Open-Source-Toolkit: Benchtop-Kohlefaser-Mikroelektroden-Array für Nervenaufzeichnung
Summary
Hier beschreiben wir die Herstellungsmethodik für anpassbare Kohlefaser-Elektrodenarrays zur Aufzeichnung in vivo in Nerv und Gehirn.
Abstract
Herkömmliche periphere Nervensonden werden hauptsächlich in einem Reinraum hergestellt und erfordern den Einsatz mehrerer teurer und hochspezialisierter Werkzeuge. Dieser Artikel stellt einen Reinraum-“leichten” Herstellungsprozess von neuronalen Elektrodenarrays aus Kohlefaser vor, der von einem unerfahrenen Reinraumbenutzer schnell erlernt werden kann. Dieser Prozess zur Herstellung von Kohlefaser-Elektrodenarrays erfordert nur ein Reinraumwerkzeug, eine Parylene C-Abscheidungsmaschine, die schnell erlernt oder zu Grenzkosten an eine kommerzielle Verarbeitungsanlage ausgelagert werden kann. Dieser Herstellungsprozess umfasst auch die manuelle Bestückung von Leiterplatten, Isolierung und Spitzenoptimierung.
Die drei verschiedenen Hier untersuchten Spitzenoptimierungen (Nd:YAG-Laser, Lötlampe und UV-Laser) führen zu einer Reihe von Spitzengeometrien und 1-kHz-Impedanzen, wobei gebläselte Fasern zu der niedrigsten Impedanz führen. Während frühere Experimente die Wirksamkeit von Laser- und Lötlampenelektroden bewiesen haben, zeigt dieses Papier auch, dass UV-lasergeschnittene Fasern neuronale Signale in vivo aufzeichnen können. Bestehende Kohlefaser-Arrays haben entweder keine individuierten Elektroden zugunsten von Bündeln oder erfordern reinraumgefertigte Führungen für Die Bevölkerung und Isolierung. Die vorgeschlagenen Arrays verwenden nur Werkzeuge, die auf einem Benchtop für die Faserpopulation verwendet werden können. Dieser Herstellungsprozess für Kohlefaserelektrodenarrays ermöglicht eine schnelle Anpassung der Bulk-Array-Herstellung zu einem reduzierten Preis im Vergleich zu kommerziell erhältlichen Sonden.
Introduction
Ein Großteil der neurowissenschaftlichen Forschung beruht auf der Aufzeichnung neuronaler Signale mittels Elektrophysiologie (ePhys). Diese neuronalen Signale sind entscheidend für das Verständnis der Funktionen neuronaler Netze und neuartiger medizinischer Behandlungen wie Gehirnmaschine und periphere Nervenschnittstellen1,2,3,4,5,6. Die Forschung rund um periphere Nerven erfordert maßgeschneiderte oder kommerziell erhältliche neuronale Aufzeichnungselektroden. Neuronale Aufzeichnungselektroden – einzigartige Werkzeuge mit Mikrometerabmessungen und zerbrechlichen Materialien – erfordern einen speziellen Satz von Fähigkeiten und Geräten für die Herstellung. Eine Vielzahl von spezialisierten Sonden wurde für spezifische Endanwendungen entwickelt; Dies bedeutet jedoch, dass Experimente um derzeit verfügbare kommerzielle Sonden herum entworfen werden müssen, oder ein Labor muss in die Entwicklung einer spezialisierten Sonde investieren, was ein langwieriger Prozess ist. Aufgrund der großen Vielfalt der neuronalen Forschung im peripheren Nerv besteht eine hohe Nachfrage nach einer vielseitigen ePhys-Sonde4,7,8. Eine ideale ePhys-Sonde würde eine kleine Aufnahmestelle, eine niedrige Impedanz9 und einen finanziell realistischen Preispunkt für die Implementierung in einem System aufweisen3.
Aktuelle kommerzielle Elektroden neigen dazu, entweder extraneurale oder Manschettenelektroden (Neural Cuff10, MicroProbes Nerve Cuff Electrode11) zu sein, die außerhalb des Nervs sitzen, oder intrafaszikulär, die in den Nerv eindringen und innerhalb des Faszikels von Interesse sitzen. Da manschettenelektroden jedoch weiter von den Fasern entfernt sitzen, nehmen sie mehr Lärm von nahe gelegenen Muskeln und anderen Faszikeln auf, die möglicherweise nicht das Ziel sind. Diese Sonden neigen auch dazu, den Nerv einzuengen, was zu Biofouling – einer Ansammlung von Gliazellen und Narbengewebe – an der Elektrodenschnittstelle führen kann, während das Gewebe heilt. Intrafaszikuläre Elektroden (wie LIFE12, TIME13 und Utah Arrays14) bieten den Vorteil der Faszikelselektivität und haben ein gutes Signal-Rausch-Verhältnis, was bei der Unterscheidung von Signalen für die Maschinenschnittstelle wichtig ist. Diese Sonden haben jedoch Probleme mit der Biokompatibilität, wobei sich die Nerven im Laufe der Zeit verformen3,15,16. Wenn sie kommerziell gekauft werden, haben beide Sonden statische Designs ohne Option für eine experimentspezifische Anpassung und sind für neuere Labore kostspielig.
Als Reaktion auf die hohen Kosten und Biokompatibilitätsprobleme anderer Sonden können Kohlefaserelektroden neurowissenschaftlichen Labors die Möglichkeit bieten, ihre eigenen Sonden zu bauen, ohne dass spezielle Geräte erforderlich sind. Kohlefasern sind ein alternatives Aufnahmematerial mit einem kleinen Formfaktor, der eine geringe Beschädigung ermöglicht. Kohlefasern bieten eine bessere Biokompatibilität und eine wesentlich geringere Narbenreaktion als Silizium17,18,19 ohne die intensive Reinraumverarbeitung5,13,14. Carbonfasern sind flexibel, langlebig, lassen sich leicht in andere Biomaterialien integrieren19 und können von Nerve7,20 durchdringen und aufzeichnen. Trotz der vielen Vorteile von Carbonfasern empfinden viele Labore die manuelle Herstellung dieser Arrays als mühsam. Einige Gruppen21 kombinieren Kohlenstofffasern zu Bündeln, die zusammen zu einem größeren Durchmesser (~200 μm) führen; Unseres Wissens wurden diese Bündel jedoch nicht in Nerven verifiziert. Andere haben individuierte Kohlefaser-Elektrodenarrays hergestellt, obwohl ihre Methoden reinraumgefertigte Kohlefaserführungen22,23,24 und Geräte zum Bestücken ihrer Arrays erfordern17,23,24. Um dies zu beheben, schlagen wir eine Methode zur Herstellung eines Kohlefaser-Arrays vor, das auf dem Labortisch durchgeführt werden kann und spontane Modifikationen ermöglicht. Das resultierende Array behält individuierte Elektrodenspitzen ohne spezielle Faserbesiedlungswerkzeuge bei. Zusätzlich werden mehrere Geometrien vorgestellt, um den Anforderungen des Forschungsexperiments gerecht zu werden. Aufbauend auf früheren Arbeiten8,17,22,25 bietet dieses Dokument detaillierte Methoden zum manuellen Erstellen und Ändern verschiedener Array-Stile mit minimalem Reinraumschulungszeit.
Protocol
Representative Results
Discussion
Materialsubstitutionen
Während alle verwendeten Materialien in der Materialtabelle zusammengefasst sind, müssen nur sehr wenige der Materialien von bestimmten Anbietern stammen. Das Flex Array-Board muss vom aufgeführten Anbieter stammen, da dieses das einzige Unternehmen ist, das das flexible Board drucken kann. Der Flex Array Connector muss ebenfalls bei dem aufgeführten Anbieter bestellt werden, da es sich um einen proprietären Connector handelt. Parylen C wird als Isoliermate…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Neurological Disorders and Stroke (UF1NS107659 und UF1NS115817) und der National Science Foundation (1707316) finanziell unterstützt. Die Autoren würdigen die finanzielle Unterstützung des University of Michigan College of Engineering und die technische Unterstützung des Michigan Center for Materials Characterization und des Van Vlack Undergraduate Laboratory. Die Autoren danken Dr. Khalil Najafi für den Einsatz seines Nd:YAG-Lasers und der Lurie Nanofabrication Facility für den Einsatz ihrer Parylene C-Abscheidungsmaschine. Wir möchten uns auch bei Specialty Coating Systems (Indianapolis, IN) für ihre Hilfe bei der kommerziellen Beschichtungsvergleichsstudie bedanken.
Materials
| 3 prong clams | 05-769-6Q | Fisher | Qty: 2 Unit Cost (USD): 20 |
| 3,4-ethylenedioxythiophene (25 g) (PEDOT) |
96618 | Sigma-Aldrich | Qty: 1 Unit Cost (USD): 102 |
| 353ND-T Epoxy (8oz)++ (ZIF and Wide Board Only) |
353ND-T/8OZ | Epoxy Technology | Qty: 1 Unit Cost (USD): 48 |
| Ag/AgCl (3M NaCl) Reference Electrode (pack of 3) | 50-854-570 | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 100 |
| Autolab | PGSTAT12 | Metrohm | |
| Blowtorch | 1WG61 | Grainger | Qty: 1 Unit Cost (USD): 36 |
| Carbon Fibers | T-650/35 3K | Cytec Thornel | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Carbon tape | NC1784521 | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 27 |
| Cotton Tipped Applicator | WOD1002 | MediChoice | Qty: 1 Unit Cost (USD): 0.57 |
| Delayed Set Epoxy++ | 1FBG8 | Grainger | Qty: 1 Unit Cost (USD): 3 |
| DI Water | n/a | n/a | Qty: n/a Unit Cost (USD): n/a |
| Dumont Tweezers #5 | 50-822-409 | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 73 |
| Flex Array** | n/a | MicroConnex | Qty: 1 Unit Cost (USD): 68 |
| Flux | SMD291ST8CC | DigiKey | Qty: 1 Unit Cost (USD): 13 |
| Glass Capillaries (pack of 350) | 50-821-986 | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 60 |
| Glass Dish | n/a | n/a | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Hirose Connector (ZIF Only) |
H3859CT-ND | DigiKey | Qty: 2 Unit Cost (USD): 2 |
| Light-resistant Glass Bottle | n/a | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Micropipette Heating Filiment | FB315B | Sutter Instrument Co | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Micropipette Puller | P-97 | Sutter Instrument Co | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Nitrile Gloves (pack of 200) | 19-041-171C | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 47 |
| Offline Sorter software | n/a | Plexon | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Omnetics Connector* (Flex Array Only) |
A79025-001 | Omnetics Inc | Qty: 1 Unit Cost (USD): 35 |
| Omnetics Connector* (Flex Array Only) |
A79024-001 | Omnetics Inc | Qty: 1 Unit Cost (USD): 35 |
| Omnetics to ZIF connector | ZCA-OMN16 | Tucker-Davis Technologies | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Pin Terminal Connector (Wide Board Only) |
ED11523-ND | DigiKey | Qty: 16 Unit Cost (USD): 10 |
| Probe storage box | G2085 | Melmat | Qty: 1 Unit Cost (USD): 2 |
| Razor Blade | 4A807 | Grainger | Qty: 1 Unit Cost (USD): 2 |
| SEM post | 16327 | lnf | Qty: 1 Unit Cost (USD): 3 |
| Silver Epoxy (1oz)++ | H20E/1OZ | Epoxy Technology | Qty: 1 Unit Cost (USD): 125 |
| Silver GND REF wires | 50-822-122 | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 423.2 |
| Sodium p-toulenesulphonate(pTS)- 100g | 152536 | Sigma-Aldrich | Qty: 1 Unit Cost (USD): 59 |
| Solder | 24-6337-9703 | DigiKey | Qty: 1 Unit Cost (USD): 60 |
| Soldering Iron Tip | T0054449899N-ND | Digikey | Qty: 1 Unit Cost (USD): 13 |
| Soldering Station | WD1002N-ND | Digikey | Qty: 1 Unit Cost (USD): 374 |
| SpotCure-B UV LED Cure System | n/a | FusionNet LLC | Qty: 1 Unit Cost (USD): 895 |
| Stainless steel rod | n/a | n/a | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Stir Plate | n/a | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): n/a |
| Surgical Scissors | 08-953-1B | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 100 |
| TDT Shroud (ZIF Only) |
Z3_ZC16SHRD_RSN | TDT | Qty: 1 Unit Cost (USD): 3.5 |
| Teflon Tweezers | 50-380-043 | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 47 |
| UV & Visible Light Safety Glassees | 92522 | Loctite | Qty: 1 Unit Cost (USD): 45 |
| UV Epoxy (8oz)++ (Flex Array Only) |
OG142-87/8OZ | Epoxy Technology | Qty: 1 Unit Cost (USD): 83 |
| UV Laser | n/a | WER | Qty: 1 Unit Cost (USD): 30 |
| Weigh boat (pack of 500) |
08-732-112 | Fisher | Qty: 1 Unit Cost (USD): 58 |
| Wide Board+ | n/a | Advanced Circuits | Qty: 1 Unit Cost (USD): 3 |
| ZIF Active Headstage | ZC16 | Tucker-Davis Technologies | Qty: 1 Unit Cost (USD): 925 |
| ZIF Passive Headstage | ZC16-P | Tucker-Davis Technologies | Qty: 1 Unit Cost (USD): 625 |
| ZIF* | n/a | Coast to Coast Circuits | Qty: 1 Unit Cost (USD): 9 |
References
- Szostak, K. M., Grand, L., Constandinou, T. G. Neural interfaces for intracortical recording: Requirements, fabrication methods, and characteristics. Frontiers in Neuroscience. 11, 665 (2017).
- Cunningham, J. P., et al. A closed-loop human simulator for investigating the role of feedback control in brain-machine interfaces. Journal of Neurophysiology. 105 (4), 1932-1949 (2011).
- Yoshida, K., Bertram, M. J., Hunter Cox, T. G., Riso, R. R., Horch, K., Kipke, D. Peripheral nerve recording electrodes and techniques. Neuroprosthetics: Theory and Practice. , 377-466 (2017).
- Dweiri, Y. M., Stone, M. A., Tyler, D. J., McCallum, G. A., Durand, D. M. Fabrication of high contact-density, flat-interface nerve electrodes for recording and stimulation applications. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54388 (2016).
- Kim, H., et al. Cuff and sieve electrode (CASE): The combination of neural electrodes for bi-directional peripheral nerve interfacing. Journal of Neuroscience Methods. 336, 108602 (2020).
- Ciancio, A. L., et al. Control of prosthetic hands via the peripheral nervous system. Frontiers in Neuroscience. 10, 116 (2016).
- Jiman, A. A., et al. Multi-channel intraneural vagus nerve recordings with a novel high-density carbon fiber microelectrode array. Scientific Reports. 10 (1), 15501 (2020).
- Welle, E. J., et al. Sharpened and mechanically robust carbon fiber electrode arrays for neural interfacing. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 29, 993-1003 (2021).
- Moffitt, M. A., McIntyre, C. C. Model-based analysis of cortical recording with silicon microelectrodes. Clinical Neurophysiology. 116 (9), 2240-2250 (2005).
- Nerve-cuff electrodes. Micro-Leads Neuro Available from: https://www.microleadsneuro.com/research-products/?jumpto=nerve-cuff (2021)
- Mortimer, J. T., et al. Perspectives on new electrode technology for stimulating peripheral nerves with implantable motor prostheses. IEEE Transactions on Rehabilitation Engineering. 3 (2), 145-154 (1995).
- Boretius, T., et al. A transverse intrafascicular multichannel electrode (TIME) to interface with the peripheral nerve. Biosensors & Bioelectronics. 26 (1), 62-69 (2010).
- Grill, W. M., Norman, S. E., Bellamkonda, R. V. Implanted neural interfaces biochallenges and engineered solutions. Annual Review of Biomedical Engineering. 11, 1-24 (2009).
- Larson, C. E., Meng, E. A review for the peripheral nerve interface designer. Journal of Neuroscience Methods. 332, 108523 (2020).
- Christensen, M. B., et al. The foreign body response to the Utah Slant Electrode Array in the cat sciatic nerve. Acta Biomaterialia. 10 (11), 4650-4660 (2014).
- Patel, P. R., et al. Chronic in vivo stability assessment of carbon fiber microelectrode arrays. Journal of Neural Engineering. 13 (6), 066002 (2016).
- Yoshida Kozai, T. D., et al. Ultrasmall implantable composite microelectrodes with bioactive surfaces for chronic neural interfaces. Nature Materials. 11 (12), 1065-1073 (2012).
- Saito, N., et al. Application of carbon fibers to biomaterials: A new era of nano-level control of carbon fibers after 30-years of development. Chemical Society Reviews. 40 (7), 3824-3834 (2011).
- Welle, E. J., et al. Fabrication and characterization of a carbon fiber peripheral nerve electrode appropriate for chronic recording. FASEB Journal. 34 (1), 1 (2020).
- Guitchounts, G., Cox, D. 64-Channel carbon fiber electrode arrays for chronic electrophysiology. Scientific Reports. 10 (1), 3830 (2020).
- Patel, P. R., et al. High density carbon fiber arrays for chronic electrophysiology, fast scan cyclic voltammetry, and correlative anatomy. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056029 (2020).
- Massey, T. L., et al. Open-source automated system for assembling a high-density microwire neural recording array. 2016 International Conference on Manipulation, Automation and Robotics at Small Scales (MARSS). , 1-7 (2016).
- Schwerdt, H. N., et al. Subcellular probes for neurochemical recording from multiple brain sites. Lab Chip. 17, 1104-1115 (2017).
- Welle, E. J., et al. Ultra-small carbon fiber electrode recording site optimization and improved in vivo chronic recording yield. Journal of Neural Engineering. 17 (2), 026037 (2020).
- Guitchounts, G., Markowitz, J. E., Liberti, W. A., Gardner, T. J. A carbon-fiber electrode array for long-term neural recording. Journal of Neural Engineering. 10 (4), 046016 (2013).
- Gillis, W. F., et al. Carbon fiber on polyimide ultra-microelectrodes. Journal of Neural Engineering. 15 (1), 016010 (2018).
- Dong, T., Chen, L., Shih, A. Laser sharpening of carbon fiber microelectrode arrays for brain recording. Journal of Micro and Nano-Manufacturing. 8 (4), 041013 (2020).
- Massey, T. L., et al. A high-density carbon fiber neural recording array technology. Journal of Neural Engineering. 16 (1), 016024 (2019).
- Romeni, S., Valle, G., Mazzoni, A., Micera, S. Tutorial: a computational framework for the design and optimization of peripheral neural interfaces. Nature Protocols. 15 (10), 3129-3153 (2020).
- Khani, H., Wipf, D. O. Fabrication of tip-protected polymer-coated carbon-fiber ultramicroelectrodes and pH ultramicroelectrodes. Journal of The Electrochemical Society. 166 (8), 673-679 (2019).
- El-Giar, E. E. D. M., Wipf, D. O. Preparation of tip-protected poly(oxyphenylene) coated carbon-fiber ultramicroelectrodes. Electroanalysis. 18 (23), 2281-2289 (2006).
- Venkatraman, S., et al. In vitro and in vivo evaluation of PEDOT microelectrodes for neural stimulation and recording. IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 19 (3), 307-316 (2011).
- Petrossians, A., et al. Electrodeposition and Characterization of Thin-Film Platinum-Iridium Alloys for Biological Interfaces. Journal of the Electrochemical Society. 158 (6), 269-276 (2011).
- Lee, C. D., Hudak, E. M., Whalen, J. J., Petrossians, A., Weiland, J. D. Low-impedance, high surface area Pt-Ir electrodeposited on cochlear implant electrodes. Journal of The Electrochemical Society. 165 (12), 3015-3017 (2018).
- Cassar, I. R., et al. Electrodeposited platinum-iridium coating improves in vivo recording performance of chronically implanted microelectrode arrays. Biomaterials. 205, 120-132 (2019).
- Taylor, I. M., et al. Enhanced dopamine detection sensitivity by PEDOT/graphene oxide coating on in vivo carbon fiber electrodes. Biosensors and Bioelectronics. 89, 400-410 (2017).
- Mohanaraj, S., et al. Gold nanoparticle modified carbon fiber microelectrodes for enhanced neurochemical detection. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59552 (2019).
- Pusch, J., Wohlmann, B. Chapter 2 – Carbon fibers. Inorganic and composite fibers. Production, properties, and applications. , 31-51 (2019).
- Budai, D., Hernádi, I., Mészáros, B., Bali, Z. K., Gulya, K. Electrochemical responses of carbon fiber microelectrodes to dopamine in vitro and in vivo. Acta Biologica Szegediensis. 54 (2), 155-160 (2010).
