Hücresel Düzeyde Mantar-Mikrobiyal Etkileşimleri Probalamak için Mikroakışkan Araçlar
Summary
Toprağın opaklığı nedeniyle, kurucu mikroplar arasındaki etkileşimler hücresel çözünürlükle kolayca görselleştirilemez. Burada, mantar-mikrobiyal etkileşimleri araştırmak için yeni fırsatlar sunan iki mikroakışkan araç sunulmaktadır. Cihazlar çok yönlü ve kullanımı kolaydır, bu da hücresel düzeyde yüksek mekansal zamansal kontrol ve yüksek çözünürlüklü görüntüleme sağlar.
Abstract
Filamentli mantarlar toprağın başarılı sakinleridir ve organik ve inorganik maddenin ayrışması ve besin seviyelerinin düzenlenmesi gibi toprak ekosistemlerinde önemli bir rol oynarlar. Orada ayrıca bakteri veya diğer mantarlar gibi çeşitli diğer mikroplarla etkileşime girmek için sayısız fırsat bulurlar. Bununla birlikte, mantar etkileşimlerini hücresel düzeyde incelemek, toprağın kara kutu benzeri doğası nedeniyle zor olabilir. Mantar etkileşimlerinin incelenmesi için yeni mikroakışkan araçlar geliştirilmektedir; bakteriyel-fungal ve mantar-fungal etkileşimlerini incelemek için tasarlanmış iki platform vurgulanmıştır. Bu mikrokanallar içinde, mantar-mikrobiyal etkileşimler, kontrollü fiziko-kimyasal ortamlarda, daha önce mümkün olandan daha yüksek zamansal ve mekansal çözünürlükte izlenebilir. Bu araçların uygulanması, hifalara bakteriyel polar bağlılığın gözlemlenmesi veya karakterize edilmemiş mantar-mantar antagonizmalarının ortaya çıkarılması gibi çok sayıda yeni biyolojik anlayış sağlamıştır. Bu metodolojilerin önemli bir özelliği, bu aracın uzman olmayanlar tarafından kullanım kolaylığı ile ilgilidir ve mikrobiyoloji laboratuvarlarında kullanılmak üzere oldukça çevrilebilir teknolojiler ortaya koymaktadır.
Introduction
Toprak, karbon ve fosfor döngüleriiçin etkili olan mikroorganizmaların bolluğunu içeren olağanüstü çeşitli bir ortamdır 1,2. Filamentli mantarlar, organik ve inorganik maddelerin ayrıştırıcıları olarak çok sayıda ekosistemin önemli bir bileşenidir ve simbiyotik ilişkilerin oluşumu yoluyla bitkilerin beslenmesini artırabilir 3,4. Toprakta, mantarlar diğer mantarlar5, bakteri6, virüsler7 ve nematodlar8 gibi çok sayıda mikropla dinamik olarak etkileşime girer. Bu etkileşimlerin toprak ve bitki sağlığı için önemli sonuçları vardır. Bununla birlikte, etkileşime giren mikroorganizmaları yüksek çözünürlükte görüntüleyebilen uygun deneysel sistemlerin bulunmaması nedeniyle, birçoğu tanımlanmamıştır.
Bakteriyel-fungal etkileşimler (BFI’ler) ve mantar-mantar etkileşimleri (FFI’ler) ile ilgili araştırmalar, tıpta antimikrobiyaller ve tarımda biyolojik kontrol ajanları da dahil olmak üzere bir dizi alanda değerli uygulamalara sahiptir. Örneğin, Coprinopsis cinerea mantarı, insan patojeni Listeria monocytogenes9’a karşı antibakteriyel aktivite sergilediği gösterilen peptid copsin’i üretir. Benzer şekilde, mantar kaynaklı bileşik olan griseofulvin, insan mantar enfeksiyonları için bir tedavi olarak yaygın olarak kullanılır ve ayrıca bitki patojenik mantarı Alternaria solani10,11’in büyümesini inhibe edebilir. Toprakta yaşayan bakteri Bacillus subtilis’in çeşitli suşlarının da mantar bitkisi patojeni Rhizoctonia solani12,13’ün etkili biyokontrol ajanları olduğu gösterilmiştir. Bununla birlikte, geleneksel metodolojilerle ilişkili sınırlamalar nedeniyle, BFI’lar ve FFI’lar tek hücreler düzeyinde yeterince anlaşılmamıştır.
Geleneksel çalışmalar tipik olarak BFI’ları ve FFI’ları, çatışmada iki veya daha fazla türe sahip agar plakaları kullanarak makro ölçekte araştırmaktadır. Etkileşimleri, karşı karşıya kalan türlerin büyüme oranlarını ve metabolit üretimini ölçerek değerlendirilir14,15,16; ancak, bu metodoloji sadece koloni seviyesine kadar çözülmüştür. Hücresel düzeyde etkileşimleri incelemek için, bakteriyel ve fungal aşılayıcılar, daha sonra mikroskop altında görüntülenen agar ile kaplanmış cam mikroskop slaytlarında yetiştirilebilir17. Bununla birlikte, hapsedilme eksikliği nedeniyle mikroskop slaytlarını kullanarak tek bir hifayı takip etmek zor olabilir, bu da hızlandırılmış görüntülerin elde edilmesinin daha zor olduğu anlamına gelir. Ayrıca, mantar miselyumunun tanımlanmış bölgeleri içindeki diğer mikroorganizmaları mekansal olarak sınırlama veya örneğin bozulabilecek tanımlanmış kimyasal ortamlar yaratma fırsatı, bu tür kurulumlarda mümkün değildir. Toprağın “kara kutu” doğası, mantar-mikrobiyal etkileşimleri tek hücreler düzeyinde incelemenin karmaşıklığına da katkıda bulunur18. Etkileşen türleri toprak mikrobiyomunun inanılmaz çeşitliliğinden uzakta gözlemleyerek, bireysel üyelerin etkileşime girme şekli tam olarak değerlendirilebilir. Bu nedenle, BFI’ların ve FFI’ların yüksek çözünürlüklü, tek hücreli görüntülenmesini sağlayan çok yönlü platformlara sürekli bir ihtiyaç vardır.
Çip üzerinde laboratuvar sistemleri olarak adlandırılan mikroakışkan teknolojiler, BFI’ların ve FFI’ların tek hücreler düzeyinde incelenmesi için ideal bir platform sağlar. Kimyasal analiz ve mikroelektronik için geliştirilen teknolojilerden kaynaklanan mikroakışkanlar alanı, biyolojik bilimler tarafından benimsenmiştir19. Mikroakışkan teknolojileri, mikrometre ölçeğinde en az bir boyuta sahip, ısmarlama bir minyatür kanallar ağı içindeki küçük hacimli sıvıları düzenler ve biyolojik araştırmalarda kullanımları20 genişlemektedir. Özellikle, filamentli mantarların büyümesini incelemek için mikroakışkan cihazlar geliştirilmiştir 21,22,23,24,25,26,27,28,29,30. Bu teknolojiyi kullanmanın bir yararı, hifaların hapsedilmesi ve besin maddelerinin mikro kanallar içindeki dağılımının, toprak ortamının yapısına geleneksel agar yöntemlerinden daha çok benzemesidir31. Son zamanlarda, insan nötrofiller ve mantar patojenleri 32, bakteri ve bitki kökleri33, mantarlar ve nematodlar34,35 arasındaki etkileşimleri araştırmak için mikroakışkan platformlar kullanılmıştır.
Mikrobiyal etkileşimleri incelemek için mikroakışkanlar kullanmanın birçok avantajından biri, mikrokanal ortamının spesifik kontrolünü içerir. Örneğin, laminer akış rejimleri, bakteriyel kemotaksis36’yı incelerken özellikle yararlı olan tanımlanmış konsantrasyon gradyanları üretmek için kullanılabilir. Diğer bir avantaj, mikroakışkan cihazların üretiminde yaygın olarak kullanılan ucuz, biyouyumlu bir elastomerik polimer olan poli (dimetilsiloksan) (PDMS) şeffaf doğasının, parlak alan ve floresan mikroskobu kullanılarak tek hücrelerin yüksek çözünürlüklü görüntülenmesini kolaylaştırmasıdır37. Benzer şekilde, mikropların mikrokanallar içinde hapsedilmesi, tek hücreleri izleyen hızlandırılmış deneylerin yapılabileceği anlamına gelir ve bireysel hücresel tepkilerin kaydedilmesine ve nicelleştirilmesine izin verir37. Son olarak, mikroakışkan cihazlar kullanıcı dostu olacak şekilde tasarlanabildiğinden, uzman olmayanlar tarafından kolayca kullanılabilirler38.
Toprakta yaşayan mikroorganizmalar arasındaki etkileşimler hakkında daha fazla bilgi sahibi olmak, biyolojik çeşitliliği koruyan sürdürülebilir ekosistem yönetimi uygulamalarını geliştirmek ve iklim değişikliğinin karasal ortamlar üzerindeki etkisini azaltmak için önemlidir39. Bu nedenle, yeni mikroakışkan araçların geliştirilmesi, mantarların ve hücresel düzeydeki etkileşimlerinin anlaşılmasını genişletmek için esastır. Buradaki protokol, Şekil 1’de gösterildiği gibi BFIs40 ve FFI41’in çalışması için üretilen iki mikroakışkan cihaza odaklanacaktır.
Şekil 1: Bakteriyel-fungal etkileşim (BFI) ve mantar-fungal etkileşim (FFI) cihazlarının görsel ve şematik gösterimi. (A) BFI cihazının görüntüsü. Hifal büyümesinin cihaza girmesine izin vermek için mikro kanalların bir ucunun girişine bir misel tıkacı yerleştirilir. Bakteri girişi karşı uçtadır. Ölçek çubuğu = 5 mm. (B) Bakteri girişlerinin konumlandırılmasını ve etkileşim mikrokanalları aracılığıyla hifal büyümesinin yönünü gösteren BFI cihazına şematik genel bakış. Kanallar 10 μm derinliğinde, 100 μm genişliğinde ve 7 mm uzunluğundadır ve toplamda 28 gözlem kanalıdır. (C) Coprinopsis cinerea ve Bacillus subtilis NCIB 3610 arasındaki agar plakası üzerinde yüzleşme testi, ölçek çubuğu = 20 mm (solda). C. cinerea ve B. subtilis NCIB 3610 arasındaki mikrokanal içindeki etkileşimi (orta ve sağ), yani bakterilerin mantar hiflerine polar bağlanmasını gösteren mikroskopi görüntüleri. Ölçek çubuğu = 25 μm (orta) ve 10 μm (sağ). (D) FFI cihazının cam tabanlı bir Petri kabına bağlanmış, misel tıkaçları ile çift aşılanmış görüntüsü. Ölçek çubuğu = 1 cm. (E) FFI cihazına şematik genel bakış. Cihazın her iki ucundaki girişlere iki mantar aşılayıcı tıkaç sokulur ve mikrokanalların hifal keşfine izin verilir. Kontrol kanalları sadece bir mantar girişine bağlanır ve test mantarları arasındaki etkileşimleri önleyen bir çıkmaz kanala sahiptir. Etkileşim kanalları hem mantar girişlerini birbirine bağlar hem de mikrokanal içindeki test denekleri arasında hifal etkileşimlerine izin verir. Her etkileşim kanalı, toplam uzunluğu 8,8 mm (elmas başına 490 x 430 μm), 10 μm derinliğinde ve her elmas arasında 20 μm’lik bir bağlantı bölgesine sahip olan 18 elmas şeklindeki bölümden oluşur. Kanal tipleri çoğaltılır, ölçek çubukları = 1 mm. (F) Birbirine bağlı etkileşim kanalının zıt uçlarından büyüyen, yaklaşan iki hifal cephesi arasındaki etkileşim bölgesi. Faz kontrastlı mikroskopi görüntüsü, ölçek çubuğu = 250 μm. Bu şekildeki paneller Stanley ve ark., 2014 (A-C)40 ve Gimeno ve ark., 2021 (D-F)41’den değiştirilmiştir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bu makalede, kanal mikroakışkanları kullanılarak mantar-mikrobiyal etkileşimlerin incelenmesi için bir protokol sunulmaktadır. Yazarlar, bu cihazların çok yönlülüğünü göstermeyi ve araştırmacının ilgi alanlarına uyacak şekilde adaptasyonu teşvik etmeyi amaçlamaktadır. Örnek BFI ve FFI cihazları kullanılarak, mantar-mikrobiyal etkileşimler daha önce erişilenden daha ayrıntılı olarak incelenebilir. Toprağın arka plan karmaşıklığını ve heterojenliğini ortadan kaldırarak, hiflerin …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Imperial College London Biyomühendislik Bölümü ve The Leverhulme Trust’ın (Araştırma Hibe Referansı: RPG-2020-352) finansal desteğini kabul ediyoruz.
Materials
| Agar | Difco Laboratories | 214010 | Used to solidify culture medium for bacterial and fungal cultivation within Petri dishes |
| Aluminum foil | Fisher Scientific Ltd | 11759408 | |
| AutoCAD 2021 | Autodesk, USA | ||
| Autoclave (VX-75) | Systec | ||
| Centrifuge (5810R) | Eppendorf | ||
| Chlorotrimethysilane | Merck Life Sciences | 386529 | CAUTION: Chlorotrimethylsilane is a hazardous substance. Wear appropriate PPE and handle with care. Avoid contact with skin and eyes and prevent inhalation. Keep away from sources of ignition and use in a well-ventilated area. |
| Cork borer | SLS | COR1000 | |
| Developer solution (mr-Dev 600) | Microresist Technologies | CAUTION: mr-Dev 600 developer solution is flammable | |
| Erlenmeyer flasks | VWR | 214-1108 | e.g. 200 mL; choose size to suit your exact needs |
| Ethanol (70% v/v) | Fisher Scientific Ltd | E/0650DF/15 | Diluted from 99.8% (Analytical Reagent Grade) |
| Fiji | ImageJ | Exemplar software package for imaging processing | |
| Filtered, compressed air | Available as standard in most labs. Altervatively, an oil-free compressor with air regulator can be used. | ||
| Flat-headed wafer tweezers | SLS | INS5026 | |
| Forceps | Fisher Scientific Ltd | 10008051 | Bent, sharp |
| Glass bottom petri dish | World Precision Instruments | FD35-100 | 35 mm |
| Glass bottom petri dish | World Precision Instruments | FD5040-100 | 50 mm |
| Glass crystallisation dishes | VWR | 216-1865 | Used for washing of PDMS slabs |
| Glass crystallisation dishes | VWR | 216-1866 | Used in the development of master moulds |
| Glass media bottles | Fisher Scientific Ltd | 15456113 | e.g. 250 mL; choose size to suit your exact needs |
| Glass syringe (Hamilton) | Fisher Scientific Ltd | 10625251 | Used for dispensing chlorotrimethylsilane |
| Hot plate (HP 160 III BM) | SAWATEC | ||
| Inoculation loop | VWR | COPA175CS01 | |
| Isopropyl alcohol | Sigma-Aldrich | W292907 | |
| Laminar flow hood | Air Science (PCR) | Exemplar laminar flow hood used for device fabrication | |
| LB medium | Fisher Scientific Ltd | BP9723-500 | Exemplar nutrient broth for bacterial overnight culture |
| Light emitting diode light engine (LedHUB) | Omicron-Laserage Laserprodukte GmbH | Exemplar light source that can be used for imaging fungal-microbial interactions (fluorescence) | |
| MA6 Ultraviolet mask aligner | Suss Microtec | ||
| Malt extract | VWR | 84618 | Used to make exemplar fungal culture medium (Malt extract agar) |
| Mask Writer | Applied Materials | 4700DP | Example of a mask writer which can be used to print photo-mask for photolithography |
| Master mould plastic mount | 3D-printed bespoke holder manufactured in-house | ||
| Microbiological safety cabinet (BioMat2) | Contained Air Solutions | Exemplar MSC used for microbial culture and device inoculation | |
| Milli-Q purified water | Available as standard in biology labs. | ||
| NaOH | Fisher Scientific Ltd | BP359-500 | |
| NIS-Elements Advanced Research imaging software | Nikon | Exemplar software package for image acquisition | |
| NIS-Elements Free Viewer | Nikon | Exemplar software package for viewing acquired images | |
| Oven (Binder BD115) | Fisher Scientific Ltd | 15602126 | Used for curing poly(dimethylsiloxane)(PDMS) |
| Oven (CLO-2AH-S) | KOYO | Used for preparing silicon wafers | |
| Parafilm | Bemis | HS234526B | transparent film |
| Petri dishes, square sterile | Fisher Scientific Ltd | 11708573 | 120.5 mm |
| Petri dishes, sterile | Fisher Scientific Ltd | 15370366 | 90 mm |
| Photolithography mask | Micro Lithography Services Ltd. UK | ||
| Plasma cleaner (Zepto) | Diener Electronic | 100012601 | |
| Plastic cup | Semadeni | 8323 | |
| Plastic spatula | Semadeni | 3340 | |
| Portable precision balance (OHAUS Scout) | Fisher Scientific Ltd | 15519631 | Used for weighing PDMS, media components etc. |
| Precision cutter | Syneo | HS1251135P1183 | Cutting edge diameter: 3.18 mm |
| Precision cutter | Syneo | HS1871730P1183S | Cutting edge diameter: 4.75 mm |
| Profilometer | Bruker | Dektak XT-stylus | |
| Razor blades | Häberle Labortechnik | 9156110 | |
| Refridgerator | Haden | 4-6 °C | |
| Retiga R1 CCD camera | Qimaging | Exemplar camera that can be used for imaging fungal-microbial interactions | |
| Scotch magic tape | Office Depot | 3969954 | 19 mm invisible tape; clear tape |
| Shaking incubator (Cole-Parmer SI500) | Fisher Scientific Ltd | 10257954 | |
| Silicon wafer | Inseto | 100 mm | |
| Soda lime glass plate | Inseto | 125 mm x 125 mm x 2 mm. Used to hold photolithography mask in mask aligner | |
| Sodium chloride | Sigma-Aldrich | S7653 | |
| Spincoater | SAWATEC | SM-180-BM | |
| SU-8 2010 photoresist | MicroChem | CAUTION: SU-8 photoresist is hazardous, take care when handling and prevent inhalation and contact with skin. Flammable, potentially carcinogenic and toxic to the environment. | |
| Sylgard 184 elastomer kit | VWR | 634165S | Used for the preparation of poly(dimethylsiloxane)(PDMS) devices |
| Temperature controlled incubator | Okolab | Exemplar incubator that can be used for imaging fungal-microbial interactions | |
| Ti2-E inverted epifluorescence microscope | Nikon | MEA54000 | Exemplar microscope that can be used for imaging fungal-microbial interactions |
| Ultrasonic cleaner S-Line | Fisher Scientific Ltd | FB15050 | |
| Vacuum desiccator | Fisher Scientific Ltd | 10528861 | Silianisation and PDMS degassing should be conducted in separate desiccators |
| x10/0.3 NA CFI Plan Fluor DL objective lens | Nikon | MRH20105 | Exemplar objective lens that can be used for imaging fungal-microbial interactions |
| x20/0.45 NA CFI Plan Fluor DL objective lens | Nikon | MRH48230 | Exemplar objective lens that can be used for imaging fungal-microbial interactions |
References
- Zhu, Y. -. G., Miller, R. M. Carbon cycling by arbuscular mycorrhizal fungi in soil-plant systems. Trends in Plant Science. 8 (9), 407-409 (2003).
- Dai, Z., et al. Long-term nutrient inputs shift soil microbial functional profiles of phosphorus cycling in diverse agroecosystems. The ISME Journal. 14 (3), 757-770 (2020).
- Op De Beeck, M., et al. Regulation of fungal decomposition at single-cell level. The ISME Journal. 14 (4), 896-905 (2020).
- Bender, S. F., et al. Symbiotic relationships between soil fungi and plants reduce N2O emissions from soil. The ISME Journal. 8 (6), 1336-1345 (2014).
- Dullah, S., et al. Melanin production and laccase mediated oxidative stress alleviation during fungal-fungal interaction among basidiomycete fungi. IMA Fungus. 12 (1), 33 (2021).
- Deveau, A., et al. Bacterial-fungal interactions: ecology, mechanisms and challenges. FEMS Microbiology Reviews. 42 (3), 335-352 (2018).
- Bian, R., et al. Facilitative and synergistic interactions between fungal and plant viruses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117 (7), 3779-3788 (2020).
- Jiang, X., Xiang, M., Liu, X. Nematode-trapping fungi. Microbiology Spectrum. 5 (1), (2017).
- Essig, A., et al. a novel peptide-based fungal antibiotic interfering with the peptidoglycan synthesis. Journal of Biological Chemistry. 289 (50), 34953-34964 (2014).
- Tang, H. -. Y., Zhang, Q., Li, H., Gao, J. -. M. Antimicrobial and allelopathic metabolites produced by Penicillium brasilianum. Natural Product Research. 29 (4), 345-348 (2015).
- Bai, Y. -. B., et al. Antifungal activity of griseofulvin derivatives against phytopathogenic fungi In vitro and In vivo and three-dimensional quantitative structure-activity relationship analysis. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 67 (22), 6125-6132 (2019).
- Solanki, M. K., et al. Characterization of antagonistic-potential of two Bacillus strains and their biocontrol activity against Rhizoctonia solani in tomato. Journal of Basic Microbiology. 55 (1), 82-90 (2015).
- Jamali, H., Sharma, A., Srivastava, A. K. Biocontrol potential of Bacillus subtilis RH5 against sheath blight of rice caused by Rhizoctonia solani. Journal of Basic Microbiology. 60 (3), 268-280 (2020).
- Válková, H., Novotný, &. #. 2. 6. 8. ;., Malachová, K., Šlosarčíková, P., Fojtík, J. Effect of bacteria on the degradation ability of Pleurotus ostreatus. Science of The Total Environment. 584-585, 1114-1120 (2017).
- Leyva-Rojas, J. A., Coy-Barrera, E., Hampp, R. Interaction with soil bacteria affects the growth and amino acid content of Piriformospora indica. Molecules. 25 (3), 572 (2020).
- Dullah, S., et al. Fungal interactions induce changes in hyphal morphology and enzyme production. Mycology. 12 (4), 279-295 (2021).
- Marfetán, J. A., Romero, A. I., Folgarait, P. J. Pathogenic interaction between Escovopsis weberi and Leucoagaricus sp.: mechanisms involved and virulence levels. Fungal Ecology. 17, 52-61 (2015).
- Cortois, R., De Deyn, G. B. The curse of the black box. Plant and Soil. 350 (1), 27-33 (2012).
- Whitesides, G. M. The origins and the future of microfluidics. Nature. 442 (7101), 368-373 (2006).
- Sackmann, E. K., Fulton, A. L., Beebe, D. J. The present and future role of microfluidics in biomedical research. Nature. 507 (7491), 181-189 (2014).
- Hanson, K. L., et al. Fungi use efficient algorithms for the exploration of microfluidic networks. Small. 2 (10), 1212-1220 (2006).
- Held, M., Edwards, C., Nicolau, D. V. Probing the growth dynamics of Neurospora crassa with microfluidic structures. Fungal Biology. 115 (6), 493-505 (2011).
- Thomson, D. D., et al. Contact-induced apical asymmetry drives the thigmotropic responses of Candida albicans hyphae. Cellular Microbiology. 17 (3), 342-354 (2015).
- Lee, K. K., Labiscsak, L., Ahn, C. H., Hong, C. I. Spiral-based microfluidic device for long-term time course imaging of Neurospora crassa with single nucleus resolution. Fungal Genetics and Biology. 94, 11-14 (2016).
- Asenova, E., Lin, H. Y., Fu, E., Nicolau, D. V., Nicolau, D. V. Optimal fungal space searching algorithms. IEEE Transactions on NanoBioscience. 15 (7), 613-618 (2016).
- Soufan, R., et al. Pore-scale monitoring of the effect of microarchitecture on fungal growth in a two-dimensional soil-like micromodel. Frontiers in Environmental Science. 6, (2018).
- Uehling, J. K., et al. Microfluidics and metabolomics reveal symbiotic bacterial-fungal interactions between Mortierella elongata and Burkholderia include metabolite exchange. Frontiers in Microbiology. 10, 2163 (2019).
- Millet, L. J., et al. Increasing access to microfluidics for studying fungi and other branched biological structures. Fungal Biology and Biotechnology. 6 (8), 1-14 (2019).
- Baranger, C., Fayeulle, A., Le Goff, A. Microfluidic monitoring of the growth of individual hyphae in confined environments. Royal Society Open Science. 7 (8), 191535 (2020).
- Aleklett, K., Ohlsson, P., Bengtsson, M., Hammer, E. C. Fungal foraging behaviour and hyphal space exploration in micro-structured Soil Chips. The ISME Journal. 15 (6), 1782-1793 (2021).
- Aleklett, K., et al. Build your own soil: exploring microfluidics to create microbial habitat structures. The ISME Journal. 12 (2), 312-319 (2018).
- Ellett, F., Jorgensen, J., Frydman, G. H., Jones, C. N., Irimia, D. Neutrophil interactions stimulate evasive hyphal branching by Aspergillus fumigatus. PLOS Pathogens. 13 (1), 1006154 (2017).
- Massalha, H., Korenblum, E., Malitsky, S., Shapiro, O. H., Aharoni, A. Live imaging of root-bacteria interactions in a microfluidics setup. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (17), 4549-4554 (2017).
- Schmieder, S. S., et al. Bidirectional propagation of signals and nutrients in fungal networks via specialized hyphae. Current Biology. 29 (2), 217-228 (2019).
- Tayyrov, A., Stanley, C. E., Azevedo, S., Künzler, M. Combining microfluidics and RNA-sequencing to assess the inducible defensome of a mushroom against nematodes. BMC Genomics. 20 (1), 243 (2019).
- Stanley, C. E., Grossmann, G., Casadevall i Solvas, X., deMello, A. J. Soil-on-a-Chip: microfluidic platforms for environmental organismal studies. Lab on a Chip. 16 (2), 228-241 (2016).
- Stanley, C. E., vander Heijden, M. G. A. Microbiome-on-a-Chip: new frontiers in plant-microbiota research. Trends in Microbiology. 25 (8), 610-613 (2017).
- Ortseifen, V., Viefhues, M., Wobbe, L., Grünberger, A. Microfluidics for biotechnology: bridging gaps to foster microfluidic applications. Frontiers in Bioengineering & Biotechnology. 8, 589074 (2020).
- Jansson, J. K., Hofmockel, K. S. The soil microbiome-from metagenomics to metaphenomics. Current Opinion in Microbiology. 43, 162-168 (2018).
- Stanley, C. E., et al. Probing bacterial-fungal interactions at the single cell level. Integrative Biology (Camb). 6 (10), 935-945 (2014).
- Gimeno, A., et al. A versatile microfluidic platform measures hyphal interactions between Fusarium graminearum and Clonostachys rosea in real-time. Communications Biology. 4 (1), 262 (2021).
- Duffy, D. C., McDonald, J. C., Schueller, O. J. A., Whitesides, G. M. Rapid prototyping of microfluidic systems in poly(dimethylsiloxane). Analytical Chemistry. 70 (23), 4974-4984 (1998).
- Stanley, C. E., et al. Fabrication and use of the dual-flow-RootChip for the imaging of Arabidopsis roots in asymmetric microenvironments. Bio-protocol. 8 (18), 3010 (2018).
- Choi, C. -. H., Lee, H., Weitz, D. A. Rapid patterning of PDMS microfluidic device wettability using syringe-vacuum-induced segmented flow in nonplanar geometry. ACS Applied Materials & Interfaces. 10 (4), 3170-3174 (2018).
- Sanders, E. R. Aseptic laboratory techniques: plating methods. Journal of Visualized Experiments. (63), e3064 (2012).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Harting, R., et al. Pseudomonas strains induce transcriptional and morphological changes and reduce root colonization of Verticillium spp. Frontiers in Microbiology. 12, 652468 (2021).
- Boenisch, M. J. . Structural and molecular characterisation of the penetration process of Fusarium graminearum during Fusarium head blight infection. , (2013).
- Eynck, C., Koopmann, B., Grunewaldt-Stoecker, G., Karlovsky, P., von Tiedemann, A. Differential interactions of Verticillium longisporum and V. dahliae with Brassica napus detected with molecular and histological techniques. European Journal of Plant Pathology. 118 (3), 259-274 (2007).
- Ghanem, N., Stanley, C. E., Harms, H., Chatzinotas, A., Wick, L. Y. Mycelial effects on phage retention during transport in a microfluidic platform. Environmental Science & Technology. 53 (20), 11755-11763 (2019).
- Alrifaiy, A., Lindahl, O. A., Ramser, K. Polymer-based microfluidic devices for pharmacy, biology and tissue engineering. Polymers. 4 (3), 1349-1398 (2012).
- Duncombe, T. A., Tentori, A. M., Herr, A. E. Microfluidics: reframing biological enquiry. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 16 (9), 554-567 (2015).
- Hoelzle, D., et al. Microfluidic device design, fabrication, and testing protocols. Protocol Exchange. , (2015).
