Summary

Isolamento delle cellule di lignaggio monociti-macrofagi dalle ossa di ratto mediante metodo di aderenza secondaria

Published: July 13, 2022
doi:

Summary

Qui presentiamo un protocollo per l’isolamento dei BMM dai ratti SD, chiamato metodo di aderenza secondaria.

Abstract

Con una diminuzione della densità minerale ossea, le ossa hanno maggiori probabilità di fratturarsi, influenzando così negativamente la qualità della vita di un paziente. La crescita e lo sviluppo delle ossa sono regolati principalmente da osteoblasti e osteoclasti. È stato ampiamente accettato che gli osteoclasti sono derivati da cellule monociti-macrofagi del midollo osseo (BMM). BMM e altre cellule staminali ematopoietiche si trovano nella cavità del midollo osseo. Pertanto, isolare singoli BBM stabili da popolazioni cellulari diverse ed eterogenee è una sfida enorme. Qui presentiamo un protocollo per l’isolamento dei BMM dai ratti SD, chiamato metodo di aderenza secondaria. Sono state raccolte cellule aderenti coltivate per 24-48 ore in coltura primaria. L’analisi citometrica a flusso ha mostrato che circa il 37,94% delle cellule erano CD11b/c+ (antigene di superficie monocita-macrofago). La colorazione della fosfatasi acida resistente al tartrato (TRAP) e l’analisi western blot hanno dimostrato che i BMM potrebbero differenziarsi in osteoclasti in vitro. I risultati di cui sopra hanno suggerito che le cellule di aderenza secondaria potrebbero essere considerate come un modello cellulare adatto per la ricerca sulla differenziazione degli osteoclasti.

Introduction

È stato riportato che le cellule di lignaggio monociti-macrofagi esistenti nel midollo osseo possono differenziarsi in monociti del sangue e macrofagi tissutali 1,2. Le cellule di cui sopra, che possono differenziarsi in osteoclasti per bilanciare la crescita e lo sviluppo osseo, sono comunemente usate come modello cellulare per indurre osteoclasti in vivo 3,4. Il midollo osseo è un tessuto speciale contenente diversi tipi di cellule, che includono, ma non sono solo limitate alle cellule staminali mesenchimali del midollo osseo, alle cellule monociti-macrofagi del midollo osseo (BMM), alle cellule staminali ematopoietiche, alle cellule endoteliali e alle cellule immunitarie. In effetti, diversi studi precedenti hanno suggerito che le cellule aderenti si sono precipitate fuori dalla cavità del midollo osseo dell’osso lungo potrebbero differenziarsi in osteoblasti, osteoclasti, condrociti o adipociti 5,6,7,8. Sebbene siano stati utilizzati diversi metodi di isolamento e coltura per produrre diverse popolazioni cellulari omogenee, ci sono ancora grandi sfide nell’isolamento e nella coltura di BMM da una varietà di diversi tipi di cellule.

Sono stati sviluppati diversi metodi per estrarre macrofagi mononucleati del midollo osseo (BMSC). Tuttavia, la maggior parte di questi metodi sono complessi 9,10,11. Ad esempio, la centrifugazione a gradiente di densità richiede un kit specializzato e l’operazione richiede tempo e ingombro. Questo metodo è adatto per l’isolamento di BMM da campioni di sangue ad alto volume, ma non da campioni di midollo osseo 9,12,13. Inoltre, l’estrazione di campioni di tessuto utilizzando la digestione della collagenasi è una procedura complessa e dispendiosa in termini di tempo; questo metodo non è raccomandato per l’isolamento di BMM da campioni di midollo osseo14,15. Inoltre, sebbene la separazione del flusso possa portare a popolazioni di monociti / macrofagi altamente purificate, richiede dimensioni del campione molto grandi e requisiti elevati di strumenti e attrezzature10,16. Inoltre, il metodo di arricchimento delle microsfere è estremamente costoso e non è fattibile in un laboratorio generale17.

Pertanto, nel presente studio è stato proposto un metodo conveniente, veloce ed economico per l’isolamento dei macrofagi mononucleati dal midollo osseo. Le cellule del midollo osseo aderenti per diversi punti temporali sono state utilizzate per isolare i BMM utilizzando un metodo di aderenza secondaria. I BMM estratti con il metodo di cui sopra potrebbero indurre la formazione di osteoclasti in vitro, fornendo così un modello cellulare semplice e conveniente per il futuro studio dell’osteoporosi in vitro.

Protocol

Tutti gli esperimenti in questo studio sono stati condotti in conformità con le linee guida per gli esperimenti sugli animali del Centro di ricerca sugli animali da laboratorio dell’Università medica cinese di Zhejiang (numero di approvazione: IACUC-20181029-11). 1. Estrazione cellulare Metti i ratti Sprague-Dawley (ratti SD, 1-10 giorni, maschio o femmina) nelle gabbie di eutanasia riempite con CO2 ad un tasso equilibrato del 30% -70% volume contenitore…

Representative Results

La popolazione cellulare aderente secondaria era stabile e uniforme. Con la continua proliferazione cellulare, la maggior parte delle cellule è diventata più grande, con forma irregolare ed è cresciuta in un disco aderente radiale (Figura 2C, D). La citometria a flusso ha mostrato che la percentuale di cellule che esprimono CD11b/c, un marcatore molecolare sulla superficie delle cellule di lignaggio monociti-macrofagi, era di circa il 37,9…

Discussion

Gli osteoclasti sono uno dei tipi di cellule più significativi coinvolti nell’insorgenza e nello sviluppo di malattie ossee, nonché uno degli oggetti primari della ricerca sulle malattie ossee20. Monociti / macrofagi possono differenziarsi in osteoclasti. Poiché i macrofagi mononucleati (cellule RAW264.7) sono troppo costosi da acquistare e si attivano facilmente durante la coltura, è difficile eseguire esperimenti di differenziazione in vitro utilizzando questa linea cellulare. Sebbe…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Questo lavoro è stato sostenuto dalla Natural Science Foundation della provincia di Zhejiang (sovvenzione n. LY19H060001) e il Zhejiang Traditional Chinese Medicine Science and Technology Plan Project (n. 2022ZB093).

Materials

35 mm2 cell climbing slices NEST Biotechnology 80102
Anti-cathepsin K Abcam ab19027 1:1,000
Anti-CD11 isotype control Abcam ab172730 1 μg/test,1.675 mg/Ml
Anti-CD11b/c Absin abs124232  1μg/test, 1 mg/mL
Anti-TRAP Abcam ab191406 1:1,000
Anti-β-actin Beyotime  AF5003 1:1,000
Cell climbing slices NEST Biotechnology 80102
Cell culture dish corning 430167
Cell culture flask corning 430168
Dulbecco's modified eagle medium (DMEM) Gibco C11995500BT
Fetal bovine serum (FBS) Gibco 10099141C
Goat anti-rabbit IgG Abcam ab150077 for IF, 1:2,000
goat anti-rabbit IgG Abcam ab6721 for WB, 1:2,000
M-CSF Pepro tech 400-28
PBS Biosharp BL302A
RANKL Pepro tech 400-30
SD rat Shanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd 1-10 days old
SDS-PAGE gel preparation kit Solarbio P1200
TRAP/ALP Staining Kit Wako 294-67001
Trypsin-EDTA solution Biosharp BL512A
Wright-Giemsa solution Keygen Biotech KGA225-1

References

  1. Jakubzick, C. V., Randolph, G. J., Henson, P. M. Monocyte differentiation and antigen-presenting functions. Nature Reviews. Immunology. 17 (6), 349-362 (2017).
  2. Locati, M., Curtale, G., Mantovani, A. Diversity, mechanisms, and significance of macrophage plasticity. Annual Review of Pathology. 15 (1), 123-147 (2020).
  3. Boyle, W. J., Simonet, W. S., Lacey, D. L. Osteoclast differentiation and activation. Nature. 423 (6937), 337-342 (2003).
  4. Ono, T., Nakashima, T. Recent advances in osteoclast biology. Histochemistry and Cell Biology. 149 (4), 325-341 (2018).
  5. Zhou, X., et al. Wnt/ß-catenin-mediated p53 suppression is indispensable for osteogenesis of mesenchymal progenitor cells. Cell Death & Disease. 12 (6), 521-534 (2021).
  6. Yu, Q., Zhao, B., He, Q., Zhang, Y., Peng, X. B. microRNA-206 is required for osteoarthritis development through its effect on apoptosis and autophagy of articular chondrocytes via modulating the phosphoinositide 3-kinase/protein kinase B-mTOR pathway by targeting insulin-like growth factor-1. Journal of Cellular Biochemistry. 120 (4), 5287-5303 (2019).
  7. Li, Z., MacDougald, O. A. Preclinical models for investigating how bone marrow adipocytes influence bone and hematopoietic cellularity. Best Practice & Research. Clinical Endocrinology & Metabolism. 35 (4), 101547-101560 (2021).
  8. Horowitz, M. C., et al. marrow adipocytes. Adipocyte. 6 (3), 193-204 (2017).
  9. Maridas, D. E., Rendina-Ruedy, E., Le, P. T., Rosen, C. J. Isolation, culture, and differentiation of bone marrow stromal cells and osteoclast progenitors frommice. Journal of Visualized Experiments. (131), e56750 (2018).
  10. Schyns, J., et al. Non-classical tissue monocytes and two functionally distinct populations of interstitial macrophages populate the mouse lung. Nature Communications. 10 (1), 3964-3980 (2019).
  11. Atif, S. M., Gibbings, S. L., Jakubzick, C. V. Isolation and identification of interstitial macrophages from the lungs using different digestion enzymes and staining strategies. Methods in Molecular Biology. 1784, 69-76 (2018).
  12. Scheven, B. A., Milne, J. S., Robins, S. P. A sequential culture approach to study osteoclast differentiation from nonadherent porcine bone marrow cells. In Vitro Cellular & Developmental Biology. Animal. 34 (7), 568-577 (1998).
  13. Bradley, E. W., Oursler, M. J. Osteoclast culture and resorption assays. Methods in Molecular Biology. , 19-35 (2008).
  14. Yu, Y. R., et al. Flow cytometric analysis of myeloid cells in human blood, bronchoalveolar lavage, and lung tissues. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 54 (1), 13-24 (2016).
  15. Gibbings, S. L., Jakubzick, C. V. A consistent method to identify and isolate mononuclear phagocytes from human lung and lymph nodes. Methods in Molecular Biology. 1799, 381-395 (2018).
  16. Jacquin, C., Gran, D. E., Lee, S. K., Lorenzo, J. A., Aguila, H. L. Identification of multiple osteoclast precursor populations in murine bone marrow. Journal of Bone and Mineral Research. 21 (1), 67-77 (2006).
  17. Gibbings, S. L., et al. Three unique interstitial macrophages in the murine lung at steady state. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 57 (1), 66-76 (2017).
  18. Higashi, S. L., et al. Ultra-high-speed western blot using immunoreaction enhancing technology. Journal of Visualized Experiments. (163), e61657 (2020).
  19. Gallagher, S., Chakavarti, D. Immunoblot analysis. Journal of Visualized Experiments. 20 (16), 759 (2008).
  20. Yin, Z., et al. Glycyrrhizic acid suppresses osteoclast differentiation and postmenopausal osteoporosis by modulating the NF-κB, ERK, and JNK signaling pathways. European Journal of Pharmocology. 859, 172550 (2019).
  21. Liu, F., et al. LRRc17 controls BMSC senescence via mitophagy and inhibits the therapeutic effect of BMSCs on ovariectomy-induced bone loss. Redox Biology. , (2021).
  22. Jin, X., et al. Thioacetamide promotes osteoclast transformation of bone marrow macrophages by influencing PI3K/AKT pathways. Journal of Orthopedic Surgery and Research. 17 (1), 53-63 (2022).
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Cite This Article
Jin, X., Li, Y., Chen, X., Chen, J., Xu, J. Isolation of Monocyte-Macrophage Lineage Cells from Rat Bones by Secondary Adherence Method. J. Vis. Exp. (185), e64053, doi:10.3791/64053 (2022).

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