JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
자동 번역
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
생물학

Colacium sp.'nin Bağlı Aşamasının Fotofizyolojisinin Küvet Tipi Hızlı Tekrarlama Hızı Florometresi ile Ölçülmesi

Published: November 12, 2021
doi:
10.3791/63108
, , ,
1Lake Biwa Branch Office,National Institute for Environmental Studies, 2Center for Regional Environmental Research,National Institute for Environmental Studies, 3Graduate School of Human Development and Environment,Kobe University, 4Lake Biwa Environmental Research Institute

Summary

Hızlı tekrarlama hızı florometresi (FRRf), fotosistem II fotofizyolojisini ve birincil üretkenliği ölçmek için faydalı bir yöntemdir. Burada, küvet tipi FRRf kullanarak substrat zooplankton üzerindeki epizoik alglerin, Colacium sp.’nin PSII fotofizyolojisini ölçmek için bir protokol tarif ediyoruz.

Abstract

Hızlı tekrarlama hızı florometresi (FRRf), fotosistem II (PSII) fotofizyolojisini ve birincil üretkenliği ölçmek için faydalı bir yöntemdir. FRRf, çeşitli ökaryotik algler ve siyanobakteriler için PSII absorpsiyon kesitini (σ PSII), maksimum fotokimyasal verimliliği (Fv / Fm), etkili fotokimyasal verimliliği (Fq ′ / Fm ′) ve fotokimyasal olmayan söndürmeyi (NPQNSV) ölçebilse de, bugüne kadar neredeyse tüm FRRf çalışmaları fitoplanktonlara odaklanmıştır. Burada, protokol epizoik alg Colacium sp’nin PSII fotofizyolojisinin nasıl ölçüleceğini açıklamaktadır. Ehrenberg 1834 (Euglenophyta), ekli aşamasında (zooplanktona bağlı), küvet tipi FRRf kullanarak. İlk olarak, substrat zooplanktonunun (Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776, Cladocera, Daphniidae) bazal floresan ve σ PSII, Fv / Fm, Fq′ / Fm′ ve planktonik Colacium sp’nin NPQNSV’si üzerindeki etkilerini tahmin ettik. Bu metodolojiyi doğrulamak için, S. mucronata’ya bağlı Colacium sp.’nin fotofizyoloji ölçümlerini kaydettik ve bu sonuçları planktonik aşamasıyla karşılaştırdık. Temsili sonuçlar, protokolün kalsiyum (Ca) ve manganezin (Mn) Colacium sp. fotofizyolojisi üzerindeki etkilerini nasıl belirleyebileceğini ve Mn zenginleştirmenin bağlı ve planktonik aşamalar arasındaki çeşitli etkilerini nasıl tanımlayabileceğini göstermiştir. Son olarak, bu protokolün diğer perifitik alglere uyarlanabilirliğini tartışıyoruz.

Introduction

Klorofil değişken floresansı, alg fotosistem II (PSII) fotofizyolojisini ölçmek için yararlı bir araçtır. Algler, PSII fotofizyolojilerini değiştirerek aşırı ışık ve besin eksikliği gibi çeşitli çevresel streslere yanıt verir. Hızlı tekrarlama hızı florometresi (FRRf), PSII fotofizyolojisini1,2 ölçmek ve birincil üretkenliği tahmin etmek için yaygın bir yöntemdir1,3,4, fitoplankton PSII fotofizyolojisinin yanı sıra geniş uzamsal ve zamansal ölçeklerde birincil üretkenliğin izlenmesini sağlar5,6,7. FRRf aynı anda PSII (σ PSII) absorpsiyon kesitini, reaksiyon merkezi ([RCII]) konsantrasyonunu, maksimum fotokimyasal verimliliği (Fv / Fm), etkili fotokimyasal verimliliği (Fq ′ / Fm) ve fotokimyasal olmayan söndürmeyi (NPQNSV) ölçebilir (Tablo 1). Genel olarak, Fv/Fm ve Fq′/Fm′ PSII aktivitesi8 olarak tanımlanırken, NPQNSV göreceli ısı ile dağılmış enerji9 olarak tanımlanır.

Önemli olarak, FRRf’nin tek devirli (ST) flaşları, birincil kinon elektron alıcısı QA’yı tamamen azaltır, ancak plastokinon havuzunu azaltmaz. Tersine, bir darbe genlik modülasyonu (PAM) florometresinden gelen çoklu devir (MT) yanıp sönmeleri her ikisini de azaltabilir. ST yöntemi, Fv/Fm, Fq′/Fm′, NPQNSV ve σ PSII10’un geri kazanım kinetiğini eşzamanlı olarak ölçerek NPQNSV’nin olası kökenlerini belirlerken MT yöntemine göre açık bir avantaja sahiptir. Bugüne kadar, dalgıç tipi, küvet tipi ve akış tipi gibi çeşitli FRRf enstrümanları ticari olarak temin edilebilir. Dalgıç tipi FRRf, okyanuslarda ve göllerde yerinde ölçümlere olanak tanırken, küvet tipi FRRf, küçük numune hacimlerini ölçmek için uygundur. Akış tipi, yüzey sularındaki fitoplanktonların fotofizyolojisini sürekli olarak ölçmek için yaygın olarak kullanılır.

Çok çeşitli denekler için11 küvet tipi de dahil olmak üzere PAM florometrelerinin gelişimi göz önüne alındığında, PAM florometreleri alg fotofizyolojisi araştırmalarında FRRf’lerden hala daha yaygındır12. Örneğin, bu aletler arasındaki numune haznesi yapısı ve küvet kapasitesi sadece biraz farklılık gösterse de, küvet tipi PAM fitoplanktons13,14,15, bentik mikroalgler16,17,18, buz algleri19 ve epizoik alglere20 uygulanırken, küvet tipi FRRf öncelikle fitoplanktonlara21,22,23 uygulanmıştır. ve sınırlı sayıda buz alg topluluğu24,25. Etkinliği göz önüne alındığında, küvet tipi FRRf, bentik ve epizoik alglere eşit derecede uygulanabilir. Bu nedenle, uygulamasının genişletilmesi, özellikle daha az bilinen epizoik alg fotofizyolojisi için PSII fotofizyolojisi hakkında önemli bilgiler sağlayacaktır.

Epizoik algler, PSII fotofizyolojilerini20,26 inceleyen az sayıda çalışmayla, büyük olasılıkla sucul gıda ağlarındaki küçük rollerinden dolayı27,28 çok az dikkat çekmiştir. Bununla birlikte, epizoik algler de dahil olmak üzere epibiyontlar, üreme ve hayatta kalma oranlarının artması gibi zooplankton topluluk dinamiklerini29,30 ve ayrıca batma oranını29,31 ve görsel yırtıcılara karşı savunmasızlığı artırmak gibi süreçleri olumsuz yönde etkileyebilir32,33,34,35,36 . Bu nedenle, zooplankton topluluklarında epibiyont dinamiklerini kontrol eden çevresel ve biyolojik faktörlerin araştırılması çok önemlidir.

Epizoik algler arasında, Colacium Ehrenberg 1834 (Euglenophyta), ekli (Şekil 1A-D), hareketli olmayan planktonik (Şekil 1E, F) ve hareketli planktonik aşamalar dahil olmak üzere çeşitli yaşam aşamalarına sahip yaygın, tatlı su, alg grubu32,37,38,39’dur40,41 . Hareketli olmayan planktonik aşamada, hücreler müsilaj ile kaplı tek hücreli planktonlar, toplanmış koloniler veya tek katmanlı tabaka kolonileri olarak yaşarlar42. Ekli aşamada, Colacium sp., substrat organizmalarına (bazibiontlar), özellikle de mikrokabuklulara41,43 bağlanmak için hücrenin ön ucundan atılan müsilajı kullanır37,39,41. Yaşam döngüleri ayrıca erimiş dış iskeletten veya ölü bazibionttan ayrılmayı ve başka bir substrat organizması bulmak için flagellalarıyla yüzmeyi içerir39. Hem planktonik hem de ekli aşamalar mitoz ile popülasyon büyüklüklerini artırabilir40. Her ne kadar bunlara bağlı aşamalarının ışık44 ve eser elementler41,45,46 gibi kaynakları toplamak için evrimsel bir özellik olduğu veya bir dağılım stratejisi27 olduğu varsayılmış olsa da, bu yönlerle37,41,44 hakkında çok az deneysel kanıt mevcuttur ve anahtar bağlanma mekanizmaları büyük ölçüde bilinmemektedir. Örneğin, Rosowski ve Kugrens, Colacium’un dış iskelette47 yoğunlaşan substrat kopepodlarından41 manganez (Mn) elde etmesini beklediler.

Burada, planktonik alglerin PSII fotofizyolojisinin nasıl ölçüleceğini ve küvet tipi FRRf kullanarak Colacium sp. hücreleri ile bağlı algleri (zooplanktona bağlanarak) hedeflemek için ilgili uygulama yöntemini açıklıyoruz. 444 nm, 512 nm ve 633 nm48 merkezli flaş uyarma enerjisi sağlayan üç ışık yayan diyot (LED) ile donatılmış Act2 sistemini kullanıyoruz. Burada, 444 nm (mavi), krofil a’nın (Chl-a) absorpsiyon zirvesine karşılık gelirken, 512 nm (yeşil) ve 633 nm (turuncu) sırasıyla fikoeritrin ve fikosiyaninin absorpsiyon zirvelerine karşılık gelir. Floresan sinyal algılama zirvesi, 30 nm yarım bant genişliği ile 682 nm’dir. Colacium sp.’nin planktonik evresini doğal ortamlarda bulmak zor olduğundan, deneyler için ekli aşamaları toplanmıştır. Çok sayıda substrat organizması arasında, Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776 (Branchiopoda, Daphniidae; Şekil 1A, B, G), yavaş yüzme hızları, büyük vücut boyutları (400-650 μm) ve benzersiz davranışları (su yüzeyinde baş aşağı asılı) nedeniyle kullanımı en basit olanlardan biridir. Bu nedenle, bu protokol Kolacium-bazibiont sisteminin bir vaka çalışması olarak S. mucronata’ya bağlı Colacium sp.’yi kullanır. Bağırsak içeriğinden türetilen floresansı önlemek için, S. mucronata aç bırakıldı. Önceki bir çalışmada, bağırsak içeriğinden (yutulan algler) gelen floresan sinyalinin 40 dakika 49’dan sonra beş kat azalma gösterdiği bildirildiğinden, 90 dakikalık açlığın, FRRf ölçümünü etkileyen bağırsak içeriği floresansı olasılığını en aza indirmek için yeterli olacağını bekledik. Ayrıca, bu protokol Colacium sp.’nin bağlanma mekanizmasını açıklığa kavuşturmak ve iki metalin, kalsiyum (Ca) ve manganezin (Mn) hem planktonik hem de bağlı aşamaların fotofizyolojisini nasıl etkilediğini belirlemek için uygulanmıştır. Kalsiyum, fotosentetik yollarda50 birçok yönden kilit rol oynar ve PSII51’in oksijenle evrimleşen komplekslerini oluşturmak için her iki metal de gereklidir. Kalsiyum ve manganez, kabuklu zooplankton47’nin kabuğunda oldukça yoğunlaştığından, Colacium sp. fotofizyolojisinin, bu yaşam aşaması bu elementleri ekli aşamada S. mucronata’dan elde ederse, planktonik aşamada Ca ve Mn zenginleştirmesine daha belirgin bir şekilde yanıt verebileceğini varsayıyoruz.

Protocol

1. Örnekleme Göl suyunu yüzeyden bir kova ile toplayın. S. mucronata’ya bağlı Colacium sp.’yi hedeflemek için (Şekil 1A-C) 100 μm naylon ağ kullanarak 0.5-10 L göl suyunu filtreleyin52.NOT: S. mucronata genellikle sazlık (fragmitler) alanlar arasında olduğu gibi sığ, ötrofik, çamurlu sularda yoğun bir şekilde toplanır. Konsantre numuneleri 500 mL plastik şişeler…

Representative Results

S. mucronata tarafından 5 bireye (inds.) mL−1’e kadar bazal floresan (Şekil 5) veya Chl-a floresansının (Şekil 6) anlamlı bir etkisi yoktu. Bununla birlikte, Fv / Fm ve NPQNSV, S. mucronata 7.5 inds · mL − 1 olduğunda önemli ölçüde etkilendi. Bu nedenle, ekli aşamada Colacium sp.’nin fotofizyolojisini ölçmek için, küvette yeterli <e…

Discussion

Bu protokol ilk kez, doğal bir ortamda ekli aşama sırasında Colacium sp.’nin fotofizyolojisinin, AF-6 ortamındaki planktonik aşamasıyla karşılaştırılabilir olduğunu göstermiştir. Ek olarak, açlıktan ölen S. mucronata’nın bağırsak içeriği, yoğunluk ≤5 inds · mL−1 olduğunda taban çizgisini ve Chl-a floresansını etkilememiştir (Şekil 5 ve Şekil 6). Bu sonuçlar, bu protokolün düşük substr…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Çalışma, Japonya Çevre Bakanlığı’nın Japon Bölgesel Canlandırma Hibesi ve Çevre Araştırma ve Teknoloji Geliştirme Fonu (No. 5-1607) kapsamında Shiga Vilayeti’nden “Su ortamının sağlamlığının korunması için su kalitesi ve göl tabanı ortamı üzerine çalışma” başlıklı İşbirlikçi Araştırma Fonu tarafından desteklenmiştir. https://www.kantei.go.jp/jp/singi/tiiki/tiikisaisei/souseikoufukin.html. Yazarlar, İngilizce dil incelemesi için Enago’ya (www.enago.jp) teşekkür eder.

Materials

Acrodisc syringe filter Pall Corporation, Ann Arbor, MI, USA 0.2 μm pore size
Act2Run CTG Ltd., West Molesey, UK
Biotin Wako 023-08711 AF-6 medium
CaCl2·2H2O Wako 031-25031 AF-6 medium
CaCO3 Wako 036-00382 AF-6 medium
Citric acid Wako 036-05522 AF-6 medium
CoCl2·6H2O Wako 036-03682 AF-6 medium
Concentrated Chlorella Recenttec, Tokyo, Japan 20 mg C·mL−1 ; store at 4 °C
FastOcean Act2 CTG Ltd., West Molesey, UK
Fe-citrate Wako 093-00952 AF-6 medium
FeCl3·6H2O Wako 091-00872 AF-6 medium
HCLP-880PF Nippon Medical and Chemical Instruments
 Co., Ltd., Osaka, Japan		 With LED light bulbs
K2HPO4 Wako 160-04292 AF-6 medium
KH2PO4 Wako 167-04241 AF-6 medium
MgSO4·7H2O Wako 137-00402 AF-6 medium
MnCl3·4H2O Wako 139-00722 AF-6 medium
Na2EDTA Wako 343-01861 AF-6 medium
Na2MoO4 Wako 196-02472 AF-6 medium
NaNO3 Wako 191-02542 AF-6 medium
NH4NO3 Wako 015-03231 AF-6 medium
Plankton Counter Matsunami Glass, Osaka, Japan S6300
Pylex test tube CTG Ltd., West Molesey, UK With rim, 16 x 100 mm
Vit. B1 Wako 203-00851 AF-6 medium
Vit. B12 Wako 226-00343 AF-6 medium
Vit. B6 Wako 165-05401 AF-6 medium
ZnSO4·7H2O Wako 264-00402 AF-6 medium
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kolber, Z., Falkowski, P. G. Use of active fluorescence to estimate phytoplankton photosynthesis in situ. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1646-1665 (1993).
  2. Kolber, Z. S., Prášil, O., Falkowski, P. G. Measurements of variable chlorophyll fluorescence using fast repetition rate techniques: defining methodology and experimental protocols. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1367 (1), 88-106 (1998).
  3. Oxborough, K., Moore, C. M., Suggett, D. J., Lawson, T., Chan, H. G., Geider, R. J. Direct estimation of functional PSII reaction center concentration and PSII electron flux on a volume basis: a new approach to the analysis of Fast Repetition Rate fluorometry (FRRf) data. Limnology and Oceanography: Methods. 10 (3), 142-154 (2012).
  4. Smyth, T. J., Pemberton, K. L., Aiken, J., Geider, R. J. A methodology to determine primary production and phytoplankton photosynthetic parameters from fast repetition rate fluorometry. Journal of Plankton Research. 26 (11), 1337-1350 (2004).
  5. Lawrenz, E., et al. Predicting the electron requirement for carbon fixation in seas and oceans. PLoS ONE. 8 (3), 58137 (2013).
  6. Zhu, Y., et al. Relationship between light, community composition and the electron requirement for carbon fixation in natural phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 580, 83-100 (2017).
  7. Schuback, N., Tortell, P. D. Diurnal regulation of photosynthetic light absorption, electron transport and carbon fixation in two contrasting oceanic environments. Biogeosciences. 16 (7), 1381-1399 (2019).
  8. Cosgrove, J., Borowitzka, M. A. Chlorophyll fluorescence terminology: an introduction. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 1-17 (2010).
  9. McKew, B. A., et al. The trade-off between the light-harvesting and photoprotective functions of fucoxanthin-chlorophyll proteins dominates light acclimation in Emiliania huxleyi (clone CCMP 1516). New Phytologist. 200 (1), 74-85 (2013).
  10. Warner, M. E., Lesser, M. P., Ralph, P. J. Chlorophyll fluorescence in reef building corals. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , 209-222 (2010).
  11. Bhagooli, R., et al. Chlorophyll fluorescence – A tool to assess photosynthetic performance and stress photophysiology in symbiotic marine invertebrates and seaplants. Marine Pollution Bulletin. 165, 112059 (2021).
  12. Zavafer, A., Labeeuw, L., Mancilla, C. Global trends of usage of chlorophyll fluorescence and projections for the next decade. Plant Phenomics. 2020, 6293145 (2020).
  13. Goto, N., Tanaka, Y., Mitamura, O. Relationships between carbon flow through freshwater phytoplankton and environmental factors in Lake Biwa, Japan. Fundamental and Applied Limnology/Archiv für Hydrobiologie. 184 (4), 261-275 (2014).
  14. Napoléon, C., Raimbault, V., Claquin, P. Influence of nutrient stress on the relationships between PAM measurements and carbon incorporation in four phytoplankton species. PLOS ONE. 8 (6), 66423 (2013).
  15. Morris, E. P., Kromkamp, J. C. Influence of temperature on the relationship between oxygen- and fluorescence-based estimates of photosynthetic parameters in a marine benthic diatom (Cylindrotheca closterium). European Journal of Phycology. 38 (2), 133-142 (2003).
  16. Fraga, S., Rodríguez, F., Bravo, I., Zapata, M., Marañón, E. Review of the main ecological features affecting benthic dinoflagellate blooms. Cryptogamie, Algologie. 33 (2), 171-179 (2012).
  17. McMinn, A., et al. Quantum yield of the marine benthic microflora of near-shore coastal Penang, Malaysia. Marine and Freshwater Research. 56 (7), 1047-1053 (2005).
  18. Salleh, S., McMinn, A. The effects of temperature on the photosynthetic parameters and recovery of two temperate benthic microalgae, Amphora cf. coffeaeformis and Cocconeis cf. sublittoralis (Bacillariophyceae). Journal of Phycology. 47 (6), 1413-1424 (2011).
  19. McMinn, A., Pankowskii, A., Ashworth, C., Bhagooli, R., Ralph, P., Ryan, K. In situ net primary productivity and photosynthesis of Antarctic sea ice algal, phytoplankton and benthic algal communities. Marine Biology. 157 (6), 1345-1356 (2010).
  20. Garbary, D. J., Bird, C. J., Kim, K. Y. Sporocladopsis jackii, sp. nov. (Chroolepidaceae, chlorophyta): a new species from eastern Canada and Maine symbiotic with the mud snail, Ilyanassa obsoleta (Gastropoda). Rhodora. 107 (929), 52-68 (2005).
  21. Suggett, D. J., Oxborough, K., Baker, N. R., MacIntyre, H. L., Kana, T. M., Geider, R. J. Fast repetition rate and pulse amplitude modulation chlorophyll a fluorescence measurements for assessment of photosynthetic electron transport in marine phytoplankton. European Journal of Phycology. 38 (4), 371-384 (2003).
  22. Hughes, D. J., et al. Impact of nitrogen availability upon the electron requirement for carbon fixation in Australian coastal phytoplankton communities. Limnology and Oceanography. 63 (5), 1891-1910 (2018).
  23. Melrose, D. C., Oviatt, C. A., O’Reilly, J. E., Berman, M. S. Comparisons of fast repetition rate fluorescence estimated primary production and 14C uptake by phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 311, 37-46 (2006).
  24. Yoshida, K., Seger, A., Kennedy, F., McMinn, A., Suzuki, K. Freezing, melting, and light stress on the photophysiology of ice algae: ex situ incubation of the ice algal diatom Fragilariopsis cylindrus (Bacillariophyceae) using an ice tank. Journal of Phycology. 56 (5), 1323-1338 (2020).
  25. Selz, V., et al. Ice algal communities in the Chukchi and Beaufort Seas in spring and early summer: composition, distribution, and coupling with phytoplankton assemblages. Limnology and Oceanography. 63 (3), 1109-1133 (2018).
  26. Falasco, E., Bo, T., Ghia, D., Gruppuso, L., Bona, F., Fenoglio, S. Diatoms prefer strangers: non-indigenous crayfish host completely different epizoic algal diatom communities from sympatric native species. Biological Invasions. 20 (10), 2767-2776 (2018).
  27. Møhlenberg, F., Kaas, H. Colacium vesiculosum Ehrenberg (Euglenophyceae), infestation of planktonic copepods in the Western Baltic. Ophelia. 31 (2), 125-132 (1990).
  28. Zalocar, Y., Frutos, S. M., Casco, S. L., Forastier, M. E., Vallejos, S. V. Prevalence of Colacium vesiculosum (Colaciales: Euglenophyceae) on planktonic crustaceans in a subtropical shallow lake of Argentina. Revista De Biologia Tropical. 59 (3), 1295-1306 (2011).
  29. Barea-Arco, J., Pérez-Martínez, C., Morales-Baquero, R. Evidence of a mutualistic relationship between an algal epibiont and its host, Daphnia pulicaria. Limnology and Oceanography. 46 (4), 871-881 (2001).
  30. Decaestecker, E., Declerck, S., De Meester, L., Ebert, D. Ecological implications of parasites in natural Daphnia populations. Oecologia. 144 (3), 382-390 (2005).
  31. Allen, Y. C., Stasio, B. T. D., Ramcharan, C. W. Individual and population level consequences of an algal epibiont on Daphnia. Limnology and Oceanography. 38 (3), 592-601 (1993).
  32. Willey, R. L., Cantrell, P. A., Threlkeld, S. T. Epibiotic euglenoid flagellates increase the susceptibility of some zooplankton to fish predation. Limnology and Oceanography. 35 (4), 952-959 (1990).
  33. Green, J. Parasites and epibionts of Cladocera. The Transactions of the Zoological Society of London. 32 (6), 417-515 (1974).
  34. Evans, M. S., Sicko-Goad, L. M., Omair, M. Seasonal occurrence of Tokophrya quadripartita (Suctoria) as epibionts on adult Limnocalanus macrurus (Copepoda: Calanoida) in southeastern Lake Michigan. Transactions of the American Microscopical Society. 98 (1), 102-109 (1979).
  35. Chiavelli, D. A., Mills, E. L., Threlkeld, S. T. Host preference, seasonality, and community interactions of zooplankton epibionts. Limnology and Oceanography. 38 (3), 574-583 (1993).
  36. Willey, R. L., Willey, R. B., Threlkeld, S. T. Planktivore effects on zooplankton epibiont communities: epibiont pigmentation effects. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1818-1822 (1993).
  37. Rosowski, J. R., Willey, R. L. Colacium libellae sp. nov. (euglenophyceae), a photosynthetic inhabitant of the larval damselfly rectum. Journal of Phycology. 11 (3), 310-315 (1975).
  38. Willey, R. L., Threlkeld, S. T. Organization of crustacean epizoan communities in a chain of subalpine ponds. Limnology and Oceanography. 38 (3), 623-627 (1993).
  39. Al-Dhaheri, R. S., Willey, R. L. Colonization and reproduction of the epibiotic flagellate Colacium vesiculosum (euglenophyceae) on Daphnia pulex. Journal of Phycology. 32 (5), 770-774 (1996).
  40. Rosowski, J. R. Photosynthetic euglenoids. Freshwater Algae of North America. , 383-422 (2003).
  41. Rosowski, J. R., Kugrens, P. Observations on the euglenoid Colacium with special reference to the formation and morphology of attachment material. Journal of Phycology. 9 (4), 370-383 (1973).
  42. Salmaso, N., Tolotti, M. Other phytoflagellates and groups of lesser importance. Encyclopedia of Inland Waters. , 174-183 (2009).
  43. Threlkeld, S. T., Chiavelli, D. A., Willey, R. L. The organization of zooplankton epibiont communities. Trends in Ecology & Evolution. 8 (9), 317-321 (1993).
  44. Bertolo, A., Rodríguez, M. A., Lacroix, G. Control mechanisms of photosynthetic epibionts on zooplankton: an experimental approach. Ecosphere. 6 (11), (2015).
  45. Pringsheim, E. G. Notiz über Colacium (Euglenaceae). Österreichische Botanische Zeitschrift. 100 (3), 270-275 (1953).
  46. Wołowski, K., Duangjan, K., Peerapornpisal, Y. Colacium minimum (Euglenophyta), a new epiphytic species for Asia. Polish Botanical Journal. 60 (2), 179-185 (2015).
  47. Martin, J. H., Knauer, G. A. The elemental composition of plankton. Geochimica et Cosmochimica Acta. 37 (7), 1639-1653 (1973).
  48. Kazama, T., Hayakawa, K., Kuwahara, V. S., Shimotori, K., Imai, A., Komatsu, K. Development of photosynthetic carbon fixation model using multi-excitation wavelength fast repetition rate fluorometry in Lake Biwa. PLOS ONE. 16 (2), 0238013 (2021).
  49. Chesney, T., Sastri, A. R., Beisner, B. E., Nandini, S., Sarma, S. S. S., Juneau, P. Application of fluorometry (Phyto-PAM) for assessing food selection by cladocerans. Hydrobiologia. 829 (1), 133-142 (2019).
  50. Wang, Q., Yang, S., Wan, S., Li, X. The significance of calcium in photosynthesis. International Journal of Molecular Sciences. 20 (6), 1353 (2019).
  51. Dau, H., Haumann, M. Eight steps preceding O-O bond formation in oxygenic photosynthesis-A basic reaction cycle of the photosystem II manganese complex. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767 (6), 472-483 (2007).
  52. Suthers, I., Bowling, L., Kobayashi, T., Rissik, D. . Sampling methods for plankton. Plankton: A guide to their ecology and monitoring for water quality. , 63-90 (2019).
  53. Błędzki, L. A., Rybak, J. I. . Freshwater Crustacean Zooplankton of Europe: Cladocera & Copepoda (Calanoida, Cyclopoida) Key to species identification, with notes on ecology, distribution, methods and introduction to data analysis. , (2016).
  54. Kato, S. Laboratory culture and morphology of Colacium vesiculosum Ehrb. (Euglenophyceae). Japanese Journal of Phycology (Sorui). 30, 63-67 (1982).
  55. Serôdio, J., Campbell, D. A. Photoinhibition in optically thick samples: Effects of light attenuation on chlorophyll fluorescence-based parameters. Journal of Theoretical Biology. 513, 110580 (2021).
  56. Sylvan, J. B., Quigg, A., Tozzi, S., Ammerman, J. W. Eutrophication-induced phosphorus limitation in the Mississippi River plume: evidence from fast repetition rate fluorometry. Limnology and Oceanography. 52 (6), 2679-2685 (2007).
  57. Browning, T. J., et al. P. Nutrient regulation of late spring phytoplankton blooms in the midlatitude North Atlantic. Limnology and Oceanography. 65 (6), 1136-1148 (2020).
  58. Pausch, F., Bischof, K., Trimborn, S. Iron and manganese co-limit growth of the Southern Ocean diatom Chaetoceros debilis. PLOS ONE. 14 (9), 0221959 (2019).
  59. Ferroni, L., Baldisserotto, C., Fasulo, M. P., Pagnoni, A., Pancaldi, S. Adaptive modifications of the photosynthetic apparatus in Euglena gracilis Klebs exposed to manganese excess. Protoplasma. 224 (3), 167-177 (2004).
  60. Gaiser, E. E., Bachmann, R. W. Seasonality, substrate pereference and attachment sites of epizoic diatoms on cladoceran zooplankton. Journal of Plankton Research. 16 (1), 53-68 (1994).
  61. Totti, C., et al. The diversity of epizoic diatoms: relationships between diatoms and marine invertebrates. The Diversity of Epizoic Diatoms. 16, 323-343 (2011).
  62. Perkins, M., Effler, S. W., Strait, C. M. Phytoplankton absorption and the chlorophyll a-specific absorption coefficient in dynamic Onondaga Lake. Inland Waters. 4 (2), 133-146 (2014).
  63. Kromkamp, J., Capuzzo, E., Philippart, C. J. M. Measuring phytoplankton primary production: review of existing methodologies and suggestions for a common approach. EcApRHA Deliverable WP 3.2. 28, (2017).
  64. Hughes, D., et al. Roadmaps and detours: active chlorophyll-a assessments of primary productivity across marine and freshwater systems. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12039-12054 (2018).
  65. Perkins, R. G., et al. . The application of variable chlorophyll fluorescence to microphytobenthic biofilms. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. 4, 237-275 (2010).
  66. Schuback, N., Flecken, M., Maldonado, M. T., Tortell, P. D. Diurnal variation in the coupling of photosynthetic electron transport and carbon fixation in iron-limited phytoplankton in the NE subarctic Pacific. Biogeosciences. 13 (4), 1019-1035 (2016).
  67. Schreiber, U., Gademann, R., Ralph, P. J., Larkum, A. W. D. Assessment of photosynthetic performance of Prochloron in Lissoclinum patella in hospite by chlorophyll fluorescence measurements. Plant and Cell Physiology. 38 (8), 945-951 (1997).
  68. Garbary, D. J., Miller, A. G., Scrosati, R. A. Ascophyllum nodosum and its symbionts: XI. The epiphyte Vertebrata lanosa performs better photosynthetically when attached to Ascophyllum than when alone. Algae. 29 (4), 321-331 (2014).
  69. Gorbunov, M. Y., Kolber, Z. S., Lesser, M. P., Falkowski, P. G. Photosynthesis and photoprotection in symbiotic corals. Limnology and Oceanography. 46 (1), 75-85 (2001).
  70. Yellowlees, D., Warner, M. Photosynthesis in symbiotic algae. Photosynthesis in Algae. 14, 437-455 (2003).
  71. Wojtasiewicz, B., Stoń-Egiert, J. Bio-optical characterization of selected cyanobacteria strains present in marine and freshwater ecosystems. Journal of Applied Phycology. 28 (4), 2299-2314 (2016).
  72. Aardema, H. M., Rijkeboer, M., Lefebvre, A., Veen, A., Kromkamp, J. C. High-resolution underway measurements of phytoplankton photosynthesis and abundance as an innovative addition to water quality monitoring programs. Ocean Science. 15 (5), 1267-1285 (2019).

Tags

PhotophysiologyAttached AlgaeColacium Sp.Cuvette-type Fast Repetition Rate FluorometerZooplanktonScapholeberis MucronataFluorescenceChlorophyll AAF-6 MediumBaseline FluorescencePhotosynthetic ActivityReal-time MeasurementSample Distraction

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kazama, T., Hayakawa, K., Shimotori, K., Imai, A. Measuring Photophysiology of Attached Stage of Colacium sp. by a Cuvette-Type Fast Repetition Rate Fluorometer. J. Vis. Exp. (177), e63108, doi:10.3791/63108 (2021).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image