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생물학

Messung der Photophysiologie des angeschlossenen Stadiums von Colacium sp. mit einem Küvetten-Fluorometer mit schneller Wiederholungsrate

Published: November 12, 2021
doi:
10.3791/63108
, , ,
1Lake Biwa Branch Office,National Institute for Environmental Studies, 2Center for Regional Environmental Research,National Institute for Environmental Studies, 3Graduate School of Human Development and Environment,Kobe University, 4Lake Biwa Environmental Research Institute

Summary

Das Fast Repetition Rate Fluorometer (FRRf) ist eine nützliche Methode zur Messung der Photophysiologie des Photosystems II und der Primärproduktivität. Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Messung der PSII-Photophysiologie der Epizoenalge Colacium sp. auf Substratzooplankton mit Küvettentyp FRRf.

Abstract

Das Fast Repetition Rate Fluorometer (FRRf) ist eine nützliche Methode zur Messung der Photophysiologie und Primärproduktivität des Photosystems II (PSII). Obwohl FRRf den PSII-Absorptionsquerschnitt (σ PSII), die maximale photochemische Effizienz (Fv/Fm), die effektive photochemische Effizienz (Fq′/Fm′) und die nicht-photochemische Abschreckung (NPQNSV) für verschiedene eukaryotische Algen und Cyanobakterien messen kann, haben sich fast alle FRRf-Studien bisher auf Phytoplankton konzentriert. Hier beschreibt das Protokoll, wie die PSII-Photophysiologie einer Epizoenalge Colacium sp gemessen werden kann. Ehrenberg 1834 (Euglenophyta), in seinem angehängten Stadium (an Zooplankton befestigt), unter Verwendung von FRRf vom Küvettentyp. Zunächst schätzten wir die Auswirkungen von Substrat-Zooplankton (Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776, Cladocera, Daphniidae) auf die Baseline-Fluoreszenz und σ PSII, Fv/Fm, Fq′/Fm′ und NPQNSV von planktonischer Colacium sp. Um diese Methodik zu validieren, haben wir photophysiologische Messungen von angehängtem Colacium sp. an S. mucronata aufgezeichnet und diese Ergebnisse mit seinem planktonischen Stadium verglichen. Repräsentative Ergebnisse zeigten, wie das Protokoll die Auswirkungen von Calcium (Ca) und Mangan (Mn) auf die Photophysiologie von Colacium sp. bestimmen und die verschiedenen Auswirkungen der Mn-Anreicherung zwischen angeschlossenen und planktonischen Stadien identifizieren konnte. Schließlich diskutieren wir die Anpassungsfähigkeit dieses Protokolls an andere periphytische Algen.

Introduction

Die variable Fluoreszenz des Chlorophylls ist ein nützliches Werkzeug zur Messung der Photophysiologie des Algenphotosystems II (PSII). Algen reagieren auf verschiedene Umweltbelastungen wie überschüssiges Licht und Nährstoffmangel, indem sie ihre PSII-Photophysiologie verändern. Das Fast Repetition Rate Fluorometer (FRRf) ist eine gängige Methode zur Messung der PSII-Photophysiologie1,2 und zur Schätzung der Primärproduktivität1,3,4, die die Überwachung der Phytoplankton-PSII-Photophysiologie sowie der Primärproduktivität über weite räumliche und zeitliche Skalen ermöglicht5,6,7. FRRf kann gleichzeitig den PSII (σ PSII)-Absorptionsquerschnitt, die Reaktionszentrumskonzentration ([RCII]), die maximale photochemische Effizienz (Fv/Fm), die effektive photochemische Effizienz (Fq′/Fm′) und die nicht-photochemische Abschreckung (NPQNSV) messen (Tabelle 1). Im Allgemeinen werden Fv/Fm und Fq′/Fm′ als PSII-Aktivität8 definiert, während NPQNSV als relative wärmeabgeführte Energie definiert ist9.

Wichtig ist, dass Einzelumsatzblitze (ST) von FRRf den primären Chinonelektronenakzeptor, QA, vollständig reduzieren, aber nicht den Plastochinonpool. Umgekehrt können Mehrfachumsatzblitze (MT) von einem PAM-Fluorometer (Pulse Amplitude Modulation) beide reduzieren. Die ST-Methode hat einen klaren Vorteil gegenüber der MT-Methode bei der Identifizierung der möglichen Ursprünge von NPQNSV durch gleichzeitige Messung der Rückgewinnungskinetik von Fv/Fm, Fq′/Fm′, NPQNSV und σ PSII10. Bis heute sind verschiedene Arten von FRRf-Instrumenten, wie z. B. Tauch-, Küvetten- und Durchfluss-Typ, im Handel erhältlich. Der Tauchtyp FRRf ermöglicht In-situ-Messungen in Ozeanen und Seen, während der Küvettentyp FRRf für die Messung kleiner Probenvolumina geeignet ist. Der Durchflusstyp wird häufig verwendet, um die Photophysiologie von Phytoplankton in Oberflächengewässern kontinuierlich zu messen.

Angesichts der Entwicklung von PAM-Fluorometern, einschließlich des Küvettentyps, für ein breites Spektrum von Probanden11, sind PAM-Fluorometer in der algenphotophysiologischen Forschung immer noch häufiger als FRRfs12. Obwohl sich beispielsweise die Probenkammerstruktur und die Küvettenkapazität zwischen diesen Werkzeugen nur geringfügig unterscheiden, wurde das PAM vom Küvettentyp auf Phytoplankton13,14,15, benthische Mikroalgen16,17,18, Eisalgen19 und epizoische Algen20 angewendet, während die FRRf vom Küvettentyp hauptsächlich auf Phytoplankton21,22,23 angewendet wurde. und eine begrenzte Anzahl von Eisalgengemeinschaften24,25. Aufgrund seiner Wirksamkeit ist der Küvettentyp FRRf gleichermaßen auf benthische und epizoische Algen anwendbar. Daher wird die Erweiterung seiner Anwendung erhebliche Einblicke in die PSII-Photophysiologie geben, insbesondere für die weniger bekannte Epizoikaalgen-Photophysiologie.

Epizoische Algen haben wenig Aufmerksamkeit erhalten, wobei nur wenige Studien ihre PSII-Photophysiologie untersuchten20,26, höchstwahrscheinlich aufgrund ihrer geringen Rolle in aquatischen Nahrungsnetzen27,28. Epibionten, einschließlich epizoischer Algen, können jedoch die Dynamik der Zooplanktongemeinschaft, wie z. B. die Erhöhung der Fortpflanzungs- und Überlebensraten29,30, positiv beeinflussen und Prozesse wie die Erhöhung der Absinkrate29,31 und die Anfälligkeit für visuelle Raubtiere negativ beeinflussen32,33,34,35,36 . Daher ist die Erforschung der Umwelt- und biologischen Faktoren, die die Epibiontendynamik in Zooplanktongemeinschaften steuern, von entscheidender Bedeutung.

Unter den epizoischen Algen ist Colacium Ehrenberg 1834 (Euglenophyta) eine häufige Süßwasser-Algengruppe32,37,38,39 mit verschiedenen Lebensstadien, einschließlich angehängter (Abbildung 1A-D), nicht beweglicher planktonischer (Abbildung 1E,F) und beweglicher planktonischer Stadien40,41 . Während des nicht-beweglichen Planktonstadiums leben Zellen als einzellige Plankton, aggregierte Kolonien oder einschichtige Blattkolonien, die von Schleim bedeckt sind42. Im angehängten Stadium verwendet Colacium sp. Schleim, der vom vorderen Ende der Zelle ausgeschieden wird37,39,41, um sich an Substratorganismen (Basibionts), insbesondere Mikrokrebse41,43, zu binden. Ihr Lebenszyklus besteht auch darin, sich vom gehäuteten Exoskelett oder toten Basibiont zu lösen und mit ihren Flagellen zu schwimmen, um einen anderen Substratorganismus zu finden39. Sowohl planktonische als auch angehängte Stadien können ihre Populationsgröße um Mitose erhöhen40. Obwohl angenommen wird, dass ihr angehängtes Stadium ein evolutionäres Merkmal für die Sammlung von Ressourcen wie Licht44 und Spurenelementen41,45,46 oder als Ausbreitungsstrategie27 ist, gibt es nur wenige experimentelle Beweise für diese Aspekte37,41,44 und die wichtigsten Bindungsmechanismen sind weitgehend unbekannt. Zum Beispiel erwarteten Rosowski und Kugrens, dass Colacium Mangan (Mn) aus Substrat-Copepoden41 gewinnt, die im Exoskelett konzentriert sind47.

Hier beschreiben wir, wie die PSII-Photophysiologie von Planktonalgen gemessen werden kann und die damit verbundene Applikationsmethode für das Targeting von angehängten Algen (an Zooplankton bindend) mit Colacium sp.-Zellen unter Verwendung des Küvettentyps FRRf. Wir verwenden das Act2-System, das mit drei Leuchtdioden (LEDs) ausgestattet ist, die eine Blitzanregungsenergie mit einer Mitte von 444 nm, 512 nm und 633 nm48 liefern. Dabei entspricht 444 nm (blau) dem Absorptionspeak von Chrophyll a (Chl-a), während 512 nm (grün) und 633 nm (orange) den Absorptionspeaks von Phycoerythrin bzw. Phycocyanin entsprechen. Der Fluoreszenzsignal-Detektionspeak beträgt 682 nm bei 30 nm halber Bandbreite. Da es schwierig ist, das planktonische Stadium von Colacium sp. in natürlichen Umgebungen zu finden, wurde ihre angeschlossene Stufe für die Experimente gesammelt. Unter den zahlreichen Substratorganismen ist Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776 (Branchiopoda, Daphniidae; Abbildung 1A, B, G) ist aufgrund ihrer langsamen Schwimmgeschwindigkeit, ihrer großen Körpergröße (400-650 μm) und ihres einzigartigen Verhaltens (kopfüber auf der Wasseroberfläche hängend) eine der einfachsten zu handhaben. Daher verwendet dieses Protokoll Colacium sp., das an S. mucronata angebracht ist, als Fallstudie des Colacium-Basibont-Systems. Um Fluoreszenz aus dem Darminhalt zu vermeiden, wurde S. mucronata ausgehungert. Da eine frühere Studie berichtete, dass das Fluoreszenzsignal von Darminhalten (aufgenommene Algen) nach 40 min49 eine fünffache Abnahme aufweist, erwarteten wir, dass 90 Minuten Hunger ausreichen würden, um die Möglichkeit einer Darminhaltfluoreszenz, die die FRRf-Messung beeinflusst, mit minimalen Auswirkungen von experimentellem Stress auf Colacium sp., wie Nährstoffmangel, zu minimieren. Darüber hinaus wurde dieses Protokoll angewendet, um den Bindungsmechanismus von Colacium sp. zu klären und zu bestimmen, wie zwei Metalle, Calcium (Ca) und Mangan (Mn), die Photophysiologie sowohl planktonischer als auch angeschlossener Stadien beeinflussen. Kalzium spielt auf vielfältige Weise eine Schlüsselrolle in den Photosynthesewegen50, und beide Metalle werden benötigt, um die sauerstoffentwickelnden Komplexe des PSII51 zu konstruieren. Da Calcium und Mangan im Panzer des Krebstier-Zooplanktons47 hoch konzentriert sind, vermuten wir, dass die Photophysiologie von Colacium sp. während des planktonischen Stadiums stärker auf die Anreicherung von Ca und Mn reagieren könnte, wenn dieses Lebensstadium diese Elemente während des angehängten Stadiums aus S. mucronata erhält.

Protocol

1. Probenahme Sammeln Sie Seewasser von der Oberfläche mit einem Eimer. Um Colacium sp. an S. mucronata (Abbildung 1A-C) zu richten, filtern Sie 0,5-10 l Seewasser mit einem 100 μm Nylonnetz net52.HINWEIS: S. mucronata aggregiert oft dicht in flachem, eutrophem, schlammigem Wasser, wie z.B. in Schilfgebieten (Phragmiten). Lagern Sie die konzentrierten Proben in 500 mL Plastikflasche…

Representative Results

Es gab keinen signifikanten Effekt der Baseline-Fluoreszenz (Abbildung 5) oder der Chl-a-Fluoreszenz (Abbildung 6) durch S. mucronata bis zu 5 Individuen (inds.) mL−1. Fv/Fm und NPQNSV waren jedoch signifikant betroffen, wenn S. mucronata 7,5 inds·mL−1 betrug. Daher wählten wir zur Messung der Photophysiologie von Colacium sp. während des angeschlo…

Discussion

Dieses Protokoll zeigte zum ersten Mal, dass die Photophysiologie von Colacium sp. während des angeschlossenen Stadiums in einer natürlichen Umgebung mit seinem planktonischen Stadium in AF-6-Medium vergleichbar ist. Darüber hinaus hatten die Darmgehalte von ausgehungertem S. mucronata keinen Einfluss auf die Ausgangs- und Chl-a-Fluoreszenz, wenn die Dichte ≤5 inds·mL−1 betrug (Abbildung 5 und Abbildung 6). Diese Erg…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Die Arbeit wurde vom Collaborative Research Fund der Präfektur Shiga mit dem Titel “Study on water quality and lake-bottom environment for the protection of the solidness of water environment” im Rahmen des Japanese Grant for Regional Revitalization and the Environment Research and Technology Development Fund (No. 5-1607) des japanischen Umweltministeriums unterstützt. https://www.kantei.go.jp/jp/singi/tiiki/tiikisaisei/souseikoufukin.html. Die Autoren danken Enago (www.enago.jp) für die englischsprachige Rezension.

Materials

Acrodisc syringe filter Pall Corporation, Ann Arbor, MI, USA 0.2 μm pore size
Act2Run CTG Ltd., West Molesey, UK
Biotin Wako 023-08711 AF-6 medium
CaCl2·2H2O Wako 031-25031 AF-6 medium
CaCO3 Wako 036-00382 AF-6 medium
Citric acid Wako 036-05522 AF-6 medium
CoCl2·6H2O Wako 036-03682 AF-6 medium
Concentrated Chlorella Recenttec, Tokyo, Japan 20 mg C·mL−1 ; store at 4 °C
FastOcean Act2 CTG Ltd., West Molesey, UK
Fe-citrate Wako 093-00952 AF-6 medium
FeCl3·6H2O Wako 091-00872 AF-6 medium
HCLP-880PF Nippon Medical and Chemical Instruments
 Co., Ltd., Osaka, Japan		 With LED light bulbs
K2HPO4 Wako 160-04292 AF-6 medium
KH2PO4 Wako 167-04241 AF-6 medium
MgSO4·7H2O Wako 137-00402 AF-6 medium
MnCl3·4H2O Wako 139-00722 AF-6 medium
Na2EDTA Wako 343-01861 AF-6 medium
Na2MoO4 Wako 196-02472 AF-6 medium
NaNO3 Wako 191-02542 AF-6 medium
NH4NO3 Wako 015-03231 AF-6 medium
Plankton Counter Matsunami Glass, Osaka, Japan S6300
Pylex test tube CTG Ltd., West Molesey, UK With rim, 16 x 100 mm
Vit. B1 Wako 203-00851 AF-6 medium
Vit. B12 Wako 226-00343 AF-6 medium
Vit. B6 Wako 165-05401 AF-6 medium
ZnSO4·7H2O Wako 264-00402 AF-6 medium
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References

  1. Kolber, Z., Falkowski, P. G. Use of active fluorescence to estimate phytoplankton photosynthesis in situ. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1646-1665 (1993).
  2. Kolber, Z. S., Prášil, O., Falkowski, P. G. Measurements of variable chlorophyll fluorescence using fast repetition rate techniques: defining methodology and experimental protocols. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1367 (1), 88-106 (1998).
  3. Oxborough, K., Moore, C. M., Suggett, D. J., Lawson, T., Chan, H. G., Geider, R. J. Direct estimation of functional PSII reaction center concentration and PSII electron flux on a volume basis: a new approach to the analysis of Fast Repetition Rate fluorometry (FRRf) data. Limnology and Oceanography: Methods. 10 (3), 142-154 (2012).
  4. Smyth, T. J., Pemberton, K. L., Aiken, J., Geider, R. J. A methodology to determine primary production and phytoplankton photosynthetic parameters from fast repetition rate fluorometry. Journal of Plankton Research. 26 (11), 1337-1350 (2004).
  5. Lawrenz, E., et al. Predicting the electron requirement for carbon fixation in seas and oceans. PLoS ONE. 8 (3), 58137 (2013).
  6. Zhu, Y., et al. Relationship between light, community composition and the electron requirement for carbon fixation in natural phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 580, 83-100 (2017).
  7. Schuback, N., Tortell, P. D. Diurnal regulation of photosynthetic light absorption, electron transport and carbon fixation in two contrasting oceanic environments. Biogeosciences. 16 (7), 1381-1399 (2019).
  8. Cosgrove, J., Borowitzka, M. A. Chlorophyll fluorescence terminology: an introduction. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 1-17 (2010).
  9. McKew, B. A., et al. The trade-off between the light-harvesting and photoprotective functions of fucoxanthin-chlorophyll proteins dominates light acclimation in Emiliania huxleyi (clone CCMP 1516). New Phytologist. 200 (1), 74-85 (2013).
  10. Warner, M. E., Lesser, M. P., Ralph, P. J. Chlorophyll fluorescence in reef building corals. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 209-222 (2010).
  11. Bhagooli, R., et al. Chlorophyll fluorescence – A tool to assess photosynthetic performance and stress photophysiology in symbiotic marine invertebrates and seaplants. Marine Pollution Bulletin. 165, 112059 (2021).
  12. Zavafer, A., Labeeuw, L., Mancilla, C. Global trends of usage of chlorophyll fluorescence and projections for the next decade. Plant Phenomics. 2020, 6293145 (2020).
  13. Goto, N., Tanaka, Y., Mitamura, O. Relationships between carbon flow through freshwater phytoplankton and environmental factors in Lake Biwa, Japan. Fundamental and Applied Limnology/Archiv für Hydrobiologie. 184 (4), 261-275 (2014).
  14. Napoléon, C., Raimbault, V., Claquin, P. Influence of nutrient stress on the relationships between PAM measurements and carbon incorporation in four phytoplankton species. PLOS ONE. 8 (6), 66423 (2013).
  15. Morris, E. P., Kromkamp, J. C. Influence of temperature on the relationship between oxygen- and fluorescence-based estimates of photosynthetic parameters in a marine benthic diatom (Cylindrotheca closterium). European Journal of Phycology. 38 (2), 133-142 (2003).
  16. Fraga, S., Rodríguez, F., Bravo, I., Zapata, M., Marañón, E. Review of the main ecological features affecting benthic dinoflagellate blooms. Cryptogamie, Algologie. 33 (2), 171-179 (2012).
  17. McMinn, A., et al. Quantum yield of the marine benthic microflora of near-shore coastal Penang, Malaysia. Marine and Freshwater Research. 56 (7), 1047-1053 (2005).
  18. Salleh, S., McMinn, A. The effects of temperature on the photosynthetic parameters and recovery of two temperate benthic microalgae, Amphora cf. coffeaeformis and Cocconeis cf. sublittoralis (Bacillariophyceae). Journal of Phycology. 47 (6), 1413-1424 (2011).
  19. McMinn, A., Pankowskii, A., Ashworth, C., Bhagooli, R., Ralph, P., Ryan, K. In situ net primary productivity and photosynthesis of Antarctic sea ice algal, phytoplankton and benthic algal communities. Marine Biology. 157 (6), 1345-1356 (2010).
  20. Garbary, D. J., Bird, C. J., Kim, K. Y. Sporocladopsis jackii, sp. nov. (Chroolepidaceae, chlorophyta): a new species from eastern Canada and Maine symbiotic with the mud snail, Ilyanassa obsoleta (Gastropoda). Rhodora. 107 (929), 52-68 (2005).
  21. Suggett, D. J., Oxborough, K., Baker, N. R., MacIntyre, H. L., Kana, T. M., Geider, R. J. Fast repetition rate and pulse amplitude modulation chlorophyll a fluorescence measurements for assessment of photosynthetic electron transport in marine phytoplankton. European Journal of Phycology. 38 (4), 371-384 (2003).
  22. Hughes, D. J., et al. Impact of nitrogen availability upon the electron requirement for carbon fixation in Australian coastal phytoplankton communities. Limnology and Oceanography. 63 (5), 1891-1910 (2018).
  23. Melrose, D. C., Oviatt, C. A., O’Reilly, J. E., Berman, M. S. Comparisons of fast repetition rate fluorescence estimated primary production and 14C uptake by phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 311, 37-46 (2006).
  24. Yoshida, K., Seger, A., Kennedy, F., McMinn, A., Suzuki, K. Freezing, melting, and light stress on the photophysiology of ice algae: ex situ incubation of the ice algal diatom Fragilariopsis cylindrus (Bacillariophyceae) using an ice tank. Journal of Phycology. 56 (5), 1323-1338 (2020).
  25. Selz, V., et al. Ice algal communities in the Chukchi and Beaufort Seas in spring and early summer: composition, distribution, and coupling with phytoplankton assemblages. Limnology and Oceanography. 63 (3), 1109-1133 (2018).
  26. Falasco, E., Bo, T., Ghia, D., Gruppuso, L., Bona, F., Fenoglio, S. Diatoms prefer strangers: non-indigenous crayfish host completely different epizoic algal diatom communities from sympatric native species. Biological Invasions. 20 (10), 2767-2776 (2018).
  27. Møhlenberg, F., Kaas, H. Colacium vesiculosum Ehrenberg (Euglenophyceae), infestation of planktonic copepods in the Western Baltic. Ophelia. 31 (2), 125-132 (1990).
  28. Zalocar, Y., Frutos, S. M., Casco, S. L., Forastier, M. E., Vallejos, S. V. Prevalence of Colacium vesiculosum (Colaciales: Euglenophyceae) on planktonic crustaceans in a subtropical shallow lake of Argentina. Revista De Biologia Tropical. 59 (3), 1295-1306 (2011).
  29. Barea-Arco, J., Pérez-Martínez, C., Morales-Baquero, R. Evidence of a mutualistic relationship between an algal epibiont and its host, Daphnia pulicaria. Limnology and Oceanography. 46 (4), 871-881 (2001).
  30. Decaestecker, E., Declerck, S., De Meester, L., Ebert, D. Ecological implications of parasites in natural Daphnia populations. Oecologia. 144 (3), 382-390 (2005).
  31. Allen, Y. C., Stasio, B. T. D., Ramcharan, C. W. Individual and population level consequences of an algal epibiont on Daphnia. Limnology and Oceanography. 38 (3), 592-601 (1993).
  32. Willey, R. L., Cantrell, P. A., Threlkeld, S. T. Epibiotic euglenoid flagellates increase the susceptibility of some zooplankton to fish predation. Limnology and Oceanography. 35 (4), 952-959 (1990).
  33. Green, J. Parasites and epibionts of Cladocera. The Transactions of the Zoological Society of London. 32 (6), 417-515 (1974).
  34. Evans, M. S., Sicko-Goad, L. M., Omair, M. Seasonal occurrence of Tokophrya quadripartita (Suctoria) as epibionts on adult Limnocalanus macrurus (Copepoda: Calanoida) in southeastern Lake Michigan. Transactions of the American Microscopical Society. 98 (1), 102-109 (1979).
  35. Chiavelli, D. A., Mills, E. L., Threlkeld, S. T. Host preference, seasonality, and community interactions of zooplankton epibionts. Limnology and Oceanography. 38 (3), 574-583 (1993).
  36. Willey, R. L., Willey, R. B., Threlkeld, S. T. Planktivore effects on zooplankton epibiont communities: epibiont pigmentation effects. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1818-1822 (1993).
  37. Rosowski, J. R., Willey, R. L. Colacium libellae sp. nov. (euglenophyceae), a photosynthetic inhabitant of the larval damselfly rectum. Journal of Phycology. 11 (3), 310-315 (1975).
  38. Willey, R. L., Threlkeld, S. T. Organization of crustacean epizoan communities in a chain of subalpine ponds. Limnology and Oceanography. 38 (3), 623-627 (1993).
  39. Al-Dhaheri, R. S., Willey, R. L. Colonization and reproduction of the epibiotic flagellate Colacium vesiculosum (euglenophyceae) on Daphnia pulex. Journal of Phycology. 32 (5), 770-774 (1996).
  40. Rosowski, J. R. Photosynthetic euglenoids. Freshwater Algae of North America. , 383-422 (2003).
  41. Rosowski, J. R., Kugrens, P. Observations on the euglenoid Colacium with special reference to the formation and morphology of attachment material. Journal of Phycology. 9 (4), 370-383 (1973).
  42. Salmaso, N., Tolotti, M. Other phytoflagellates and groups of lesser importance. Encyclopedia of Inland Waters. , 174-183 (2009).
  43. Threlkeld, S. T., Chiavelli, D. A., Willey, R. L. The organization of zooplankton epibiont communities. Trends in Ecology & Evolution. 8 (9), 317-321 (1993).
  44. Bertolo, A., Rodríguez, M. A., Lacroix, G. Control mechanisms of photosynthetic epibionts on zooplankton: an experimental approach. Ecosphere. 6 (11), (2015).
  45. Pringsheim, E. G. Notiz über Colacium (Euglenaceae). Österreichische Botanische Zeitschrift. 100 (3), 270-275 (1953).
  46. Wołowski, K., Duangjan, K., Peerapornpisal, Y. Colacium minimum (Euglenophyta), a new epiphytic species for Asia. Polish Botanical Journal. 60 (2), 179-185 (2015).
  47. Martin, J. H., Knauer, G. A. The elemental composition of plankton. Geochimica et Cosmochimica Acta. 37 (7), 1639-1653 (1973).
  48. Kazama, T., Hayakawa, K., Kuwahara, V. S., Shimotori, K., Imai, A., Komatsu, K. Development of photosynthetic carbon fixation model using multi-excitation wavelength fast repetition rate fluorometry in Lake Biwa. PLOS ONE. 16 (2), 0238013 (2021).
  49. Chesney, T., Sastri, A. R., Beisner, B. E., Nandini, S., Sarma, S. S. S., Juneau, P. Application of fluorometry (Phyto-PAM) for assessing food selection by cladocerans. Hydrobiologia. 829 (1), 133-142 (2019).
  50. Wang, Q., Yang, S., Wan, S., Li, X. The significance of calcium in photosynthesis. International Journal of Molecular Sciences. 20 (6), 1353 (2019).
  51. Dau, H., Haumann, M. Eight steps preceding O-O bond formation in oxygenic photosynthesis-A basic reaction cycle of the photosystem II manganese complex. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767 (6), 472-483 (2007).
  52. Suthers, I., Bowling, L., Kobayashi, T., Rissik, D. . Sampling methods for plankton. Plankton: A guide to their ecology and monitoring for water quality. , 63-90 (2019).
  53. Błędzki, L. A., Rybak, J. I. . Freshwater Crustacean Zooplankton of Europe: Cladocera & Copepoda (Calanoida, Cyclopoida) Key to species identification, with notes on ecology, distribution, methods and introduction to data analysis. , (2016).
  54. Kato, S. Laboratory culture and morphology of Colacium vesiculosum Ehrb. (Euglenophyceae). Japanese Journal of Phycology (Sorui). 30, 63-67 (1982).
  55. Serôdio, J., Campbell, D. A. Photoinhibition in optically thick samples: Effects of light attenuation on chlorophyll fluorescence-based parameters. Journal of Theoretical Biology. 513, 110580 (2021).
  56. Sylvan, J. B., Quigg, A., Tozzi, S., Ammerman, J. W. Eutrophication-induced phosphorus limitation in the Mississippi River plume: evidence from fast repetition rate fluorometry. Limnology and Oceanography. 52 (6), 2679-2685 (2007).
  57. Browning, T. J., et al. P. Nutrient regulation of late spring phytoplankton blooms in the midlatitude North Atlantic. Limnology and Oceanography. 65 (6), 1136-1148 (2020).
  58. Pausch, F., Bischof, K., Trimborn, S. Iron and manganese co-limit growth of the Southern Ocean diatom Chaetoceros debilis. PLOS ONE. 14 (9), 0221959 (2019).
  59. Ferroni, L., Baldisserotto, C., Fasulo, M. P., Pagnoni, A., Pancaldi, S. Adaptive modifications of the photosynthetic apparatus in Euglena gracilis Klebs exposed to manganese excess. Protoplasma. 224 (3), 167-177 (2004).
  60. Gaiser, E. E., Bachmann, R. W. Seasonality, substrate pereference and attachment sites of epizoic diatoms on cladoceran zooplankton. Journal of Plankton Research. 16 (1), 53-68 (1994).
  61. Totti, C., et al. The diversity of epizoic diatoms: relationships between diatoms and marine invertebrates. The Diversity of Epizoic Diatoms. 16, 323-343 (2011).
  62. Perkins, M., Effler, S. W., Strait, C. M. Phytoplankton absorption and the chlorophyll a-specific absorption coefficient in dynamic Onondaga Lake. Inland Waters. 4 (2), 133-146 (2014).
  63. Kromkamp, J., Capuzzo, E., Philippart, C. J. M. Measuring phytoplankton primary production: review of existing methodologies and suggestions for a common approach. EcApRHA Deliverable WP 3.2. 28, (2017).
  64. Hughes, D., et al. Roadmaps and detours: active chlorophyll-a assessments of primary productivity across marine and freshwater systems. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12039-12054 (2018).
  65. Perkins, R. G., et al. . The application of variable chlorophyll fluorescence to microphytobenthic biofilms. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. 4, 237-275 (2010).
  66. Schuback, N., Flecken, M., Maldonado, M. T., Tortell, P. D. Diurnal variation in the coupling of photosynthetic electron transport and carbon fixation in iron-limited phytoplankton in the NE subarctic Pacific. Biogeosciences. 13 (4), 1019-1035 (2016).
  67. Schreiber, U., Gademann, R., Ralph, P. J., Larkum, A. W. D. Assessment of photosynthetic performance of Prochloron in Lissoclinum patella in hospite by chlorophyll fluorescence measurements. Plant and Cell Physiology. 38 (8), 945-951 (1997).
  68. Garbary, D. J., Miller, A. G., Scrosati, R. A. Ascophyllum nodosum and its symbionts: XI. The epiphyte Vertebrata lanosa performs better photosynthetically when attached to Ascophyllum than when alone. Algae. 29 (4), 321-331 (2014).
  69. Gorbunov, M. Y., Kolber, Z. S., Lesser, M. P., Falkowski, P. G. Photosynthesis and photoprotection in symbiotic corals. Limnology and Oceanography. 46 (1), 75-85 (2001).
  70. Yellowlees, D., Warner, M. Photosynthesis in symbiotic algae. Photosynthesis in Algae. 14, 437-455 (2003).
  71. Wojtasiewicz, B., Stoń-Egiert, J. Bio-optical characterization of selected cyanobacteria strains present in marine and freshwater ecosystems. Journal of Applied Phycology. 28 (4), 2299-2314 (2016).
  72. Aardema, H. M., Rijkeboer, M., Lefebvre, A., Veen, A., Kromkamp, J. C. High-resolution underway measurements of phytoplankton photosynthesis and abundance as an innovative addition to water quality monitoring programs. Ocean Science. 15 (5), 1267-1285 (2019).

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Kazama, T., Hayakawa, K., Shimotori, K., Imai, A. Measuring Photophysiology of Attached Stage of Colacium sp. by a Cuvette-Type Fast Repetition Rate Fluorometer. J. Vis. Exp. (177), e63108, doi:10.3791/63108 (2021).
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