av spektroskopiske herskere for å spore flere konformasjoner av enkeltbiomolekyler og deres dynamikk har revolusjonert forståelsen av strukturell dynamikk og dens bidrag til biologi. Mens den FRET-baserte linjalen rapporterer om interfargeavstander i 3-10 nm-serien, rapporterer andre spektroskopiske teknikker, for eksempel proteinindusert fluorescensforbedring (PIFE), om nærheten mellom et fargestoff og en proteinoverflate i det kortere 0-3 nm-området. Uavhengig av valgmetoden, henter bruken i å måle fritt diffuserende biomolekyler en om gangen histogrammer av den eksperimentelle parameteren som gir separate sentralt fordelte underpopulasjoner av biomolekyler, hvor hver underpopulasjon representerer enten en enkelt konformasjon som forble uendret innen millisekunder, eller flere konformasjoner som interkonverterer mye raskere enn millisekunder, og dermed en gjennomsnittlig sub-ut underpopulasjon. I enkeltmolekylet FRET, hvor den rapporterte parameteren i histogrammer er den mellomfargede FRET-effektiviteten, ble et iboende uordnet protein, som α-Synuclein monomer i buffer, tidligere rapportert å vise en enkelt gjennomsnittlig underpopulasjon av flere konformasjoner som interkonverterer raskt. Mens disse tidligere funnene avhenger av 3-10 nm-serien til den FRET-baserte linjalen, forsøkte vi å sette dette proteinet på prøve ved hjelp av enkeltmolekyl pife, hvor vi sporer fluorescenslevetiden til stedsspesifikke sCy3-merkede α-Synuclein-proteiner en om gangen. Interessant nok, ved hjelp av denne kortere rekkeviddespektroskopiske nærhetssensoren, viser sCy3-merkede α-Synuclein flere livsunderpopulasjoner med tydelig forskjellige gjennomsnittlige levetider som interkonverterer i 10-100 ms. Disse resultatene viser at selv om α-Synuclein kan være uorden globalt, oppnår det likevel stabile lokale strukturer. Oppsummert fremhever vi i dette arbeidet fordelen ved å bruke forskjellige spektroskopiske nærhetssensorer som sporer lokale eller globale strukturelle endringer en biomolekyl om gangen.

Introduction

I løpet av de siste to tiårene har fluorescensbaserte metoder med ett molekyl blitt et kraftig verktøy for måling av biomolekyler1,2, som undersøker hvordan forskjellige biomolekylære parametere distribueres, samt hvordan de dynamisk interkonverterer mellom forskjellige underpopulasjoner av disse parametrene ved sub-millisekunders oppløsning3,4,5. Parametrene i disse teknikkene inkluderer energioverføringseffektiviteten i FRET-målinger 6,7, fluorescensanisotropi8,9, fluorescens kvanteutbytter og levetider10,11, som en funksjon av forskjellige fluorescens slukke12 eller forbedring13 mekanismer. En av disse mekanismene, bedre kjent som proteinindusert fluorescensforbedring (PIFE)14 introduserer forbedringen av fluorescens kvanteutbytte og levetid som en funksjon av sterisk obstruksjon til fri isomerisering av fluoroforen når den er i spent tilstand, forårsaket av proteinoverflater i nærheten avfargestoffet 14,15,16,17,18,19 . Både FRET og PIFE regnes som spektroskopiske linjaler eller nærhetssensorer siden deres målte parameter er direkte knyttet til et romlig mål innenfor den merkede biomolekylen under måling. Mens FRET-effektiviteten er relatert til avstanden mellom et par fargestoffer innenfor et område på 3-10 nm20, øker PIFE-sporene i fluorescens kvanteutbytter eller levetider relatert til avstanden mellom fargestoffet og en overflate av et nærliggende protein i området 0-3 nm19.

Enkeltmolekyl fret har blitt mye brukt for å gi strukturell innsikt i mange forskjellige proteinsystemer, inkludert iboende uordnede proteiner (IDPs)21, for eksempel α-Synuclein (α-Syn)22. α-Syn kan danne bestilte strukturer etter binding til forskjellige biomolekyler og under forskjellige forhold23,24,25,26,27,28,29,30. Men når den er ubundet, er α-Syn monomer preget av høy konformasjons heterogenitet med raskt mellomkonverterende konformasjoner31,32.

Konformasjonene til α-Syn har blitt studert tidligere ved hjelp av ulike teknikker som hjelper til med å identifisere konformasjonsdynamikk i slike svært heterogene og dynamiske proteinsystemer33,34,35,36,37,38,39. Interessant, enkeltmolekyl FRET (smFRET) målinger av α-Syn i buffer rapporterte en enkelt FRET-populasjon39,40 som er et resultat av tidsgjennomsnitt av konformasjoner dynamisk interkonverterer til tider mye raskere enn den typiske diffusjonstiden til α-Syn gjennom det konfokale stedet (ganger så raskt som få mikrosekunder og enda raskere enn det, i forhold til typiske millisekunder diffusjonstider) ,40 41. Ved hjelp av en FRET spektroskopisk linjal med 3-10 nm avstandsfølsomhet rapporterer imidlertid noen ganger bare om generelle strukturelle endringer i et lite protein som α-Syn. Enkeltmolekylmålinger ved hjelp av spektroskopiske nærhetssensorer med kortere avstandsfølsomhet har potensial til å rapportere om dynamikken i lokale strukturer. Her utfører vi pife-målinger av α-Syn og identifiserer ulike underpopulasjoner av fluorescenslevetider som kartlegger ulike lokale strukturer med overganger mellom dem så sakte som 100 ms. Dette arbeidet oppsummerer tidsavklarte smPIFE-målinger av fritt diffuserende α-Syn-molekyler en om gangen, i buffer og når de er bundet til SDS-baserte membraner som en kortdistanse enkeltmolekylspektroskopisk nærhetssensor.

Protocol

1. Plasmid transformasjon Tilberedning av 0,5 L SOC-medium Vei 10 g trypton, 2,5 g gjærekstrakt, 0,25 g natriumklorid (NaCl), 0,1 g kaliumklorid (KCl). Tilsett dobbelt destillert vann (DDW) til totalt volum på 0,5 L. Juster til pH 7 ved å tilsette natriumhydroksid (NaOH). Forbered lager aliquots på 100 ml og autoklav. Før bruk tilsettes 0,5 ml steril magnesiumklorid (MgCl2) og 1,8 ml steril glukose til 100 ml SOC. Tine BL…

Representative Results

Som en IDP, når den ikke er bundet til en annen biomolekyl, viser α-Syn strukturell dynamikk mellom flere konformasjoner, med overganger ved få mikroseconds40 og til og med på hundrevis av nanoseconds41. Når α-Syn krysser det konfiske stedet, kan det gjennomgå tusenvis av overganger mellom konformasjoner. Faktisk var dette tilfelle da smFRET ble brukt39,40. Her utfører vi smPIFE-målinger for å undersøke d…

Discussion

Omfattende biokjemiske og biofysiske studier ble utført for å studere de strukturelle egenskapene til α-Syn og dens uordnede natur33,34,35,36,37,38. Flere arbeider har allerede brukt fritt diffuserende smFRET for å undersøke den intramolekylære dynamikken i α-Syn monomer fri for binding. Disse verkene rapporterte den h…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

PT-t7 plasmidkodingen A56C α-Syn mutant ble gitt til oss som en gave fra Dr. Asaf Grupi, Dr. Dan Amir og Dr. Elisha Haas. Denne artikkelen ble støttet av National Institutes of Health (NIH, gi R01 GM130942 til E.L. som en subaward), Israel Science Foundation (tilskudd 3565/20 i KillCorona – Curbing Coronavirus Research Program), Milner Fund og Det hebraiske universitetet i Jerusalem (oppstartsmidler).

Materials

Amicon Ultra-15 Centrifugal Filter Units Merc C7715 cutoff: 100 kDa
ammonium sulfate Sigma-Aldrich A4418
BSA Sigma-Aldrich A9647
cysteamine Sigma-Aldrich 30070
dialysis bags – MEGA GeBaFlex-tube Gene Bio-Application MEGA320
dithiothreitol (DTT) Sigma-Aldrich 43815
ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) Sigma-Aldrich E5134
Fast SeeBand staining solution Gene Bio-Application SB050
Glycine Sigma-Aldrich 50046
D-Glucose Sigma-Aldrich G7021
HEPES Sigma-Aldrich 54457
HiTrap Desalting 5 mL Sigma-Aldrich GE17-1408
6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchroman-2-carboxylic acid (TROLOX) Sigma-Aldrich 238813
isopropyl β-d-1-thiogalactopyranoside (IPTG) Sigma-Aldrich I5502
LB broth Sigma-Aldrich L3152
Magnesium chloride Sigma-Aldrich 63068
MonoQ column Sigma-Aldrich 54807
protein LoBind tube Sigma-Aldrich EP0030108094 0.5 mL
Rinse a µ-slide 18 Ibidi 81816
SDS Sigma-Aldrich 75746
Sodium acetate Sigma-Aldrich S2889
Sodium hydroxide Sigma-Aldrich S8045
Sodium phosphate monobasic monohydrate Sigma-Aldrich 71507
Sterile Cell spreaders, Drigalski spatulas mini-plast 815-004-05-001
streptomycin sulfate Sigma-Aldrich S9137
sulfo-Cy3 maleimide abcam ab146493
Tris(2-carboxyethyl)phosphine hydrochloride (TCEP) Sigma-Aldrich 75259
Tris-HCl Sigma-Aldrich 93363
Tryptone Sigma-Aldrich T7293
Yeast Extract Sigma-Aldrich Y1625

References

  1. Gust, A., et al. A starting point for fluorescence-based single-molecule measurements in biomolecular research. Molecules. 19 (10), 15824-15865 (2014).
  2. Weiss, S. Fluorescence spectroscopy of single biomolecules. Science. 283 (5408), 1676-1683 (1999).
  3. Haran, G. Single-molecule fluorescence spectroscopy of biomolecular folding. Journal of Physics Condensed Matter. 15 (32), R1291 (2003).
  4. Schuler, B., Lipman, E. A., Eaton, W. A. Probing the free-energy surface for protein folding with single-molecule fluorescence spectroscopy. Nature. 419 (6908), 743-747 (2002).
  5. Michalet, X., Weiss, S., Jäger, M. Single-molecule fluorescence studies of protein folding and conformational dynamics. Chemical Reviews. 106 (5), 1785-1813 (2006).
  6. Ha, T., Enderle, T., Ogletree, D. F., Chemla, D. S., Selvin, P. R., Weiss, S. Probing the interaction between two single molecules: Fluorescence resonance energy transfer between a single donor and a single acceptor. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (13), 6264-6268 (1996).
  7. Deniz, A. A., et al. Single-molecule protein folding: Diffusion fluorescence resonance energy transfer studies of the denaturation of chymotrypsin inhibitor 2. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (10), 5179-5184 (2000).
  8. Bialik, C. N., Wolf, B., Rachofsky, E. L., Ross, J. B. A., Laws, W. R. Dynamics of biomolecules: Assignment of local motions by fluorescence anisotropy decay. Biophysical Journal. 75 (5), 2564-2573 (1998).
  9. Jameson, D. M., Sawyer, W. H. Fluorescence anisotropy applied to biomolecular interactions. Methods in Enzymology. 246, 283-300 (1995).
  10. Kempe, D., Schöne, A., Fitter, J., Gabba, M. Accurate Fluorescence Quantum Yield Determination by Fluorescence Correlation Spectroscopy. Journal of Physical Chemistry B. 119 (13), 4668-4672 (2015).
  11. Callis, P. R., Liu, T. Quantitative Prediction of Fluorescence Quantum Yields for Tryptophan in Proteins. Journal of Physical Chemistry B. 108, 4248-4259 (2004).
  12. Lehrer, S. S. Solute Perturbation of Protein Fluorescence. The Quenching of the Tryptophyl Fluorescence of Model Compounds and of Lysozyme by Iodide Ion. 생화학. 10 (17), 3254-3263 (1971).
  13. Xie, K. X., Liu, Q., Jia, S. S., Xiao, X. X. Fluorescence enhancement by hollow plasmonic assembly and its biosensing application. Analytica Chimica Acta. 1144, 96-101 (2021).
  14. Stennett, E. M. S., Ciuba, M. A., Lin, S., Levitus, M. Demystifying PIFE: The Photophysics behind the Protein-Induced Fluorescence Enhancement Phenomenon in Cy3. Journal of Physical Chemistry Letters. 6 (10), 1819-1823 (2015).
  15. Nguyen, B., Ciuba, M. A., Kozlov, A. G., Levitus, M., Lohman, T. M. Protein Environment and DNA Orientation Affect Protein-Induced Cy3 Fluorescence Enhancement. Biophysical Journal. 117 (1), 66-73 (2019).
  16. Song, D., Graham, T. G. W., Loparo, J. J. A general approach to visualize protein binding and DNA conformation without protein labelling. Nature Communications. 7, 10976 (2016).
  17. Ploetz, E., et al. Förster resonance energy transfer and protein-induced fluorescence enhancement as synergetic multi-scale molecular rulers. Scientific Reports. 6, 33257 (2016).
  18. Hwang, H., Myong, S. Protein induced fluorescence enhancement (PIFE) for probing protein-nucleic acid interactions. Chemical Society Reviews. 43 (4), 1221-1229 (2014).
  19. Hwang, H., Kim, H., Myong, S. Protein induced fluorescence enhancement as a single molecule assay with short distance sensitivity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (18), 7414-7418 (2011).
  20. Ray, P. C., Fan, Z., Crouch, R. A., Sinha, S. S., Pramanik, A. Nanoscopic optical rulers beyond the FRET distance limit: Fundamentals and applications. Chemical Society Reviews. 43, 6370-6404 (2014).
  21. Chen, H., Rhoades, E. Fluorescence characterization of denatured proteins. Current Opinion in Structural Biology. 18 (4), 516-524 (2008).
  22. Alderson, T. R., Markley, J. L. Biophysical characterization of α-synuclein and its controversial structure. Intrinsically Disordered Proteins. 1 (1), 18-39 (2013).
  23. Mane, J. Y., Stepanova, M. Understanding the dynamics of monomeric, dimeric, and tetrameric α-synuclein structures in water. FEBS Open Bio. 6 (7), 666-686 (2016).
  24. Wang, W., et al. A soluble α-synuclein construct forms a dynamic tetramer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (43), 17797-17802 (2011).
  25. Bartels, T., Choi, J. G., Selkoe, D. J. α-Synuclein occurs physiologically as a helically folded tetramer that resists aggregation. Nature. 477 (7362), 107-110 (2011).
  26. Ulmer, T. S., Bax, A., Cole, N. B., Nussbaum, R. L. Structure and dynamics of micelle-bound human α-synuclein. Journal of Biological Chemistry. 280 (10), 9595-9603 (2005).
  27. Georgieva, E. R., Ramlall, T. F., Borbat, P. P., Freed, J. H., Eliezer, D. Membrane-bound α-synuclein forms an extended helix: Long-distance pulsed ESR measurements using vesicles, bicelles, and rodlike micelles. Journal of the American Chemical Society. 130 (39), 12856-12857 (2008).
  28. Trexler, A. J., Rhoades, E. α-Synuclein binds large unilamellar vesicles as an extended helix. 생화학. 48 (11), 2304-2306 (2009).
  29. Stephens, A. D., Zacharopoulou, M., Kaminski Schierle, G. S. The Cellular Environment Affects Monomeric α-Synuclein Structure. Trends in Biochemical Sciences. 44 (5), 453-466 (2019).
  30. Illes-Toth, E., Dalton, C. F., Smith, D. P. Binding of dopamine to alpha-synuclein is mediated by specific conformational states. Journal of the American Society for Mass Spectrometry. 24 (9), 1346-1354 (2013).
  31. Frimpong, A. K., Abzalimov, R. R., Uversky, V. N., Kaltashov, I. A. Characterization of intrinsically disordered proteins with electrospray inization mass spectrometry: Conformationl heterogeneity of α-synuciein. Proteins: Structure, Function and Bioinformatics. 78 (3), 714-722 (2010).
  32. Sandal, M., et al. Conformational equilibria in monomeric α-synuclein at the single-molecule level. PLoS Biology. 6 (1), e6 (2008).
  33. Brodie, N. I., Popov, K. I., Petrotchenko, E. V., Dokholyan, N. V., Borchers, C. H. Conformational ensemble of native α-synuclein in solution as determined by short-distance crosslinking constraint-guided discrete molecular dynamics simulations. PLoS Computational Biology. 15 (3), e1006859 (2019).
  34. Ullman, O., Fisher, C. K., Stultz, C. M. Explaining the structural plasticity of α-synuclein. Journal of the American Chemical Society. 133 (48), 19536-19546 (2011).
  35. Binolfi, A., Theillet, F. X., Selenko, P. Bacterial in-cell NMR of human α-synuclein: A disordered monomer by nature?. Biochemical Society Transactions. 40 (5), 950-954 (2012).
  36. Waudby, C. A., et al. In-Cell NMR Characterization of the Secondary Structure Populations of a Disordered Conformation of α-Synuclein within E. coli Cells. PLoS ONE. 8 (8), e72286 (2013).
  37. Yu, J., Malkova, S., Lyubchenko, Y. L. α-Synuclein Misfolding: Single Molecule AFM Force Spectroscopy Study. Journal of Molecular Biology. 384 (4), 992-1001 (2008).
  38. Guerrero-Ferreira, R., Kovacik, L., Ni, D., Stahlberg, H. New insights on the structure of alpha-synuclein fibrils using cryo-electron microscopy. Current Opinion in Neurobiology. 61, 89-95 (2020).
  39. Trexler, A. J., Rhoades, E. Single molecule characterization of α-synuclein in aggregation-prone states. Biophysical Journal. 99 (9), 3048-3055 (2010).
  40. Ferreon, A. C. M., Gambin, Y., Lemke, E. A., Deniz, A. A. Interplay of α-synuclein binding and conformational switching probed by single-molecule fluorescence. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (14), 5645-5650 (2009).
  41. Rezaei-Ghaleh, N., et al. Local and Global Dynamics in Intrinsically Disordered Synuclein. Angewandte Chemie – International Edition. 57 (46), 15262-15266 (2018).
  42. Ingargiola, A., Laurence, T., Boutelle, R., Weiss, S., Michalet, X. Photon-HDF5: An Open File Format for Timestamp-Based Single-Molecule Fluorescence Experiments. Biophysical Journal. 110 (1), 26-33 (2016).
  43. Ingargiola, A., Lerner, E., Chung, S. Y., Weiss, S., Michalet, X. FRETBursts: An open source toolkit for analysis of freely-diffusing Single-molecule FRET. PLoS ONE. 11 (8), e0160716 (2016).
  44. Ingargiola, A., et al. Multispot single-molecule FRET: Highthroughput analysis of freely diffusing molecules. PLoS ONE. 12 (4), e0175766 (2017).
  45. Eggeling, C., Fries, J. R., Brand, L., Günther, R., Seidel, C. A. M. Monitoring conformational dynamics of a single molecule by selective fluorescence spectroscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 95 (4), 1556-1561 (1998).
  46. Fries, J. R., Brand, L., Eggeling, C., Köllner, M., Seidel, C. A. M. Quantitative identification of different single molecules by selective time-resolved confocal fluorescence spectroscopy. Journal of Physical Chemistry A. 102, 6601-6613 (1998).
  47. Hoffmann, A., et al. Quantifying heterogeneity and conformational dynamics from single molecule FRET of diffusing molecules: Recurrence analysis of single particles (RASP). Physical Chemistry Chemical Physics. 13 (5), 1857-1871 (2011).
  48. Eakin, C. M., Berman, A. J., Miranker, A. D. A native to amyloidogenic transition regulated by a backbone trigger. Nature Structural and Molecular Biology. 13 (3), 202-208 (2006).
  49. Jahn, T. R., Parker, M. J., Homans, S. W., Radford, S. E. Amyloid formation under physiological conditions proceeds via a native-like folding intermediate. Nature Structural and Molecular Biology. 13 (3), 195-201 (2006).
  50. Chen, D., et al. Tau local structure shields an amyloid-forming motif and controls aggregation propensity. Nature Communications. 10 (1), 2493 (2019).
  51. Lerner, E., Ploetz, E., Hohlbein, J., Cordes, T., Weiss, S. A Quantitative Theoretical Framework for Protein-Induced Fluorescence Enhancement-Förster-Type Resonance Energy Transfer (PIFE-FRET). Journal of Physical Chemistry. B. 120 (26), 6401-6410 (2016).
  52. Valuchova, S., Fulnecek, J., Petrov, A. P., Tripsianes, K., Riha, K. A rapid method for detecting protein-nucleic acid interactions by protein induced fluorescence enhancement. Scientific Reports. 6, 39653 (2016).
  53. Qiu, Y., Myong, S. Single-Molecule Imaging With One Color Fluorescence. Methods in Enzymology. 581, 33-51 (2016).
  54. Lerner, E., et al. Toward dynamic structural biology: Two decades of single-molecule Förster resonance energy transfer. Science. 359 (6373), eaan1133 (2018).
  55. Lerner, E., et al. FRET-based dynamic structural biology: Challenges, perspectives and an appeal for open-science practices. Elife. 10, e60416 (2021).
  56. Wang, W., et al. A soluble α-synuclein construct forms a dynamic tetramer. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (43), 17797-17802 (2011).
  57. Bartels, T., Choi, J. G., Selkoe, D. J. α-Synuclein occurs physiologically as a helically folded tetramer that resists aggregation. Nature. 477 (7362), 107-110 (2011).
  58. Ulmer, T. S., Bax, A., Cole, N. B., Nussbaum, R. L. Structure and dynamics of micelle-bound human α-synuclein. Journal of Biological Chemistry. 280 (10), 9595-9603 (2005).
  59. Georgieva, E. R., Ramlall, T. F., Borbat, P. P., Freed, J. H., Eliezer, D. Membrane-bound α-synuclein forms an extended helix: Long-distance pulsed ESR measurements using vesicles, bicelles, and rodlike micelles. Journal of the American Chemical Society. 130 (39), 12856-12857 (2008).
  60. Chen, J., et al. The structural heterogeneity of α-synuclein is governed by several distinct subpopulations with interconversion times slower than milliseconds. Structure. 29 (9), (2021).
check_url/kr/62655?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Zaer, S., Lerner, E. Utilizing Time-Resolved Protein-Induced Fluorescence Enhancement to Identify Stable Local Conformations One α-Synuclein Monomer at a Time. J. Vis. Exp. (171), e62655, doi:10.3791/62655 (2021).

View Video