Summary

Fabrikasjon av størrelseskontrollerte og emulsjonsfrie Chitosan-Genipin-mikrogeler for vevsteknikkapplikasjoner

Published: April 13, 2022
doi:

Summary

Den nåværende protokollen beskriver en ikke-emulsjonsbasert metode for fabrikasjon av chitosan-genipin mikrogeler. Størrelsen på disse mikrogelene kan kontrolleres nøyaktig, og de kan vise pH-avhengig hevelse, forringe in vivo og være lastet med terapeutiske molekyler som frigjøres over tid på en vedvarende måte, noe som gjør dem svært relevante for vevsteknikk.

Abstract

Chitosan mikrogeler er av betydelig interesse for vevsteknikk på grunn av deres brede spekter av applikasjoner, lav pris og immunogenisitet. Imidlertid fremstilles chitosanmikrogeler ofte ved hjelp av emulsjonsmetoder som krever organiske løsningsmiddelskyllinger, som er giftige og skadelige for miljøet. Den nåværende protokollen presenterer en rask, ikke-cytotoksisk, ikke-emulsjonsbasert metode for fremstilling av chitosan-genipinmikrogeler uten behov for organiske løsningsmiddelskyllinger. Mikrogelene som er beskrevet her, kan fremstilles med presis størrelseskontroll. De viser vedvarende frigjøring av biomolekyler, noe som gjør dem svært relevante for vevsteknikk, biomaterialer og regenerativ medisin. Chitosan er krysskoblet med genipin for å danne et hydrogelnettverk, og passerer deretter gjennom et sprøytefilter for å produsere mikrogelene. Mikrogelene kan filtreres for å skape en rekke størrelser, og de viser pH-avhengig hevelse og nedbrytning over tid enzymatisk. Disse mikrogelene har vært ansatt i en rottevekstplateskademodell og ble demonstrert for å fremme økt bruskvevsreparasjon og for å vise fullstendig nedbrytning ved 28 dager in vivo. På grunn av deres lave kostnader, høy bekvemmelighet og enkel fabrikasjon med cytokompatible materialer, presenterer disse chitosan mikrogelene en spennende og unik teknologi innen vevsteknikk.

Introduction

Vekstplaten, også kjent som fysen, er bruskstrukturen som ligger på slutten av lange bein som formidler vekst hos barn. Hvis vekstplaten blir skadet, kan reparasjonsvev kjent som en “benaktig bar” dannes, noe som avbryter normal vekst og kan forårsake vekstfeil eller vinkeldeformiteter. Epidemiologiske data har vist at 15% -30% av alle barndoms skjelettskader er relatert til vekstplaten. Benete bardannelse forekommer i opptil 30% av disse skadene, noe som gjør vekstplateskader og deres tilhørende behandling til et betydelig klinisk manifestasjonsproblem 1,2,3,4. Når benete bardannelse oppstår, innebærer den vanligste behandlingsgaten å reseksjon av benete bar og sette inn et interposisjonelt materiale, for eksempel silisium eller fettvev5. Imidlertid har pasienter som gjennomgår benete bar reseksjonskirurgi ofte en dårlig prognose for full gjenoppretting, da det for tiden ikke er noen behandling som fullt ut kan reparere en skadet vekstplate 6,7,8. I lys av disse manglene er det et kritisk behov for effektive strategier for behandling av vekstplateskader, både for å forhindre dannelse av en benaktig bar og regenerere sunt fysealt bruskvev.

Hydrogel-mikropartikler, eller mikrogeler, har nylig fått interesse som injiserbare stillaser som kan gi vedvarende frigjøring av terapeutiskestoffer 9. På grunn av deres høye tunabilitet og biokompatibilitet er mikrogeler også godt egnet for bioaktiv faktor eller celleinnkapsling. Mikrogeler kan være laget av ulike materialer, alt fra syntetiske polymerer, for eksempel polyetylenglykol (PEG), til naturlige polymerer som alginat eller chitosan 10,11,12. Chitosan har vist seg å ha flere gunstige effekter for vevsteknikk, for eksempel dens evne til å destabilisere den ytre membranen av gram-negative bakterier, og dermed tilby iboende antimikrobiell aktivitet1 3,14. I tillegg er chitosan kostnadseffektiv, celle-interaktiv og enkelt modifisert ved hjelp av sin aminholdige struktur. Chitosan-baserte mikrogeler lover en biomaterialestrategi for legemiddellevering og materialsignalering som kan fremme vevregenerering samtidig som bakteriell infeksjon forhindres. Imidlertid er chitosanmikrogeler ofte fremstilt med et bredt spekter av teknikker som krever spesialutstyr, emulsjonsteknikker eller cytotoksiske løsningsmiddelskyllinger. For eksempel har noen studier fabrikkert chitosanmikrogeler med emulsjonsbaserte metoder, men disse protokollene krever løsningsmiddelskylling og cytotoksiske krysskoblinger, noe som potensielt negerer oversettelsen til kliniske innstillinger15,16. Andre studier har brukt mikrofluidikk eller elektrospray tilnærminger for å fremstille chitosan mikrogeler, som krever spesialutstyr, forberedelse og trening17,18. Chitosan mikrogeler er også ofte laget med en dråpevis prosess med crosslinker i chitosan løsning; Denne metoden er imidlertid svært avhengig av løsningsviskositet, polymerkonsentrasjon og strømningshastighet, noe som gjør det vanskelig å kontrollere størrelsen og dispergeringen av mikrogelene19,20. Omvendt krever metoden for mikrogelproduksjon beskrevet heri ikke noe spesialutstyr eller løsningsmiddelskylling, noe som gjør disse mikrogelene levedyktige for fabrikasjon i nesten alle laboratorier eller omgivelser. Derfor representerer disse mikrogelene svært relevante biomaterialer for et raskt, kostnadseffektivt og lett å produsere legemiddelleveringskjøretøy for mange bruksområder.

Ved å modulere en mikrogels sammensetning og materielle egenskaper, kan forskere få presis kontroll over det cellulære mikromiljøet, og dermed lede celleadferd på en materialavhengig måte. Mikrogeler kan brukes på egen hånd eller kombineres med bulk biomaterialer for å gi spesifikke funksjoner, for eksempel utvidet frigjøring av bioaktive faktorer eller presis spesiell signalering for innfødte eller eksogene celler. Biomaterialer og mikrogeler har dukket opp som attraktive behandlingsveier for vekstplateskader. Betydelig innsats har vært dedikert til å utvikle alginat- og chitosanbaserte biomaterialer for å behandle vekstplateskader 21,22,23,24,25. På grunn av den dynamiske temporale naturen til vekstplate ossifikasjon og benforlengelse, er mekanismen for benaktig bardannelse ikke fullt ut forstått. Derfor er flere dyremodeller utviklet for bedre å belyse mekanismene for endokondriell ossifikasjon og benete bardannelse, som hos rotter, kaniner og sauer 26,27,28. En slik modell er en rottevekstplateskademodell, som bruker en borehullsfeil i rottetibia for å produsere en benaktig bar på en forutsigbar og reproduserbar måte og etterligner menneskelige skader på tvers av alle tre sonene i vekstplaten29,30. Flere biomaterialebaserte strategier for behandling av vekstplateskader er testet med denne modellen. I tillegg er det utviklet to forskjellige metoder for fremstilling av chitosanmikrogeler, som kan brukes som et injiserbart biomaterialesystem som frigjør terapeutiske midler på en vedvarende måte 10,31. Disse mikrogelene har vært ansatt i en rottefyseal skademodell, og de viste forbedret bruskregenerering31 når de slapp SDF-1a og TGF-b3. Teknikkene i denne protokollen beskriver metoder utviklet for å fremstille disse chitosan mikrogelene, som deretter kan brukes i et bredt spekter av vevsteknikkapplikasjoner. For eksempel har nyere studier brukt termo- eller magento-responsive chitosanmikrogeler for kontrollerte onkologiske legemiddelleveringsapplikasjoner32,33.

Protocol

Alle dyreprosedyrer ble godkjent av University of Colorado Denver Institutional Animal Care and Use Committee. 6 uker gamle mannlige Sprague-Dawley rotter ble brukt til den nåværende studien. Rottevekstplateskademodellen ble opprettet etter en tidligere publisert rapport30. 1. Fremstilling av chitosanpolymeren Få renset og lyofilisert lavmolekylær (LMW) chitosan fra kommersielt tilgjengelige kilder (se Materialfortegnelser…

Representative Results

Vellykket fabrikasjon av chitosan mikrogeler er avhengig av krysskoblingsreaksjonen mellom genipin og chitosan, spesielt involverer aminer på chitosan polymerkjeder. I motsetning til andre mikrogel fabrikasjonsteknikker krever denne metoden ikke emulsjoner eller løsningsmiddelskylling og kan raskt og enkelt utføres med billig utstyr. En kjennetegnindikator for vellykket mikrogelproduksjon er den distinkte fargeendringen fra off-white til mørkeblå etter at chitosan og genipin har blitt blandet. Den krysskoblede reaks…

Discussion

Mikrogeler har blitt mye undersøkt de siste årene på grunn av deres høye anvendbarhet for ulike formål, for eksempel legemiddellevering eller celleinnkapsling9. Enkel produksjon av mikroskala biomaterialer er av betydelig relevans i vevsteknikk, da det gjør det mulig for forskere å utvikle hydrogelbaserte strategier i en bestemt størrelse og tidsskala. Imidlertid krever de fleste metoder for fremstilling av chitosanmikrogeler dyrt utstyr og reagenser, emulsjoner eller cytotoksiske løsning…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forskning rapportert i denne publikasjonen ble støttet av National Institute of Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases of the National Institute of Health under tildelingsnummer R03AR068087 og R21AR071585 og av Boettcher Foundation (#11219) til MDK. CBE ble støttet av NIH/NCATS Colorado CTSA Grant Number TL1 TR001081.

Materials

Acetic acid SigmaAldrich AX0073
BD Luer-Lock Syringe Fisher Scientific 14-823-16E
Büchner Funnel Fisher Scientific FB966F 100 mm diameter
Chitosan (low molecular weight) SigmaAldrich 448869 75-80% deacetylation
Dialysis Membrane Tubing Fisher Scientific 08-670-5C 3500 MWCO
Ethanol SigmaAldrich 493538
Genipin SigmaAldrich G4796
Heracell 150i Incubator ThermoFisher 50116047
Parafilm Fisher Scientific 13-374-12
Recombinant human SDF-1a Peprotech 300-28A
Recombinant human TGF-b3 Peprotech 100-36E
Whatman Filter Paper Grade 540 SigmaAldrich Z241547 8 mm pore size
Whatman Filter Paper Grade 541 SigmaAldrich WHA1541055 22 mm pore size
Whatman Filter paper Grade 542 SigmaAldrich WHA1542185 2.7 mm pore size
Wire Mesh Sieve McMaster-Carr 9317T86 No. 100 Mesh

References

  1. Mizuta, T., Benson, W. M., Foster, B. K., Morris, L. L. Statistical analysis of the incidence of physeal injuries. Journal of Pediatric Orthopaedics. 7 (5), 518-523 (1987).
  2. Mann, D. C., Rajmaira, S. Distribution of physeal and nonphyseal fractures in 2,650 long-bone fractures in children aged 0-16 years. Journal of Pediatric Orthopaedics. 10 (6), 713-716 (1990).
  3. Eid, A. M., Hafez, M. A. Traumatic injuries of the distal femoral physis. Retrospective study on 151 cases. Injury. 33 (3), 251-255 (2002).
  4. Barmada, A., Gaynor, T., Mubarak, S. J. Premature physeal closure following distal tibia physeal fractures: a new radiographic predictor. Journal of Pediatric Orthopaedics. 23 (6), 733-739 (2003).
  5. Shaw, N., et al. Regenerative medicine approaches for the treatment of pediatric physeal injuries. Tissue Engineering Part B: Reviews. 24 (2), 85-97 (2018).
  6. Dabash, S., Prabhakar, G., Potter, E., Thabet, A. M., Abdelgawad, A., Heinrich, S. Management of growth arrest: current practice and future directions. Journal of Clinical Orthopaedics and Trauma. 9, 58-66 (2018).
  7. Williamson, R. V., Staheli, L. T. Partial physeal growth arrest: treatment by bridge resection and fat interposition. Journal of Pediatric Orthopedics. 10 (6), 769-776 (1990).
  8. Escott, B. G., Kelley, S. P. Management of traumatic physeal growth arrest. Orthopaedics and Trauma. 26 (3), 200-211 (2012).
  9. Newsom, J. P., Payne, K. A., Krebs, M. D. Microgels: modular, tunable constructs for tissue regeneration. Acta Biomaterialia. 88, 32-41 (2019).
  10. Riederer, M. S., Requist, B. D., Payne, K. A., Way, J. D., Krebs, M. D. Injectable and microporous scaffold of densely-packed, growth factor-encapsulating chitosan microgels. Carbohydrate Polymers. 152, 792-801 (2016).
  11. Xin, S., Wyman, O. M., Alge, D. L. Assembly of PEG microgels into porous cell-instructive 3D scaffolds via thiol-ene click chemistry. Advanced Healthcare Materials. 7 (11), 1800160 (2018).
  12. Kim, P. -. H., et al. Injectable multifunctional microgel encapsulating outgrowth endothelial cells and growth factors for enhanced neovascularization. Journal of Controlled Release. 187, 1-13 (2014).
  13. Rabea, E. I., Badawy, M. E. -. T., Stevens, C. V., Smagghe, G., Steurbaut, W. Chitosan as antimicrobial agent: applications and mode of action. Biomacromolecules. 4 (6), 1457-1465 (2003).
  14. Sarmento, B., Goycoolea, F. M., Sosnik, A., das Neves, J. Chitosan and chitosan derivatives for biological applications: chemistry and functionalization. International Journal of Carbohydrate Chemistry. 2011, 1 (2011).
  15. Galdioli Pellá, M. C., et al. Chitosan hybrid microgels for oral drug delivery. Carbohydrate Polymers. 239, 116236 (2020).
  16. Echeverria, C., et al. One-pot synthesis of dual-stimuli responsive hybrid PNIPAAm-chitosan microgels. Materials & Design. 86, 745-751 (2015).
  17. Kim, M. Y., Kim, J. Chitosan microgels embedded with catalase nanozyme-loaded mesocellular silica foam for glucose-responsive drug delivery. ACS Biomaterials Science & Engineering. 3 (4), 572-578 (2017).
  18. Mora-Boza, A., et al. Microfluidics generation of chitosan microgels containing glycerylphytate crosslinker for in situ human mesenchymal stem cells encapsulation. Materials Science and Engineering: C. 120, 111716 (2021).
  19. Zhang, H., Mardyani, S., Chan, W. C. W., Kumacheva, E. Design of biocompatible chitosan microgels for targeted pH-mediated intracellular release of cancer therapeutics. Biomacromolecules. 7 (5), 1568-1572 (2006).
  20. Huang, P., et al. Effect of pH on the mechanical, interfacial, and emulsification properties of chitosan microgels. Food Hydrocolloids. 121, 106972 (2021).
  21. Fletcher, N. A., Krebs, M. D. Sustained delivery of anti-VEGF from injectable hydrogel systems provides a prolonged decrease of endothelial cell proliferation and angiogenesis in vitro. RSC Advances. 8 (16), 8999-9005 (2018).
  22. Fletcher, N. A., Babcock, L. R., Murray, E. A., Krebs, M. D. Controlled delivery of antibodies from injectable hydrogels. Materials Science and Engineering: C. 59, 801-806 (2016).
  23. Fletcher, N. A., Von Nieda, E. L., Krebs, M. D. Cell-interactive alginate-chitosan biopolymer systems with tunable mechanics and antibody release rates. Carbohydrate Polymers. 175, 765-772 (2017).
  24. Erickson, C. B., et al. In vivo degradation rate of alginate-chitosan hydrogels influences tissue repair following physeal injury. Journal of Biomedical Materials Research Part B: Applied Biomaterials. , 34580 (2020).
  25. Erickson, C. B., et al. Anti-VEGF antibody delivered locally reduces bony bar formation following physeal injury in rats. Journal of Orthopaedic Research. , 24907 (2020).
  26. Lee, M. A., Nissen, T. P., Otsuka, N. Y. Utilization of a murine model to investigate the molecular process of transphyseal bone formation. Journal of Pediatric Orthopaedics. 20 (6), 802-806 (2000).
  27. Planka, L., et al. Nanotechnology and mesenchymal stem cells with chondrocytes in prevention of partial growth plate arrest in pigs. Biomedical Papers. 156 (2), 128-134 (2012).
  28. Yu, Y., et al. Rabbit model of physeal injury for the evaluation of regenerative medicine approaches. Tissue Engineering Part C: Methods. 25 (12), 701-710 (2019).
  29. Xian, C. J., Zhou, F. H., McCarty, R. C., Foster, B. K. Intramembranous ossification mechanism for bone bridge formation at the growth plate cartilage injury site. Journal of Orthopaedic Research. 22 (2), 417-426 (2004).
  30. Erickson, C. B., Shaw, N., Hadley-Miller, N., Riederer, M. S., Krebs, M. D., Payne, K. A. A rat tibial growth plate injury model to characterize repair mechanisms and evaluate growth plate regeneration strategies. Journal of Visualized Experiments. (125), e55571 (2017).
  31. Erickson, C., Stager, M., Riederer, M., Payne, K. A., Krebs, M. Emulsion-free chitosan-genipin microgels for growth plate cartilage regeneration. Journal of Biomaterials Applications. 36 (2), 289-296 (2021).
  32. Yang, D., et al. Microfluidic synthesis of chitosan-coated magnetic alginate microparticles for controlled and sustained drug delivery. International Journal of Biological Macromolecules. 182, 639-647 (2021).
  33. Marsili, L., Dal Bo, M., Berti, F., Toffoli, G. Thermoresponsive chitosan-grafted-poly(N-vinylcaprolactam) microgels via ionotropic gelation for oncological applications. Pharmaceutics. 13 (10), 1654 (2021).
  34. Muzzarelli, R., El Mehtedi, M., Bottegoni, C., Aquili, A., Gigante, A. Genipin-crosslinked chitosan gels and scaffolds for tissue engineering and regeneration of cartilage and bone. Marine Drugs. 13 (12), 7314-7338 (2015).
  35. Muzzarelli, R. A. A. Genipin-crosslinked chitosan hydrogels as biomedical and pharmaceutical aids. Carbohydrate Polymers. 77 (1), 1-9 (2009).
  36. Butler, M. F., Ng, Y. -. F., Pudney, P. D. A. Mechanism and kinetics of the crosslinking reaction between biopolymers containing primary amine groups and genipin. Journal of Polymer Science Part A: Polymer Chemistry. 41 (24), 3941-3953 (2003).
  37. Marquez-Curtis, L. A., Janowska-Wieczorek, A. Enhancing the migration ability of mesenchymal stromal cells by targeting the SDF-1/CXCR4 axis. BioMed Research International. 2013, 1-15 (2013).
  38. Tang, Q. O., et al. TGF-β3: A potential biological therapy for enhancing chondrogenesis. Expert Opinion on Biological Therapy. 9 (6), 689-701 (2009).
  39. Hogg, R., Turek, M. L., Kaya, E. The role of particle shape in size analysis and the evaluation of comminution processes. Particulate Science and Technology. 22 (4), 355-366 (2004).
  40. Raval, N., Maheshwari, R., Kalyane, D., Youngren-Ortiz, S. R., Chougule, M. B., Tekade, R. K. Importance of physicochemical characterization of nanoparticles in pharmaceutical product development. Basic Fundamentals of Drug Delivery. , 369-400 (2019).
check_url/63857?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Stager, M. A., Erickson, C. B., Payne, K. A., Krebs, M. D. Fabrication of Size-Controlled and Emulsion-Free Chitosan-Genipin Microgels for Tissue Engineering Applications. J. Vis. Exp. (182), e63857, doi:10.3791/63857 (2022).

View Video