JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
생물학

מדידת פוטופיזיולוגיה של השלב המצורף של קולאקיום sp. על ידי פלואורומטר קצב חזרה מהירה מסוג Cuvette

Published: November 12, 2021
doi:
10.3791/63108
, , ,
1Lake Biwa Branch Office,National Institute for Environmental Studies, 2Center for Regional Environmental Research,National Institute for Environmental Studies, 3Graduate School of Human Development and Environment,Kobe University, 4Lake Biwa Environmental Research Institute

Summary

פלואורומטר קצב חזרה מהיר (FRRf) היא שיטה מועילה למדידת פוטו-פיזיולוגיה של פוטו-מערכת II ופרודוקטיביות ראשונית. כאן אנו מתארים פרוטוקול כדי למדוד פוטופיזיולוגיה PSII של אצה אפיזואית, Colacium sp. על מצע zooplankton באמצעות FRRf סוג cuvette.

Abstract

פלואורומטר קצב חזרה מהיר (FRRf) היא שיטה מועילה למדידת פוטו-מערכת II (PSII) פוטופיזיולוגיה ופרודוקטיביות ראשונית. למרות ש-FRRf יכול למדוד חתך רוחב של ספיגת PSII (σ PSII), יעילות פוטוכימית מרבית (Fv/Fm), יעילות פוטוכימית יעילה (Fq′/Fm′), ומרווה לא פוטוכימית (NPQNSV) עבור אצות אוקריוטיות שונות וציאנובקטריה, כמעט כל מחקרי FRRf עד כה התמקדו בפיטופלנקטון. כאן, הפרוטוקול מתאר כיצד למדוד פוטופיזיולוגיה PSII של אצה אפיזואית Colacium sp. Ehrenberg 1834 (Euglenophyta), בשלב המצורף שלה (מצורף זואופלנקטון), באמצעות FRRf מסוג cuvette. ראשית, הערכנו את ההשפעות של זואופלנקטון מצע (Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776, Cladocera, Daphniidae) על פלואורסצנטיות בסיסית σ PSII, Fv / Fm, Fq ′/ Fm ′, ו– NPQNSV של קולקיום sp פלנקטוני. כדי לאמת מתודולוגיה זו, הקלטנו מדידות פוטופיזיולוגיות של קולאקיום sp. מצורף על S. mucronata והשווינו תוצאות אלה עם השלב הפלנקטוני שלה. תוצאות מייצגות הראו כיצד הפרוטוקול יכול לקבוע את ההשפעות של סידן (Ca) ומנגן (Mn) על Colacium sp. פוטופיזיולוגיה ולזהות את ההשפעות השונות של העשרת Mn בין שלבים מצורפים פלנקטוניים. לבסוף, אנו דנים בהסתגלות של פרוטוקול זה לאצות פריפיטיות אחרות.

Introduction

פלואורסצנטיות משתנה כלורופיל היא כלי שימושי למדידת פוטו-מערכת אצות II (PSII) פוטופיזיולוגיה. אצות מגיבות ללחצים סביבתיים שונים, כגון מחסור עודף באור וחומרים מזינים, על ידי שינוי הפוטופיזיולוגיה של PSII שלהן. פלואורומטר קצב חזרה מהיר (FRRf) היא שיטה נפוצה למדידת פוטופיזיולוגיה PSII1,2 והערכת הפרודוקטיביות הראשונית1,3,4, המאפשרת ניטור פיטופלנקטון PSII פוטופיזיולוגיה, כמו גם פרודוקטיביות ראשונית על פני סולמות מרחביים וטמפורליים רחבים5,6,7. FRRf יכול למדוד בו זמנית חתך ספיגה PSII (σ PSII), ריכוז מרכז התגובה ([RCII]), יעילות פוטוכימית מרבית (Fv/Fm), יעילות פוטוכימית יעילה (Fq′/Fm′) ומרווה לא פוטוכימית (NPQNSV) (טבלה 1). באופן כללי, Fv/ Fm ו– Fq′/Fm′ מוגדרים כפעילות PSII8, בעוד NPQNSV מוגדר כאנרגיה יחסית מפוזרת חום9.

חשוב לציין, הבזקי מחזור יחיד (ST) של FRRf מפחיתים באופן מלא את מקבל האלקטרונים העיקרי של קינון, QA, אך לא את בריכת הפלסטוקווינון. לעומת זאת, תחלופה מרובה (MT) הבזקים מאפנון משרעת דופק (PAM) פלואורומטר יכול להפחית את שניהם. לשיטת ST יש יתרון ברור על פני שיטת MT בעת זיהוי המקורות האפשריים של NPQNSV על ידי מדידת קינטיקה של התאוששות בו זמנית של Fv / Fm, Fq ′/ Fm′, NPQNSV ו– σ PSII10. עד כה, מספר סוגים של מכשירי FRRf, כגון סוג צוללת, סוג קובט וסוג זרימה, זמינים מסחרית. FRRf מסוג צוללת מאפשר מדידות מיקום באוקיינוסים ובאגמים, ואילו FRRf מסוג cuvette מתאים למדידת נפחי מדגם קטנים. סוג הזרימה משמש בדרך כלל כדי למדוד ברציפות את הפוטופיזיולוגיה של פיטופלנקטון במים על פני השטח.

בהתחשב בהתפתחות של פלואורומטרים PAM, כולל סוג הקובט, עבור מגוון רחב של נושאים11, פלואורומטרים PAM עדיין נפוצים יותר מאשר FRRfs במחקר פוטופיזיולוגיה אצות12. לדוגמה, למרות מבנה תא המדגם ואת קיבולת cuvette בין כלים אלה רק שונה במקצת, PAM מסוג cuvette הוחל על phytoplanktons13,14,15, מיקרו-אצות בנטיות16,17,18, אצות קרח19, ואצות אפיזואיות20, בעוד FRRf מסוג cuvette הוחל בעיקר על פיטופלנקטונים21,22,23 ומספר מוגבל של קהילות אצות קרח24,25. בהתחשב ביעילותו, FRRf מסוג cuvette ישים באותה מידה לאצות בנטיות ואפיזואיות. לכן, הרחבת היישום שלה תספק תובנה ניכרת לתוך פוטופיזיולוגיה PSII, במיוחד עבור פוטופיזיולוגיה אצות אצות פחות ידוע.

אצות אפיזואיות קיבלו תשומת לב מועטה, עם מחקרים מעטים שבוחנים את הפוטופיזיולוגיה PSII שלהם20,26, ככל הנראה בשל תפקידיהם המשניים ברשתות מזון ימי27,28. עם זאת, אפיביונטים, כולל אצות אפיזואיות, יכולים להשפיע באופן חיובי על הדינמיקה הקהילתית של זואופלנקטון, כגון הגדלת שיעורי הרבייה וההישרדות29,30, כמו גם תהליכי השפעה שלילית, כגון הגדלת שיעור הטביעה22,31 ופגיעות לטורפים חזותיים32,33,34,35,36 . לכן, חקר הגורמים הסביבתיים והביולוגיים השולטים בדינמיקת האפיביונט בקהילות זואופלנקטון הוא קריטי.

בין אצות אפיזואיות, קולאקיום ארנברג 1834 (Euglenophyta) הוא קבוצה נפוצה, מים מתוקים, אצות 32,37,38,39 עם שלבי חיים שונים, כולל מצורף (איור 1A-D), פלנקטוני לא רגשן (איור 1E, F) ושלבים פלנקטוניים מוטיבים40,41 . במהלך השלב הפלנקטוני הלא-מוטיב, תאים חיים כפלנקטונים חד-תאיים, מושבות מצטברות או מושבות גיליון בשכבה אחת, המכוסות על ידי ריריות42. בשלב המצורף, Colacium sp. משתמש ברירית המופרשת מהקצה הקדמי של התא37,39,41 כדי לצרף אורגניזמים מצע (basibionts), במיוחד microcrustaceans41,43. מחזור החיים שלהם כרוך גם בהתנתקות מהשלד החיצוני המותך או מהבסיס המת ובשחייה עם הפלאגלה שלהם כדי למצוא אורגניזם מצע אחר39. הן שלבים פלנקטוניים והן שלבים מצורפים יכולים להגדיל את גודל האוכלוסייה שלהם על ידי mitosis40. למרות שהשלב המצורף שלהם הוא ההשערה כתכונה אבולוציונית לאיסוף משאבים, כגון אור44 ואלמנטים קורט41,45,46, או כאסטרטגיית פיזור27, מעט ראיות ניסיוניות זמינות על היבטים אלה37,41,44 ומנגנוני ההתקשרות העיקריים אינם ידועים ברובם. לדוגמה, רוסובסקי וקוגרנס ציפו שקולכסיום יקבל מנגן (Mn) ממצע קופפודס41, המרוכז בשלד החיצוני47.

כאן, אנו מתארים כיצד למדוד פוטופיזיולוגיה PSII של אצות פלנקטוניות ואת שיטת היישום הקשורה למיקוד אצות מצורפות (צירוף לזואופלנקטון) עם תאי קולאציום sp. באמצעות FRRf מסוג cuvette. אנו משתמשים במערכת Act2 המצוידת בשלוש דיודות פולטות אור (נורות LED) המספקות אנרגיית עירור הבזק המרוכזת ב- 444 ננומטר, 512 ננומטר ו- 633 nm48. כאן, 444 ננומטר (כחול) מתאים לשיא הקליטה של chrophyll a (Chl-a), בעוד 512 ננומטר (ירוק) ו 633 ננומטר (כתום) תואמים את פסגות הקליטה של phycoerythrin ו phycocyanin, בהתאמה. שיא זיהוי האותות הפלואורסצנטיים הוא 682 ננומטר עם רוחב פס של 30 ננומטר. מאז קשה למצוא את השלב הפלנקטוני של Colacium sp. בסביבות טבעיות, השלב המצורף שלהם נאסף עבור הניסויים. בין האורגניזמים הרבים של המצע, Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776 (Branchiopoda, דפניידה; איור 1A, B, G) הוא אחד הפשוטים ביותר לטיפול בשל מהירות השחייה האיטית שלהם, גודל הגוף הגדול שלהם (400-650 מיקרומטר) והתנהגות ייחודית (תלויה הפוך על פני המים). לכן, פרוטוקול זה משתמש Colacium sp. מצורף על S. mucronata כמקרה מבחן של מערכת קולציום-basibiont. כדי למנוע פלואורסצנטיות הנגזרת מתכולת המעיים, S. mucronata היה מורעב. כמו מחקר קודם דיווח כי אות פלואורסצנטיות מתכולת המעיים (אצות בלע) מציג ירידה של פי חמישה לאחר 40 דקות49, ציפינו כי 90 דקות רעב יהיה מספיק כדי למזער את האפשרות של פלואורסצנטיות תוכן המעי המשפיע על מדידת FRRf עם השפעות מינימליות של מתח ניסיוני Colacium sp., כגון מחסור בחומרים מזינים. יתר על כן, פרוטוקול זה יושם כדי להבהיר את מנגנון ההצמדה של Colacium sp. ולקבוע כיצד שתי מתכות, סידן (Ca) ומנגן (Mn) להשפיע על הפוטופיזיולוגיה של שני שלבים פלנקטוניים מצורפים. סידן ממלא תפקידי מפתח במסלולים הפוטוסינתטיים50 בדרכים מרובות, ושתי המתכות נדרשות כדי לבנות את הקומפלקסים המתפתחים בחמצן של PSII51. כמו סידן ומנגן מרוכזים מאוד carapace של zooplankton47 הסרטני, אנו משערים כי Colacium sp. פוטופיזיולוגיה עשוי להגיב באופן בולט יותר Ca ו Mn העשרה במהלך השלב הפלנקטוני אם שלב זה בחיים מקבל אלמנטים אלה מ S. mucronata במהלך השלב המצורף.

Protocol

1. דגימה לאסוף מי אגם מפני השטח על ידי דלי. כדי למקד Colacium sp. מחובר S. mucronata (איור 1A-C) לסנן 0.5-10 L של מי אגם באמצעות רשת רשת ניילון 100 מיקרומטר net52.הערה: S. mmorronata לעתים קרובות לצבור בצפיפות במים רדודים, אוטרופיים, בוציים, כגון בין ק…

Representative Results

לא הייתה השפעה משמעותית של פלואורסצנטיות בסיסית (איור 5) או פלואורסצנטיות Chl-a (איור 6) על ידי S. mucronata עד 5 אנשים (inds.) mL−1. עם זאת, Fv / Fm ו- NPQNSV הושפעו באופן משמעותי כאשר S. mucronata היה 7.5 inds·mL−1. לכן, למדידת הפו…

Discussion

פרוטוקול זה הדגים בפעם הראשונה כי פוטופיזיולוגיה של Colacium sp. במהלך השלב המצורף בסביבה טבעית דומה לשלב הפלנקטוני שלה במדיום AF-6. בנוסף, תכולת המעיים של S. mucronata מורעב לא השפיעה על קו הבסיס ועל פלואורסצנטיות Chl-a כאשר הצפיפות הייתה ≤5 inds·mL−1 (איור 5 <strong class="xfig"…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

העבודה נתמכה על ידי קרן המחקר השיתופית ממחוז שיגה תחת הכותרת “מחקר על איכות המים וסביבת קרקעית האגם להגנה על יציבות סביבת המים” במסגרת המענק היפני להתחדשות אזורית והקרן למחקר סביבתי ופיתוח טכנולוגיה (מס ‘5-1607) של המשרד לאיכות הסביבה, יפן. https://www.kantei.go.jp/jp/singi/tiiki/tiikisaisei/souseikoufukin.html. המחברים רוצים להודות לאנגו (www.enago.jp) על סקירת השפה האנגלית.

Materials

Acrodisc syringe filter Pall Corporation, Ann Arbor, MI, USA 0.2 μm pore size
Act2Run CTG Ltd., West Molesey, UK
Biotin Wako 023-08711 AF-6 medium
CaCl2·2H2O Wako 031-25031 AF-6 medium
CaCO3 Wako 036-00382 AF-6 medium
Citric acid Wako 036-05522 AF-6 medium
CoCl2·6H2O Wako 036-03682 AF-6 medium
Concentrated Chlorella Recenttec, Tokyo, Japan 20 mg C·mL−1 ; store at 4 °C
FastOcean Act2 CTG Ltd., West Molesey, UK
Fe-citrate Wako 093-00952 AF-6 medium
FeCl3·6H2O Wako 091-00872 AF-6 medium
HCLP-880PF Nippon Medical and Chemical Instruments
 Co., Ltd., Osaka, Japan		 With LED light bulbs
K2HPO4 Wako 160-04292 AF-6 medium
KH2PO4 Wako 167-04241 AF-6 medium
MgSO4·7H2O Wako 137-00402 AF-6 medium
MnCl3·4H2O Wako 139-00722 AF-6 medium
Na2EDTA Wako 343-01861 AF-6 medium
Na2MoO4 Wako 196-02472 AF-6 medium
NaNO3 Wako 191-02542 AF-6 medium
NH4NO3 Wako 015-03231 AF-6 medium
Plankton Counter Matsunami Glass, Osaka, Japan S6300
Pylex test tube CTG Ltd., West Molesey, UK With rim, 16 x 100 mm
Vit. B1 Wako 203-00851 AF-6 medium
Vit. B12 Wako 226-00343 AF-6 medium
Vit. B6 Wako 165-05401 AF-6 medium
ZnSO4·7H2O Wako 264-00402 AF-6 medium
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kolber, Z., Falkowski, P. G. Use of active fluorescence to estimate phytoplankton photosynthesis in situ. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1646-1665 (1993).
  2. Kolber, Z. S., Prášil, O., Falkowski, P. G. Measurements of variable chlorophyll fluorescence using fast repetition rate techniques: defining methodology and experimental protocols. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1367 (1), 88-106 (1998).
  3. Oxborough, K., Moore, C. M., Suggett, D. J., Lawson, T., Chan, H. G., Geider, R. J. Direct estimation of functional PSII reaction center concentration and PSII electron flux on a volume basis: a new approach to the analysis of Fast Repetition Rate fluorometry (FRRf) data. Limnology and Oceanography: Methods. 10 (3), 142-154 (2012).
  4. Smyth, T. J., Pemberton, K. L., Aiken, J., Geider, R. J. A methodology to determine primary production and phytoplankton photosynthetic parameters from fast repetition rate fluorometry. Journal of Plankton Research. 26 (11), 1337-1350 (2004).
  5. Lawrenz, E., et al. Predicting the electron requirement for carbon fixation in seas and oceans. PLoS ONE. 8 (3), 58137 (2013).
  6. Zhu, Y., et al. Relationship between light, community composition and the electron requirement for carbon fixation in natural phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 580, 83-100 (2017).
  7. Schuback, N., Tortell, P. D. Diurnal regulation of photosynthetic light absorption, electron transport and carbon fixation in two contrasting oceanic environments. Biogeosciences. 16 (7), 1381-1399 (2019).
  8. Cosgrove, J., Borowitzka, M. A. Chlorophyll fluorescence terminology: an introduction. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 1-17 (2010).
  9. McKew, B. A., et al. The trade-off between the light-harvesting and photoprotective functions of fucoxanthin-chlorophyll proteins dominates light acclimation in Emiliania huxleyi (clone CCMP 1516). New Phytologist. 200 (1), 74-85 (2013).
  10. Warner, M. E., Lesser, M. P., Ralph, P. J. Chlorophyll fluorescence in reef building corals. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 209-222 (2010).
  11. Bhagooli, R., et al. Chlorophyll fluorescence – A tool to assess photosynthetic performance and stress photophysiology in symbiotic marine invertebrates and seaplants. Marine Pollution Bulletin. 165, 112059 (2021).
  12. Zavafer, A., Labeeuw, L., Mancilla, C. Global trends of usage of chlorophyll fluorescence and projections for the next decade. Plant Phenomics. 2020, 6293145 (2020).
  13. Goto, N., Tanaka, Y., Mitamura, O. Relationships between carbon flow through freshwater phytoplankton and environmental factors in Lake Biwa, Japan. Fundamental and Applied Limnology/Archiv für Hydrobiologie. 184 (4), 261-275 (2014).
  14. Napoléon, C., Raimbault, V., Claquin, P. Influence of nutrient stress on the relationships between PAM measurements and carbon incorporation in four phytoplankton species. PLOS ONE. 8 (6), 66423 (2013).
  15. Morris, E. P., Kromkamp, J. C. Influence of temperature on the relationship between oxygen- and fluorescence-based estimates of photosynthetic parameters in a marine benthic diatom (Cylindrotheca closterium). European Journal of Phycology. 38 (2), 133-142 (2003).
  16. Fraga, S., Rodríguez, F., Bravo, I., Zapata, M., Marañón, E. Review of the main ecological features affecting benthic dinoflagellate blooms. Cryptogamie, Algologie. 33 (2), 171-179 (2012).
  17. McMinn, A., et al. Quantum yield of the marine benthic microflora of near-shore coastal Penang, Malaysia. Marine and Freshwater Research. 56 (7), 1047-1053 (2005).
  18. Salleh, S., McMinn, A. The effects of temperature on the photosynthetic parameters and recovery of two temperate benthic microalgae, Amphora cf. coffeaeformis and Cocconeis cf. sublittoralis (Bacillariophyceae). Journal of Phycology. 47 (6), 1413-1424 (2011).
  19. McMinn, A., Pankowskii, A., Ashworth, C., Bhagooli, R., Ralph, P., Ryan, K. In situ net primary productivity and photosynthesis of Antarctic sea ice algal, phytoplankton and benthic algal communities. Marine Biology. 157 (6), 1345-1356 (2010).
  20. Garbary, D. J., Bird, C. J., Kim, K. Y. Sporocladopsis jackii, sp. nov. (Chroolepidaceae, chlorophyta): a new species from eastern Canada and Maine symbiotic with the mud snail, Ilyanassa obsoleta (Gastropoda). Rhodora. 107 (929), 52-68 (2005).
  21. Suggett, D. J., Oxborough, K., Baker, N. R., MacIntyre, H. L., Kana, T. M., Geider, R. J. Fast repetition rate and pulse amplitude modulation chlorophyll a fluorescence measurements for assessment of photosynthetic electron transport in marine phytoplankton. European Journal of Phycology. 38 (4), 371-384 (2003).
  22. Hughes, D. J., et al. Impact of nitrogen availability upon the electron requirement for carbon fixation in Australian coastal phytoplankton communities. Limnology and Oceanography. 63 (5), 1891-1910 (2018).
  23. Melrose, D. C., Oviatt, C. A., O’Reilly, J. E., Berman, M. S. Comparisons of fast repetition rate fluorescence estimated primary production and 14C uptake by phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 311, 37-46 (2006).
  24. Yoshida, K., Seger, A., Kennedy, F., McMinn, A., Suzuki, K. Freezing, melting, and light stress on the photophysiology of ice algae: ex situ incubation of the ice algal diatom Fragilariopsis cylindrus (Bacillariophyceae) using an ice tank. Journal of Phycology. 56 (5), 1323-1338 (2020).
  25. Selz, V., et al. Ice algal communities in the Chukchi and Beaufort Seas in spring and early summer: composition, distribution, and coupling with phytoplankton assemblages. Limnology and Oceanography. 63 (3), 1109-1133 (2018).
  26. Falasco, E., Bo, T., Ghia, D., Gruppuso, L., Bona, F., Fenoglio, S. Diatoms prefer strangers: non-indigenous crayfish host completely different epizoic algal diatom communities from sympatric native species. Biological Invasions. 20 (10), 2767-2776 (2018).
  27. Møhlenberg, F., Kaas, H. Colacium vesiculosum Ehrenberg (Euglenophyceae), infestation of planktonic copepods in the Western Baltic. Ophelia. 31 (2), 125-132 (1990).
  28. Zalocar, Y., Frutos, S. M., Casco, S. L., Forastier, M. E., Vallejos, S. V. Prevalence of Colacium vesiculosum (Colaciales: Euglenophyceae) on planktonic crustaceans in a subtropical shallow lake of Argentina. Revista De Biologia Tropical. 59 (3), 1295-1306 (2011).
  29. Barea-Arco, J., Pérez-Martínez, C., Morales-Baquero, R. Evidence of a mutualistic relationship between an algal epibiont and its host, Daphnia pulicaria. Limnology and Oceanography. 46 (4), 871-881 (2001).
  30. Decaestecker, E., Declerck, S., De Meester, L., Ebert, D. Ecological implications of parasites in natural Daphnia populations. Oecologia. 144 (3), 382-390 (2005).
  31. Allen, Y. C., Stasio, B. T. D., Ramcharan, C. W. Individual and population level consequences of an algal epibiont on Daphnia. Limnology and Oceanography. 38 (3), 592-601 (1993).
  32. Willey, R. L., Cantrell, P. A., Threlkeld, S. T. Epibiotic euglenoid flagellates increase the susceptibility of some zooplankton to fish predation. Limnology and Oceanography. 35 (4), 952-959 (1990).
  33. Green, J. Parasites and epibionts of Cladocera. The Transactions of the Zoological Society of London. 32 (6), 417-515 (1974).
  34. Evans, M. S., Sicko-Goad, L. M., Omair, M. Seasonal occurrence of Tokophrya quadripartita (Suctoria) as epibionts on adult Limnocalanus macrurus (Copepoda: Calanoida) in southeastern Lake Michigan. Transactions of the American Microscopical Society. 98 (1), 102-109 (1979).
  35. Chiavelli, D. A., Mills, E. L., Threlkeld, S. T. Host preference, seasonality, and community interactions of zooplankton epibionts. Limnology and Oceanography. 38 (3), 574-583 (1993).
  36. Willey, R. L., Willey, R. B., Threlkeld, S. T. Planktivore effects on zooplankton epibiont communities: epibiont pigmentation effects. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1818-1822 (1993).
  37. Rosowski, J. R., Willey, R. L. Colacium libellae sp. nov. (euglenophyceae), a photosynthetic inhabitant of the larval damselfly rectum. Journal of Phycology. 11 (3), 310-315 (1975).
  38. Willey, R. L., Threlkeld, S. T. Organization of crustacean epizoan communities in a chain of subalpine ponds. Limnology and Oceanography. 38 (3), 623-627 (1993).
  39. Al-Dhaheri, R. S., Willey, R. L. Colonization and reproduction of the epibiotic flagellate Colacium vesiculosum (euglenophyceae) on Daphnia pulex. Journal of Phycology. 32 (5), 770-774 (1996).
  40. Rosowski, J. R. Photosynthetic euglenoids. Freshwater Algae of North America. , 383-422 (2003).
  41. Rosowski, J. R., Kugrens, P. Observations on the euglenoid Colacium with special reference to the formation and morphology of attachment material. Journal of Phycology. 9 (4), 370-383 (1973).
  42. Salmaso, N., Tolotti, M. Other phytoflagellates and groups of lesser importance. Encyclopedia of Inland Waters. , 174-183 (2009).
  43. Threlkeld, S. T., Chiavelli, D. A., Willey, R. L. The organization of zooplankton epibiont communities. Trends in Ecology & Evolution. 8 (9), 317-321 (1993).
  44. Bertolo, A., Rodríguez, M. A., Lacroix, G. Control mechanisms of photosynthetic epibionts on zooplankton: an experimental approach. Ecosphere. 6 (11), (2015).
  45. Pringsheim, E. G. Notiz über Colacium (Euglenaceae). Österreichische Botanische Zeitschrift. 100 (3), 270-275 (1953).
  46. Wołowski, K., Duangjan, K., Peerapornpisal, Y. Colacium minimum (Euglenophyta), a new epiphytic species for Asia. Polish Botanical Journal. 60 (2), 179-185 (2015).
  47. Martin, J. H., Knauer, G. A. The elemental composition of plankton. Geochimica et Cosmochimica Acta. 37 (7), 1639-1653 (1973).
  48. Kazama, T., Hayakawa, K., Kuwahara, V. S., Shimotori, K., Imai, A., Komatsu, K. Development of photosynthetic carbon fixation model using multi-excitation wavelength fast repetition rate fluorometry in Lake Biwa. PLOS ONE. 16 (2), 0238013 (2021).
  49. Chesney, T., Sastri, A. R., Beisner, B. E., Nandini, S., Sarma, S. S. S., Juneau, P. Application of fluorometry (Phyto-PAM) for assessing food selection by cladocerans. Hydrobiologia. 829 (1), 133-142 (2019).
  50. Wang, Q., Yang, S., Wan, S., Li, X. The significance of calcium in photosynthesis. International Journal of Molecular Sciences. 20 (6), 1353 (2019).
  51. Dau, H., Haumann, M. Eight steps preceding O-O bond formation in oxygenic photosynthesis-A basic reaction cycle of the photosystem II manganese complex. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767 (6), 472-483 (2007).
  52. Suthers, I., Bowling, L., Kobayashi, T., Rissik, D. . Sampling methods for plankton. Plankton: A guide to their ecology and monitoring for water quality. , 63-90 (2019).
  53. Błędzki, L. A., Rybak, J. I. . Freshwater Crustacean Zooplankton of Europe: Cladocera & Copepoda (Calanoida, Cyclopoida) Key to species identification, with notes on ecology, distribution, methods and introduction to data analysis. , (2016).
  54. Kato, S. Laboratory culture and morphology of Colacium vesiculosum Ehrb. (Euglenophyceae). Japanese Journal of Phycology (Sorui). 30, 63-67 (1982).
  55. Serôdio, J., Campbell, D. A. Photoinhibition in optically thick samples: Effects of light attenuation on chlorophyll fluorescence-based parameters. Journal of Theoretical Biology. 513, 110580 (2021).
  56. Sylvan, J. B., Quigg, A., Tozzi, S., Ammerman, J. W. Eutrophication-induced phosphorus limitation in the Mississippi River plume: evidence from fast repetition rate fluorometry. Limnology and Oceanography. 52 (6), 2679-2685 (2007).
  57. Browning, T. J., et al. P. Nutrient regulation of late spring phytoplankton blooms in the midlatitude North Atlantic. Limnology and Oceanography. 65 (6), 1136-1148 (2020).
  58. Pausch, F., Bischof, K., Trimborn, S. Iron and manganese co-limit growth of the Southern Ocean diatom Chaetoceros debilis. PLOS ONE. 14 (9), 0221959 (2019).
  59. Ferroni, L., Baldisserotto, C., Fasulo, M. P., Pagnoni, A., Pancaldi, S. Adaptive modifications of the photosynthetic apparatus in Euglena gracilis Klebs exposed to manganese excess. Protoplasma. 224 (3), 167-177 (2004).
  60. Gaiser, E. E., Bachmann, R. W. Seasonality, substrate pereference and attachment sites of epizoic diatoms on cladoceran zooplankton. Journal of Plankton Research. 16 (1), 53-68 (1994).
  61. Totti, C., et al. The diversity of epizoic diatoms: relationships between diatoms and marine invertebrates. The Diversity of Epizoic Diatoms. 16, 323-343 (2011).
  62. Perkins, M., Effler, S. W., Strait, C. M. Phytoplankton absorption and the chlorophyll a-specific absorption coefficient in dynamic Onondaga Lake. Inland Waters. 4 (2), 133-146 (2014).
  63. Kromkamp, J., Capuzzo, E., Philippart, C. J. M. Measuring phytoplankton primary production: review of existing methodologies and suggestions for a common approach. EcApRHA Deliverable WP 3.2. 28, (2017).
  64. Hughes, D., et al. Roadmaps and detours: active chlorophyll-a assessments of primary productivity across marine and freshwater systems. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12039-12054 (2018).
  65. Perkins, R. G., et al. . The application of variable chlorophyll fluorescence to microphytobenthic biofilms. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. 4, 237-275 (2010).
  66. Schuback, N., Flecken, M., Maldonado, M. T., Tortell, P. D. Diurnal variation in the coupling of photosynthetic electron transport and carbon fixation in iron-limited phytoplankton in the NE subarctic Pacific. Biogeosciences. 13 (4), 1019-1035 (2016).
  67. Schreiber, U., Gademann, R., Ralph, P. J., Larkum, A. W. D. Assessment of photosynthetic performance of Prochloron in Lissoclinum patella in hospite by chlorophyll fluorescence measurements. Plant and Cell Physiology. 38 (8), 945-951 (1997).
  68. Garbary, D. J., Miller, A. G., Scrosati, R. A. Ascophyllum nodosum and its symbionts: XI. The epiphyte Vertebrata lanosa performs better photosynthetically when attached to Ascophyllum than when alone. Algae. 29 (4), 321-331 (2014).
  69. Gorbunov, M. Y., Kolber, Z. S., Lesser, M. P., Falkowski, P. G. Photosynthesis and photoprotection in symbiotic corals. Limnology and Oceanography. 46 (1), 75-85 (2001).
  70. Yellowlees, D., Warner, M. Photosynthesis in symbiotic algae. Photosynthesis in Algae. 14, 437-455 (2003).
  71. Wojtasiewicz, B., Stoń-Egiert, J. Bio-optical characterization of selected cyanobacteria strains present in marine and freshwater ecosystems. Journal of Applied Phycology. 28 (4), 2299-2314 (2016).
  72. Aardema, H. M., Rijkeboer, M., Lefebvre, A., Veen, A., Kromkamp, J. C. High-resolution underway measurements of phytoplankton photosynthesis and abundance as an innovative addition to water quality monitoring programs. Ocean Science. 15 (5), 1267-1285 (2019).

Tags

PhotophysiologyAttached AlgaeColacium Sp.Cuvette-type Fast Repetition Rate FluorometerZooplanktonScapholeberis MucronataFluorescenceChlorophyll AAF-6 MediumBaseline FluorescencePhotosynthetic ActivityReal-time MeasurementSample Distraction

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kazama, T., Hayakawa, K., Shimotori, K., Imai, A. Measuring Photophysiology of Attached Stage of Colacium sp. by a Cuvette-Type Fast Repetition Rate Fluorometer. J. Vis. Exp. (177), e63108, doi:10.3791/63108 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image