Summary

キイロショウジョウバエ 幼虫注入プロトコル

Published: October 19, 2021
doi:

Summary

ショウジョウバエのメラノガスター 成虫ハエは、宿主の抗菌自然免疫応答および微生物感染戦略の根底にある分子メカニズムを調べるためのモデル生物として広く利用されてきた。追加的または代替的なモデル系として D.メラノガスター 幼虫期を促進するための、幼虫注入技術が記載されている。

Abstract

自然免疫と病原体の毒性を研究するための型破りなモデルの使用は、哺乳類モデルに代わる貴重な代替手段を提供し、費用がかかり、倫理的問題を提起する可能性があります。型破りなモデルは、安価で扱いやすく、文化が容易で、スペースを取らないことで有名です。彼らは遺伝的に従順であり、完全なゲノム配列を有し、それらの使用は倫理的考慮を提示しない。例えば、ショウ ジョウバエのメラノガスターは、さまざまな行動、発達、代謝、免疫研究に大きな洞察を与えてきました。より具体的には、 D. melanogaster 成虫のハエおよび幼虫は、脊椎動物と共有されるいくつかの先天的な防御反応を有する。免疫応答を調節するメカニズムは、 D. melanogaster モデルにおける遺伝的および分子的研究によって主に明らかにされている。ここでは、 D. melanogaster 幼虫における自然免疫プロセスの調査をさらに促進し、広範囲の微生物感染の病因を探る新規幼虫注入技術が提供される。

Introduction

ショウジョウバエのメラノガスターは、幅広い研究の分析のために洗練された遺伝的および分子的ツールの配列が着実に進化してきたため、数十年にわたって生物学的および生物医学的研究に大いに利用されてきました1,2,3,4。D. melanogasterの発達、恒常性、自然免疫の進化的に保存された側面は、さまざまなヒトおよび昆虫の病気を研究するための貴重なモデル生物となっています5,6。特に、免疫を研究するためのD.メラノガスターモデルの基本的な役割は、成虫のハエ研究において大きく例示されている。しかし、D. melanogaster幼虫の研究も現在の知識に貢献し、主に昆虫のキューティクルを介して起こるワタおよび線虫感染に対する細胞性免疫応答を探求した7,8,9,10。ショウジョウバエのメラノガスター幼虫は、血球細胞、結晶細胞、および層状細胞の3つの異なるタイプの血液細胞、総称して血球を有する11,12,13。これらの細胞は、D.メラノガスターの幼虫が細菌、真菌、ウイルス、寄生虫などの病原体に感染している場合に、一連の免疫応答をマウントすることができます14,15,16。細胞性免疫応答には、小分子または細菌の直接巻き込み(貪食作用)、メラニン化、寄生卵などのより大きな病原体のカプセル化、活性酸素種(ROS)および一酸化窒素合成酵素(NOS)の産生が含まれる17,18,19

対照的に、体液性免疫応答を分析するためのD. melanogaster幼虫モデルの使用に関する研究は少ない。これは主に、D. melanogaster幼虫の経口感染に対する摂食アッセイの適用と、特に浸透中の幼虫の正確な取り扱いおよびマイクロニードルの適切な使用を含む、幼虫の微量注入に関連するいくつかの課題によるものである20,21。したがって、幼虫感染に関する限られた知識および技術的困難(すなわち、高い死亡率)は、しばしばD.メラノガスター幼虫モデルの使用を困難にしている。幼虫モデルは、宿主-病原体相互作用および病原性感染に対する特定の宿主自然免疫応答の誘導に関するさらなる洞察を提供する新規分子機構を同定する可能性を秘めている。

ここでは、 D.メラノガスター 幼虫に細菌などの様々な病原体を注入するために使用できるシンプルで効率的なプロトコルが詳細に説明されています。特に、 D.メラノガスター 幼虫は、ヒト病原体 Photorhabdus asymbiotica および非病原性細菌 Escherichia coliとの注射に使用される。この方法は、様々な微生物感染に対する D.メラノガスター の免疫応答の操作および分析に使用することができる。

Protocol

1. フライ飼育 注:D.メラノガスターのライフサイクルは、胚、幼虫、蛹、成虫の4つの段階に分かれています。実験室での最適な飼育条件(〜25°C、湿度60%、十分な食物)での生成時間は、受精卵から密閉成体まで約10日間です。雌は1日あたり約100個の胚を産み、胚発生は約24時間22続きます。幼虫は3つの発達段階(instars;L1-L3)で〜4日間(L1およ…

Representative Results

正しく行われると、D.メラノガスター幼虫の注射は細菌特異的な効果を示す。生存データは、非対称性菌(ATCC43943株)、大腸菌(K12株)、およびPBSの感染後のいくつかの時点で収集された(図4)。D. melanogaster幼虫はP. asymbioticaに罹患しやすく、生存を急速に損ないのに対し、大腸菌またはPBS対照を注射した幼虫は長期生存を示す<sup class="xr…

Discussion

ショウジョウバエのメラノガスターは、自然免疫と様々な微生物感染症の病因の調査に使用される最も価値のある、実験的に操作されたモデルの一つです。これは、そのシンプルで速いライフサイクル、実験室での簡単な維持、十分に確立された進化遺伝学、および多様な遺伝的ツールボックスによるものです。ハイブリッドマイクロ流体装置またはナリシゲマイクロマニピュレータ?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ジョージワシントン大学(GWU)の生物科学科のメンバーに、原稿を批判的に読んでくれたことに感謝します。GTはGWUのハーラン・サマー・フェローシップを通じて支援を受けました。すべてのグラフィカルな図はBioRenderを使用して作成されました。

Materials

Fly Food B (Bloomington Recipe) LabExpress 7001-NV Food B, in narrow vials, 100 vials/tray
100 x 15, Mono Petri Dishes Fully Stackable VWR 25384-342 Diameter 100 x 15 mm
60 x 15, Mono Petri dishes Fully Stackable VWR 25384-092 Diameter 60 x 15 mm
Glass capillaries VWR 53440-186
Grade 1 qualitative filter paper standard grade, circle VWR 28450-150 Diameter 150 mm
Lab culture Class II Type A2 Biosafety Safety Cabinet ESCO LA2-4A2-E
LB Agar Fisher Scientific BP1425-500 LB agar miller powder 500 g
LB Broth Fisher Scientific BP1426-500 LB broth miller powder 500 g
Mineral oil Alfa Aesar, Thermo Fisher Scientific 31911-A1
NanoDrop 2000/2000c Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific ND-2000C
Nanoject III Programmable Nanoliter Injector Drummond 3-000-207
Narrow Drosophila Vials, Polystyrene Genesee Scientific 32-109
Needles, hypodermic VWR 89219-316 22 G, 25 mm
Next Generation Micropipette Puller World Precision Instruments SU-P1000
PBS VWR 97062-732 Buffer PBS tablets biotech grade 200tab
Prism GraphPad Version 8
Syringes – plastic, disposable VWR 76124-652 20 mL
Trypan Blue Sigma-Aldrich T8154

References

  1. Takehana, A., et al. Overexpression of a pattern-recognition receptor, peptidoglycan-recognition protein-LE, activates imd/relish-mediated antibacterial defense and the prophenoloxidase cascade in Drosophila larvae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (21), 13705-13710 (2002).
  2. Senger, K., Harris, K., Levine, M. GATA factors participate in tissue-specific immune responses in Drosophila larvae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (43), 15957-15962 (2006).
  3. Kenmoku, H., Hori, A., Kuraishi, T., Kurata, S. A novel mode of induction of the humoral innate immune response in Drosophila larvae. Disease Models & Mech.anisms. 10, 271-281 (2017).
  4. Kenney, E., Hawdon, J. M., O’Halloran, D., Eleftherianos, I. Heterorhabditis bacteriophora excreted-secreted products enable infection by Photorhabdus luminescens through suppression of the Imd pathway. Frontiers in Immunology. 10, 2372 (2019).
  5. Cherry, S., Silverman, N. Host-pathogen interactions in Drosophila: New tricks from an old friend. Nature Immunology. 7 (9), 911-917 (2006).
  6. Younes, S., Al-Sulaiti, A., Nasser, E., Najjar, H., Kamareddine, L. Drosophila as a model organism in host-pathogen interaction studies. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 10, 214 (2020).
  7. Kenney, E., Hawdon, J. M., O’Halloran, D. M., Eleftherianos, I. Secreted virulence factors from Heterorhabditis bacteriophora highlight its utility as a model parasite among Clade V nematodes. International Journal for Parasitology. 51 (5), 321-325 (2021).
  8. Castillo, J. C., Reynolds, S. E., Eleftherianos, I. Insect immune responses to nematode parasites. Trends in Parasitology. 27 (12), 537-547 (2011).
  9. Leitão, A. B., Bian, X., Day, J. P., Pitton, S., Demir, E., Jiggins, F. M. Independent effects on cellular and humoral immune responses underlie genotype-by-genotype interactions between Drosophila and parasitoids. PLoS Pathogens. 15 (10), 1008084 (2019).
  10. Ramroop, J. R., Heavner, M. E., Razzak, Z. H., Govind, S. A. Parasitoid wasp of Drosophila employs preemptive and reactive strategies to deplete its host’s blood cells. PLoS Pathogens. 17 (5), 1009615 (2021).
  11. Vlisidou, I., Wood, W. Drosophila blood cells and their role in immune responses. The FEBS Journal. 282 (8), 1368-1382 (2015).
  12. Harnish, J. M., Link, N., Yamamoto, S. Drosophila as a model for infectious diseases. International Journal of Molecular Sciences. 22 (5), 2724 (2017).
  13. Lemaitre, B., Hoffmann, J. The host defense of Drosophila melanogaster. Annual Reviews of Immunology. 25, 697-743 (2007).
  14. Garriga, A., Mastore, M., Morton, A., Pino, F. G., Brivio, M. F. Immune response of Drosophila suzukii larvae to infection with the nematobacterial complex Steinernema carpocapsae-Xenorhabdus nematophila. Insects. 11 (4), 210 (2020).
  15. Trienens, M., Kraaijeveld, K., Wertheim, B. Defensive repertoire of Drosophila larvae in response to toxic fungi. Molecular Ecology. 26 (19), 5043-5057 (2017).
  16. Tafesh-Edwards, G., Eleftherianos, I. Drosophila immunity against natural and nonnatural viral pathogens. Virology. 540, 165-171 (2020).
  17. Gold, K. S., Brückner, K. Macrophages and cellular immunity in Drosophila melanogaster. Seminars in Immunology. 27 (6), 357-368 (2015).
  18. Dudzic, J. P., Kondo, S., Ueda, R., Bergman, C. M., Lemaitre, B. Drosophila innate immunity: regional and functional specialization of prophenoloxidases. BMC Biology. 13, 81 (2015).
  19. Honti, V., Csordás, G., Kurucz, &. #. 2. 0. 1. ;., Márkus, R., Andó, I. The cell-mediated immunity of Drosophilamelanogaster: hemocyte lineages, immune compartments, microanatomy and regulation. Developmental and Comparative Immunology. 42 (1), 47-56 (2014).
  20. Siva-Jothy, J. A., Prakash, A., Vasanthakrishnan, R. B., Monteith, K. M., Vale, P. F. Oral bacterial infection and shedding in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (135), e57676 (2021).
  21. Zabihihesari, A., Hilliker, A. J., Rezai, P. Localized microinjection of intact Drosophila melanogaster larva to investigate the effect of serotonin on heart rate. Lab on a Chip. 20 (2), 343-355 (2020).
  22. Flatt, T. Life-history evolution and the genetics of fitness components in Drosophila melanogaster. 유전학. 214 (1), 3-48 (2020).
  23. Ciche, T. A., Sternberg, P. W. Postembryonic RNAi in Heterorhabditis bacteriophora: a nematode insect parasite and host for insect pathogenic symbionts. BMC Developmental Biology. 7, 101 (2007).
  24. Joyce, S. A., Watson, R. J., Clarke, D. J. The regulation of pathogenicity and mutualism in Photorhabdus. Current Opinion in Microbiology. 9 (2), 127-132 (2006).
  25. Yang, G., Waterfield, N. R. The role of TcdB and TccC subunits in secretion of the Photorhabdus Tcd toxin complex. PLoS Pathogens. 9 (10), 1003644 (2013).
  26. Shokal, U., et al. Effects of co-occurring Wolbachia and Spiroplasma endosymbionts on the Drosophila immune response against insect pathogenic and non-pathogenic bacteria. BMC Microbiology. 16, 16 (2016).
  27. Tomoyasu, Y., Denell, R. E. Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development. Development Genes and Evolution. 214 (11), 575-578 (2004).
check_url/kr/63144?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Tafesh-Edwards, G., Kenney, E., Eleftherianos, I. Drosophila melanogaster Larva Injection Protocol. J. Vis. Exp. (176), e63144, doi:10.3791/63144 (2021).

View Video