Summary

Studere Murine Small Bowel Mechanosensing av Luminal partikler

Published: March 18, 2022
doi:

Summary

For å studere hvordan tynntarmen håndterer partikler av varierende størrelse, har vi modifisert en etablert in vivo-metode for å bestemme tynntarmstransittrasjon.

Abstract

Gastrointestinal (GI) motilitet er kritisk for normal fordøyelse og absorpsjon. I tynntarmen, som absorberer næringsstoffer, optimaliserer motilitet fordøyelsen og absorpsjonen. Av denne grunn inkluderer noen av motilitetsmønstrene i tynntarmen segmentering for blanding av luminalinnhold og peristaltikk for fremdrift. Fysiske egenskaper av luminalinnhold modulerer mønstrene av tynntarmmotilitet. Den mekaniske stimuleringen av GI-mekanosensoriske kretser ved å overføre luminalinnhold og underliggende tarmmotilitet initierer og modulerer komplekse GI-motormønstre. Likevel forblir de mekanosensoriske mekanismene som driver denne prosessen dårlig forstått. Dette skyldes først og fremst mangel på verktøy for å dissekere hvordan tynntarmen håndterer materialer med forskjellige fysiske egenskaper. For å studere hvordan tynntarmen håndterer partikler av varierende størrelse, har vi modifisert en etablert in vivo-metode for å bestemme tynntarmstransittrasjon. Vi gavage levende mus med fluorescerende væske eller små fluorescerende perler. Etter 30 minutter dissekerer vi tarmene for å avbilde fordelingen av fluorescerende innhold over hele GI-kanalen. I tillegg til høyoppløselige målinger av det geometriske senteret, bruker vi binning med variabel størrelse og spektralanalyse for å bestemme hvordan forskjellige materialer påvirker tynntarmstransittrasjonen. Vi har undersøkt hvordan en nylig oppdaget “gut touch” -mekanisme påvirker tynntarmmotilitet ved hjelp av denne tilnærmingen.

Introduction

Den menneskelige gastrointestinale (GI) kanalen er et flere fot langt organsystem, omtrent tilnærmet som et rør av varierende dimensjoner og fysiske egenskaper1. Når innholdet beveger seg gjennom lengden, er GI-kanalens primære funksjon å absorbere stoffer som er kritiske for livet. Tynntarmen er spesielt ansvarlig for næringsopptak. Tynntarmens transitt er tett regulert for å matche fordøyelses- og absorpsjonsfunksjonene, noe som resulterer i forskjellige motilitetsmønstre. Bayliss og Starling beskrev “tarmens lov”2 i 1899, og viste det kontraktile fremdriftsprogrammet i tarmen kjent i dag som den peristaltiske refleksen; segmentet proksimalt for matbolusen trekker seg sammen for å drive den fremover, og det distale segmentet slapper av for å motta det. I teorien kan dette mønsteret alene være tilstrekkelig til å transportere materiale aboralt, men over et århundre med forskning har malt et mer komplekst bilde av kontraktil aktivitet i GI-kanalen. Tre tynntarmmotilitetsperioder er anerkjent hos mennesker: det migrerende motorkomplekset (MMC), fasteperioden og den postprandiale perioden3. De samme mønstrene er rapportert hos mus 4,5. MMC er et syklisk motormønster som er bevart over de fleste pattedyr 6,7. MMC har et karakteristisk firefasemønster som fungerer som en nyttig klinisk markør ved funksjonelle GI-lidelser7. De fire fasene, i rekkefølge av forekomst, er (I) hvile, (II) uregelmessige, lave amplitudekontraksjoner, (III) regelmessige sammentrekninger med høy amplitude og (IV) nedtrappingsperiode med fallende aktivitet7. MMC markerer det viktigste motormønsteret i fasteperioden3. MMC i fasteperioden rydder opp innholdet i tynntarmen som forberedelse til neste måltid.

Motormønstrene i postprandialperioden er optimalisert for fordøyelses- og absorberende funksjoner3. Uavhengig av kalorisammensetning er den første transitten rask langs tynntarmen, innholdet spres langs tarmens lengde, og transitt bremser deretter8. Absorpsjon optimaliseres ved å øke kontaktflaten og bremse den ned for å øke oppholdstiden. Når næringsstoffene er inne i lumen, består det dominerende mønsteret av nære (<2 cm fra hverandre) ukoordinerte sammentrekninger (segmenteringskontraksjoner), med noen få overliggende store amplitudekontraksjoner som spenner over hele tynntarmens lengde (peristaltiske sammentrekninger)9. Segmenteringskontraksjoner blander det intraluminale innholdet på plass. De sporadiske store peristaltiske sammentrekningene driver innholdet mot tykktarmen.

Tidspunktet for denne overgangen tilbake til MMC avhenger av matvolum og kalorisammensetning10. Dermed er tynntarmprøvene luminale signaler for å regulere når man skal overgang mellom motilitetsperioder. Mekaniske signaler, for eksempel fysiske egenskaper til luminalinnhold11, luminalvolum og veggspenning, engasjerer mekanoreceptorceller i GI-veggen 12,13,14,15,16. Å øke den faste komponenten i et måltid fører faktisk til en økning i tynntarmstransitt17. Vi spekulerer i at fysiske egenskaper, som flytende eller fast tilstand av intraluminal innhold, må engasjere forskjellige mekanoreceptorer på grunn av de forskjellige kreftene de genererer på GI-veggen18.

Gullstandarden for måling in vivo GI-transitt hos mennesker, som hos mus, er bruk av radioaktive sporstoffer målt ved scintigrafi når de går ut av magen eller passerer langs tykktarmen19,20. Hos pattedyr sløyfer tynntarmen på uforutsigbare måter som gjør tynntarmen vanskelig å avbilde in vivo pålitelig, men det gjøres fremskritt21. Videre mangler det i dag verktøy for å kvantifisere hvordan tynntarmen håndterer partikler av varierende egenskaper og størrelser. Utgangspunktet her var en gullstandardteknikk som standardiserer studiet av tynntarmstransitt 22,23,24 og barrierefunksjon 22. Den består av gavaging mus med et fluorescerende materiale, venter på GI-motilitet for å transportere materialet, excising GI-kanalen, segmentering i flere seksjoner fra mage til tykktarm, seksjonering og homogenisering av intraluminal innhold for fluorescenskvantifisering. Vi gjorde to forbedringer. Først endret vi sammensetningen av gavaged innholdet for å inkludere fluorescerende mikroskopiske perler for å bestemme hvordan tynntarmen fordeler fysiske partikler. For det andre forbedret vi den romlige oppløsningen ved å avbilde hele GI-kanalen fra mage til kolon ex vivo og brukte binning med variabel størrelse for å standardisere analysen vår på tvers av dyr. Vi postulerer at dette avslører ny innsikt i balansen mellom propulsive versus segmenterende sammentrekninger i postprandialfasen.

Protocol

Alle metoder beskrevet her er godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ved Mayo Clinic. 1. Oppsett Raske 8- til 10 uker gamle mus i 4 timer. Gi mus tilgang til vann.MERK: Vi bruker villtype mannlige C57BL / 6J-mus for alle eksperimenter som presenteres her, men de kan utføres på mus av hvilken som helst stamme, kjønn og genotype. Avkjøl 15 ml destillert vann i et 50 ml konisk rør i et 4 °C kjøleskap. Varm ytterlig…

Representative Results

Vi viser representative resultater fra trinn 3 og utover. Figur 1 viser intakte eksplanterte tarmer, med fluorescerende målinger overlagt. Magesekken (lilla) legges langs samme akse som tynntarmen (oransje), men vi foretrekker å flytte cecum (blå) til siden for å hindre overlapping med tykktarmen (oransje). Som det fremgår av venstre panel, er dette ikke alltid mulig på grunn av organstørrelse. Vi kutter tynntarmen på ~ 200 mm for å maksimere dekningen av kontinuerlige segmenter, me…

Discussion

GI-kanalen, som andre rørformede organer, som blodkar, krever mekaniske sensorer og effektorer for å opprettholde homeostase26,27,28. Imidlertid er GI-kanalen unik ved at de fysiske egenskapene til materialene som krysser den ikke er konstante over måltider. Intraluminal innhold av forskjellige fysiske egenskaper (fast, flytende og gass) passerer tarmen, genererer forskjellige mekaniske innganger til GI-mekanoreceptorene. Fak…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker fru Lyndsay Busby for administrativ hjelp og Mr. Joel Pino for mediestøtte. NIH-tilskudd støttet dette arbeidet: DK123549, AT010875, DK052766, DK128913 og Mayo Clinic Center for Cell Signaling in Gastroenterology (DK084567).

Materials

C57BL/6J mice Jackson Laboratory 664 other mice can be used with this protocol
Dissection tools n/a n/a
Excel software Microsoft n/a used for spreadsheet analysis
Fluorescent Green Polyethylene Microspheres 1.00g/cc 75-90um – 10g Cospheric UVPMS-BG-1.00 75-90um – 10g "smaller beads" in the manuscript
Fluorescent Green Polyethylene Microspheres 1.00g/cc 180-212um – 10g Cospheric UVPMS-BG-1.00 180-212um – 10g "larger beads" in the manuscript
Gavage needles Instech FTP-18-50-50
ImageJ software n/a n/a used to extract fluorescence profile
Laminated ruler paper (prepared in-house) n/a n/a
Methyl cellulose (viscosity: 400 cP) Sigma M0262
Photoshop software Adobe n/a used for image processing
Rhodamine B isothiocyanate-Dextran Sigma r8881-100mg "liquid" condition in the manuscript
Xenogen IVIS 200 Perkin Elmer 124262 In vivo imaging system

References

  1. Stevens, C. E., Hume, I. D. . Comparative Physiology of the Vertebrate Digestive System. 2nd ed. , (2004).
  2. Bayliss, W. M., Starling, E. H. The movements and innervation of the small intestine. The Journal of Physiology. 24 (2), 99-143 (1899).
  3. Husebye, E. The patterns of small bowel motility: physiology and implications in organic disease and functional disorders. Neurogastroenterology and Motility. (11), 141-161 (1999).
  4. Bush, T. G., et al. Effects of alosetron on spontaneous migrating motor complexes in murine small and large bowel in vitro. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 281 (4), 974-983 (2001).
  5. Der-Silaphet, T., et al. Interstitial cells of cajal direct normal propulsive contractile activity in the mouse small intestine. Gastroenterology. 114 (4), 724-736 (1998).
  6. Szurszewski, J. H. A migrating electric complex of the canine small intestine. American Journal of Physiology. 217 (6), 1757-1763 (1969).
  7. Deloose, E., et al. The migrating motor complex: control mechanisms and its role in health and disease. Nature Reviews Gastroenterology and Hepatology. 9 (5), 271-285 (2012).
  8. Johansoon, C., Ekelund, K. Relation between body weight and the gastric and intestinal handling of an oral caloric load. Gut. 17, 456-462 (1976).
  9. Sarna, S. K., et al. Spatial and temporal patterns of human jejunal contractions. American Journal of Physiology. 257 (1), 423-432 (1989).
  10. Hall, K. E., El-Sharkawy, T. Y., Diamant, N. E. Vagal control ofcanine postprandial upper gastrointestinal motility. American Journal of Physiology. 250, 501-510 (1986).
  11. Mayer, E. A. Gut feelings: the emerging biology of gut-brain communication. Nature Reviews Neuroscience. 12 (8), 453-466 (2011).
  12. Alcaino, C., et al. A population of gut epithelial enterochromaffin cells is mechanosensitive and requires Piezo2 to convert force into serotonin release. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America Sciences. 115 (32), 7632-7641 (2018).
  13. Kugler, E. M., et al. Mechanical stress activates neurites and somata of myenteric neurons. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 342 (2015).
  14. Mazzuoli, G., Schemann, M. Mechanosensitive enteric neurons in the myenteric plexus of the mouse intestine. PloS One. 7 (7), 39887 (2012).
  15. Won, K. J., Sanders, K. M., Ward, S. M. Interstitial cells of Cajal mediate mechanosensitive responses in the stomach. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (41), 14913-14918 (2005).
  16. Mao, Y., Wang, B., Kunze, W. Characterization of myenteric sensory neurons in the mouse small intestine. Journal of Neurophysiology. 96 (3), 998-1010 (2006).
  17. McIntyre, A., et al. Effect of bran, ispaghula, and inert plastic particles on gastric emptying and small bowel transit in humans: the role of physical factors. Gut. 40 (2), 223-227 (1997).
  18. Treichel, A. J., et al. Specialized mechanosensory epithelial cells in mouse gut intrinsic tactile sensitivity. Gastroenterology. 162 (2), 535-547 (2022).
  19. Bharucha, A. E., Anderson, B., Bouchoucha, M. More movement with evaluating colonic transit in humans. Neurogastroenterology and Motility. 31 (2), 13541 (2019).
  20. Camilleri, M., et al. Human gastric emptying and colonic filling of solids characterized by a new method. American Journal of Physiology. 257 (2), 284-290 (1989).
  21. Wang, D., et al. Trans-illumination intestine projection imaging of intestinal motility in mice. Nature Communications. 12 (1), 1682 (2021).
  22. Woting, A., Blaut, M. Small intestinal permeability and gut-transit time determined with low and high molecular weight fluorescein isothiocyanate-dextrans in C3H mice. Nutrients. 10 (6), 685 (2018).
  23. Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. Accurate measurement of intestinal transit in the rat. The Journal of Pharmacologial and Toxicological Methods. 6 (3), 211-217 (1981).
  24. Moore, B. A., et al. Inhaled carbon monoxide suppresses the development of postoperative ileus in the murine small intestine. Gastroenterology. 124 (2), 377-391 (2003).
  25. Machholz, E., et al. Manual restraint and common compound administration routes in mice and rats. Journal of Visualized Experiments. (67), e2771 (2012).
  26. Baeyens, N., Schwartz, M. A. Biomechanics of vascular mechanosensation and remodeling. Molecular Biology of the Cell. 27 (1), 7-11 (2016).
  27. Ye, G. J., Nesmith, A. P., Parker, K. K. The role of mechanotransduction on vascular smooth muscle myocytes’ cytoskeleton and contractile function. The Anatomical Record (Hoboken). 297 (9), 1758-1769 (2014).
  28. Mercado-Perez, A., Beyder, A. Gut feelings: mechanosensing in the gastrointestinal tract. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. , 1-14 (2022).
  29. Brierley, S. M., et al. Splanchnic and pelvic mechanosensory afferents signal different qualities of colonic stimuli in mice. Gastroenterology. 127 (1), 166-178 (2004).
  30. Inoue, Y., et al. Diet and abdominal autofluorescence detected by in vivo fluorescence imaging of living mice. Molecular Imaging. 7 (1), 21-27 (2008).
  31. Szarka, L. A., Camilleri, M. Methods for the assessment of small-bowel and colonic transit. Seminars in Nuclear Medicine. 42 (2), 113-123 (2012).
  32. Padmanabhan, P., et al. Gastrointestinal transit measurements in mice with 99mTc-DTPA-labeled activated charcoal using NanoSPECT-CT. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 3 (1), 1-8 (2013).
  33. Jang, S. F., et al. Size discrimination in rat and mouse gastric emptying. Biopharmaceutics and Drug Disposition. 34 (2), 107-124 (2013).
  34. Zhu, Y. F., et al. Enteric sensory neurons communicate with interstitial cells of Cajal to affect pacemaker activity in the small intestine. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 446 (7), 1467-1475 (2014).
  35. Treichel, A. J., Farrugia, G., Beyder, A. The touchy business of gastrointestinal (GI) mechanosensitivity. Brain Research. 1693, 197-200 (2018).
check_url/kr/63697?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Mercado-Perez, A., Wegner, A., Knutson, K., Zumchak, M., Beyder, A. Studying Murine Small Bowel Mechanosensing of Luminal Particulates. J. Vis. Exp. (181), e63697, doi:10.3791/63697 (2022).

View Video