Waiting
로그인 처리 중...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

En rimelig metode for å måle in situ primærproduktiviteten til periphytonsamfunn i lentiske farvann

Published: December 16, 2022 doi: 10.3791/64078
Automatic Translation
1,3, 1, 1,2, 2, 1,3
1Biology Centre of the CAS, Institute of Hydrobiology, 2Faculty of Science, University of South Bohemia, 3Institute of Botany AS CR

Summary

Her presenteres en kostnadseffektiv og transportabel metode/anlegg for å måle den primære produktiviteten til mikrobielle matter under faktiske miljøtemperaturer og lysforhold. Det eksperimentelle oppsettet er basert på allment tilgjengelige materialer og kan brukes under ulike forhold, samtidig som det gir fordelene med laboratoriebaserte modeller.

Abstract

Måling av in situ primærproduktivitet av periphyton i vekstsesongen gradient kan belyse den kvantitative effekten av miljødrivere (hovedsakelig fosforkonsentrasjon og lysintensitet) og artssammensetning på primærproduktivitet. Primærproduktiviteten drives hovedsakelig av lysintensitet, temperatur, tilgjengelighet av næringsstoffer og fordeling av karbonatsystemets ioniske arter i de respektive dypene av den eufotiske sonen. Det er et komplekst system som er svært vanskelig å simulere i laboratoriet. Denne billige, transportable og lettbygde flytende lekteren gjør det mulig å måle primærproduktiviteten nøyaktig - direkte under de faktiske naturlige forholdene. Metodikken er basert på å måle primærproduktiviteten i sanntid ved hjelp av ikke-invasive oksygensensorer integrert i tett forseglede glasskrukker, noe som muliggjør online oksygenfluksovervåking og gir ny innsikt i metabolske aktiviteter. Detaljerte sesongmessige in situ-målinger av brutto primærproduktivitet av mikrobielle matter (eller andre bunnorganismer) kan forbedre dagens kunnskap om prosessene som styrer primærproduktivitetsdynamikken i lentiske farvann.

Introduction

Primærproduktivitet er den eneste oppføringen av autochthonous karbon i akvatiske systemer som danner hele systemet mat web1. Derfor er nøyaktig estimering av primærproduktivitet et viktig skritt mot å forstå funksjonen til akvatiske økosystemer. Littorale soner er områder med høy primærproduktivitet og biologisk mangfold. I tillegg til planteplankton antas perifyton (heretter kalt mikrobielle matter) og makroalger å bidra betydelig til primærproduktivitet i kystsoner2. På grunn av deres sessile livsstil og betydelige romlige heterogenitet, er kvantifisering av primærproduktivitet ikke triviell.

Primærproduktiviteten drives hovedsakelig av lysintensitet, temperatur, tilgjengelighet av næringsstoffer og fordeling av de ioniske artene i karbonatsystemet i de respektive dypene av eufotiske soner 3,4. Dybden påvirker markant den romlige fordelingen av mikrobielle matter. Mikrobielle samfunn må takle de negative effektene av høy bestråling og uttalt sesongmessige temperaturvariasjoner i grunne dyp og med lavere lysintensitet på større dybder. I tillegg til dybdegradienten genererer dynamiske trofiske interaksjoner flere og komplekse romlige mønstre på forskjellige skalaer5. Dette komplekse systemet er komplisert å simulere i laboratoriet. Den mest nøyaktige måten å utlede den metabolske aktiviteten til individuelle primærprodusenter fra littorale soner er å sette opp in situ-eksperimenter.

Metodikken som introduseres i denne artikkelen er basert på den tradisjonelle kammermetoden 2,6,7, sammen med en transportabel lavpris flytende lekter som er enkel å bygge. Dette gjør det mulig å måle primærproduktivitet på forskjellige dybder under det naturlige lysspekteret, temperaturen og forskjellig fordeling av de ioniske artene i karbonatsystemet med dybden. Metoden er basert på prinsippet om lys versus mørk flaske oksygen, som først ble brukt til å måle fytoplankton fotosyntese 6 og fortsatt er vanlig brukt 6,7. Den sammenligner hastigheten på endring i oksygen i flasker som holdes i lyset (som inkluderer effekten av primærproduktivitet og respirasjon) med de som holdes i mørket (kun respirasjon)8. Metoden bruker oksygenutvikling (fotosyntese) som en proxy for primærproduktivitet. De målte variablene er netto økosystemproduktivitet (NEP, som endring i O2-konsentrasjon over tid under lysforhold) og respirasjon av økosystemer (RE, som endring iO2-konsentrasjon over tid i mørket). Brutto økosystemproduktivitet (GEP) er beregningen av forskjellen mellom de to (tabell 1). Begrepet "økosystem" brukes her for å betegne at periphyton består av autotrofe og heterotrofe organismer. Den viktigste forbedringen av denne tradisjonelle kammermetoden er bruk av ikke-invasive oksygenoptiske sensorer og optimalisering av denne primært planktoniske metoden for måling av perifytisk primærproduktivitet.

Teknikken er beskrevet i eksemplet med å måle mikrobielle matter i kystsonen i nyoppståtte innsjøer etter gruvedrift i Tsjekkia-Milada, Most og Medar. Den metabolske aktiviteten til mikrobielle matter bestemmes ved hjelp av direkte in situ-måling av O 2-flukser utført direkte på bestemte dybder, hvor de studerte samfunnene naturlig forekommer. Heterotrofisk og fototrofisk aktivitet måles i lukkede glassflasker utstyrt med ikke-invasive optiske oksygensensorer. Disse sensorene oppdager partialtrykket av oksygen ved hjelp av fluorescens av lysfølsomme fargestoffer. Flaskene med mikrobielle matter suspenderes og inkuberes på en flytende enhet på passende dybder. Oksygenkonsentrasjonen inne i flaskene ble kontinuerlig målt i dagslysperioden fra småbåten.

Prøver av intakte mikrobielle matter samles inn og plasseres i gasstette inkubasjonsflasker på angitte dyp av dykkere. Hver flaske er utstyrt med en ikke-invasiv optisk oksygenmikrosensor, som overvåker O2 produktivitet / forbruk over tid. Alle målinger gjøres i fem replikerende mørke / lyse par i hver dybde. Temperaturen og fotosyntetisk aktiv stråling (PHAR) intensiteter måles på respektive dyp gjennom inkubasjonen. Etter 6 timers in situ inkubasjon (dagslys), høstes de mikrobielle mattene fra flaskene og tørkes. O2 flukser normaliseres til mikrobiell biomasse. Som en kontroll korrigeres flukser for endringer i O2-konsentrasjonen i separate lyse og mørke gasstette flasker (blanke kontroller) som inneholder innsjøvann uten mikrobiell mattebiomasse. Nedenfor er detaljerte instruksjoner for å bygge den flytende lekteren og utføre hele eksperimentet trinn for trinn. Denne artikkelen presenterer også representative resultater fra målinger av mikrobielle matter på to dyp (1 m og 2 m), med fem replikasjoner på hver dybde. Faktisk temperatur og lysintensitet ble målt under hele eksperimentet ved hjelp av dataloggere.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

MERK: Før prøvetaking, bestem graden av replikasjoner basert på det totale prosjektbehovet, statistisk design eller forventet mengde utvalgsvariabilitet. Fem replikerende par lyse og mørke inkubasjonsflasker foreslås for presis statistisk analyse og for å ta hensyn til potensielt prøvetap eller brudd. Den beskrevne flytende eksperimentelle lekteren er designet for å bære fem replikasjoner pluss ett par tomme kontroller; se figur 1 for teknisk tegning av forsøkslekteren.

Figure 1
Figur 1: Tekniske tegninger av den eksperimentelle lekteren og sideflåten. (A) Toppvisning: Rammen på flåten består av fire L-profilstykker i aluminium (blå) som er sammenføyd med fire flate aluminiumsstenger (grå). XPS-flottører (rosa) er montert på rammen på to punkter, hver på de parallelle aluminiumsstykkene. Kjeder for inkubasjonsflasker er festet til rammen på begge sider ved hjelp av snap kroker i forborede hull (røde piler) med 550 mm separasjon mellom dem. Kjettinger ble utstyrt med snap-kroker på 1 m og 2 m avstand for inkubasjonsflaskefeste (velg snap-krokens posisjon i henhold til eksperimentell dybde). Betongankeret er festet til lekterens baug, hvor et overheng på 25 mm gjør det mulig for to forborede hull (gule pilspisser) å fungere som festepunkt for ankerets kjetting og forskningsfartøy. Rammen monteres eller demonteres enkelt via de parallelle leddene mellom de fire aluminiumsvinkelstykkene (grønne pilspisser). (B) Sidevisningen viser de suspenderte kjedene med hengende inkubasjonsflasker og betonganker (brun firkant). (C) XPS-flottøren på siden: Parallellaluminiumsvinkel L-stykker (blå) er forbundet med vertikale flate aluminiumsstenger (grå). Under tverrstangsnittet er XPS-flottøren (rosa) montert med de nødvendige hullstørrelsene angitt (4 mm). De suspenderte kjedene er festet med snapkroker i 8 mm hull (rød pilspiss). Ved lekterens baug bores to 8 mm hull i den overhengende aluminiumen, ett for å feste ankeret til lekteren (gul pilspiss) og et annet for fortøyning av forskningsfartøyet til lekteren (blå). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

1. Bygging av den eksperimentelle lekteren

MERK: Den flytende flåten består av to like seksjoner montert sammen, noe som gjør det enkelt å montere/demontere. Alle brukte deler kan kjøpes på ethvert hobbymarked eller butikk som selger byggematerialer.

  1. Monter først rammen på lekteren ved å slå sammen fire aluminiumsvinkel L-profilstykker (40 mm x 40 mm x 3 mm; lengde på 2000 mm) sammen ved hjelp av fire flate aluminiumsstenger (40 mm x 3 mm x 350 mm), 16 skruer (4 mm x 15 mm med sekskantede muttere) og 32 skiver (4 mm x 10 mm).
    MERK: Avstanden og plasseringen til de flate stolpene vises i den tekniske tegningen i figur 1A. Det detaljerte festet av flottørene til sideflatstengene er vist i figur 1B.
  2. For å koble sammen de to like delene av rammen, bruk fire 4 mm x 15 mm skruer med vingemuttere og åtte 4 mm x 10 mm skiver for å skru aluminiumsvinkel L-profilene sammen i endene (figur 1A, grønne piler).
  3. Bruk fem stykker ekstrudert polystyren (XPS) materiale (500 mm x 200 mm x 150 mm), ti 10 mm x 170 mm skruer med sekskantede muttere og tjue 10 mm x 50 mm skiver for å forberede fem ekstruderte polystyren flyter (500 mm x 200 mm x 150 mm hver). Fest flottørene til rammen på fem punkter vist i den tekniske tegningen (figur 1A).
  4. Bor hull i rammen (se røde piler i figur 1A som markerer posisjonene og avstandene til hullene for kjedene). Fest de 12 m stålkjedene (tråddiameter på 3 mm, innvendig kobling på 5,5 mm x 26 mm) for inkubasjonsflaskene til hullene i rammen ved hjelp av karabinkroker i stål (50 mm x 5 mm). Gi hvert kjede par snapkroker (50 mm x 5 mm) for å installere inkubasjonsflaskene til ønsket dybde i henhold til eksperimentell design. I dette tilfellet satt de på 1 m og 2 m dybder.
  5. For ankeret, fyll 15 L bøtte med betong. Sett en øyebolt inn i betongen og la den tørke uforstyrret. Fest 5 m stålkjedet til kroken. Fest ankeret til det forborede hullet på lekterens bue (markert med gule piler i figur 1A,B).
    MERK: Tekniske tegninger med monteringsbeskrivelsen er vist i figur 1A-C. Figur 2 viser bildet av den monterte eksperimentelle lekteren. Figur 3 viser vedlegg av inkubasjonsflasker til kjeden.

Figure 2
Figur 2: Montert eksperimentell lekter. Fotografi av den monterte eksperimentelle lekteren. Røde pilspisser viser hullene for festing av kjeder med inkubasjonsflasker. De grønne pilspissene peker mot der de to halvdelene av flottøren er sammenføyd. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Inkubasjonsflasker. Foto av to par mørke og lyse inkubasjonsflasker som henger på en dybde på 1 m. Ett par flasker inneholder prøven av intakte mikrobielle matter som fortsatt vokser på steinen (rød pilspiss). Den andre er den tomme flasken med innsjøvannet fra den respektive dybden. En gul pilspiss peker på oksygensensorflekken som er festet til inkubasjonsflaskens indre vegg. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

2. Installasjon i feltet

  1. Bruk av oppblåsbar kajakk er foreslått for lekterplassering og gjennomføring av eksperimenter, da det er lett å transportere.
  2. Velg et sted med en ideell dybde for å forankre flottøren. Velg dybden slik at de nedre inkubasjonsflaskene er minst 2 m over bunnen for å unngå å forstyrre sedimentet i vannsøylen rundt inkubasjonsflaskene.
  3. Fest den monterte lekteren bak akterenden av båten. Senk ankeret forsiktig langs siden av båten og juster det slik at det henger litt under vannoverflaten slik at flottøren lett kan slepes sammen med ankeret til stedet med ønsket dybde.
  4. Løsne ankeret fra båten, senk det til bunnen, og fest lekteren til ankerkjettingen.
  5. Fest kjedene for å feste inkubasjonsflaskene til lekteren.

3. Forberedelse av inkubasjonsflaske

  1. Bruk de gjennomsiktige bredhalsede 0,5 L-flaskene med gasstette tetninger.
    MERK: Det er mulig å justere størrelsen på flaskene, men husk å øke floatation av lekteren med mer polystyren ark også. Lekteren som er beskrevet her, kan pålitelig bære 24 0,5 L glassflasker.
  2. Fest de oksygenoptiske sensorflekkene til den indre veggen på hver flaske.
  3. Legg et ugjennomsiktig lag til de mørke behandlingsflaskene ved å pakke dem inn med svart elektrisk tape.
  4. Klipp et lite hull på stedet med den optiske sensoren. For å forhindre at lys kommer inn i flasken, gjør hullet litt mindre enn sensorens diameter.
    MERK: Ethvert ugjennomsiktig lag som forhindrer lys i å komme inn i flasken, vil også fungere. Fordelen med svart elektrisk tape er at den motstår slitasje og ikke skreller av i vann.

4. Prøveinnsamling og håndtering

MERK: Dykkere utfører manuell innsamling av prøver på dypere vann. På grunt vann kan det gjøres ved snorkling eller vading.

  1. Plasser inkubasjonsflaskene i den bærbare boksen.
  2. Dykk med boksen til den respektive dybden. Unngå å forstyrre sedimentet i det omkringliggende vannet.
  3. Fyll inkubasjonsflaskene med prøvene forsiktig. Prøv å forstyrre biomassen av prøven så lite som mulig, for eksempel ved å bruke lang pinsett. Hvis de mikrobielle mattene vokser på en solid overflate, for eksempel en liten stein, overfør forsiktig hele steinen med intakt biomasse inn i flasken.
    MERK: Unngå å samle store steiner når prøvetakingsmatter vokser på steiner - glassflaskene kan bli ødelagt under ytterligere manipulasjon.
  4. Fyll ett par lyse/mørke flasker med rent vann fra de respektive dypene for å fungere som tomme kontroller.
    MERK: Flaskene uten periphyton-prøven fungerer som en kontroll som bestemmer oksygenproduksjonen / forbruket av omgivende vannorganismer. Det sikrer at den beregnede netto eller brutto primære produktiviteten til periphyton er objektiv.
  5. Sørg for at vannet i alle inkubasjonsflasker er rent og ikke inneholder forstyrrende sedimenter.
  6. Lukk flaskene og ta dem med til båten som ligger ankret opp til den flytende lekteren.

5. Måling av primærproduktiviteten

MERK: Personen som sitter i båten tar boksen fra dykkeren og utfører følgende trinn.

  1. Fest de to første par inkubasjonsflasker til snap-krokene på den første kjeden.
  2. Mål den opprinnelige oksygenkonsentrasjonen i hver flaske ved hjelp av den fiberoptiske oksygenmåleren. Fest den optiske kabelen til måleren til oksygensensoren som er montert inne i flasken, og les umiddelbart (i løpet av få sekunder) ut O2-konsentrasjonen kontaktløs (gjennom flaskeveggen). Registrer den målte verdien.
    MERK: Håndteringstiden er kort; Fra å ta flaskene fra dykkerne til den første innstillingen til den respektive dybden, tar det bare noen få minutter.
  3. Umiddelbart etterpå, senk kjedet forsiktig med de vedlagte flaskene tilbake i vannet. Sørg for at inkubasjonsflaskene er plassert på samme dybde som biomassen som ble plassert i dem ble samplet.
  4. Gjør en ny måling fra skipet etter 1 time (se MERKNAD nedenfor). Trekk forsiktig hver kjede med flaskene inn i båten, les av oksygenverdien ved å feste den optiske kabelen til sensoren, og senk prøvene ned i vannet igjen.
    MERK: Juster tiden mellom individuelle målinger under inkubasjonen i henhold til intensiteten av O2 produktivitet / forbruk av prøver for å unngå overmetning av flasker.
  5. Gjenta denne prosedyren minst fire eller fem ganger med alle par flasker.
    MERK: Hele oppsettet av eksperimentet i feltet er vist i figur 4.

Figure 4
Figur 4: Skjema for det eksperimentelle oppsettet i felten. Illustrasjon av den forankrede eksperimentelle lekteren på innsjøoverflaten. Inkubasjonsflaskene (0,5 L) med mikrobiell mattebiomasse henges på to forskjellige dybder (1 m og 2 m). Dykkerne samlet prøver av mikrobielle matter direkte inn i inkubasjonsflaskene på passende dybder. Oksygenkonsentrasjonen i de enkelte flaskene måles fra skipet. Flaskene trekkes ut av vannet. Oksygenkonsentrasjonsverdien måles på noen få sekunder ved å feste en optisk kabel til oksygensensoren. Flaskene senkes deretter forsiktig tilbake i vannet. Hele prosedyren for å måle to par inkubasjonsflasker fra to dybder tar ~ 2 min. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

6. Eksempler på analyser

  1. Etter slutten av målingene, ta prøvene direkte fra flaskene, og overfør biomassen til den mikrobielle matten til de små plastflaskene. Hvis mattene vokser på faste underlag (f.eks. Steiner), skrubb dem med en tannbørste eller en liten kniv.
  2. I laboratoriet replikeres hvert filter gjennom forhåndsveide glassfiberfiltre for å bestemme tørrvekten9.

7. Dataanalyser

  1. I inkubasjonsperioden måler du oksygenkonsentrasjonen i lyse og mørke flasker og sammenligner den med oksygenkonsentrasjonen i vannsøylen når flaskene fylles.
    MERK: Endringen i oksygen i lysflasken over tid er det kombinerte resultatet av brutto økosystemproduktivitet (GEP) og respirasjon av alle organismer i flasken (autotrofer og heterotrofer fra omgivelsesvannet og det perifytiske samfunnet). Reduksjonen i oksygen i den mørke flasken måler respiratoriske tap av både autotrofer og heterotrofer. Endringen i oksygenkonsentrasjon i kontrollen (dvs. flasker uten periphyton) er bare produktet av heterotrofe eller autotrofe organismer i det omgivende vannet. Periphytons produktivitet og respirasjon ble estimert ved å trekke fra omgivelsesvannets produktivitet og respirasjon målt i blanke inkubasjonsflasker.
  2. Legg merke til O2-konsentrasjonen i prosent oksygenmetning (dvs. kalibrer oksygensensorene til 0% og 100% oksygenmetning). Før du estimerer den primære produktiviteten, konverter rådataene (Equation 1) til en rimelig enhet.
    MERK: I denne studien konverteres dataene til mmol av O2 per gram organisk materiale (OM) av periphytonmassen ved tørrvektsbasis, ifølge Benson og Krause10.
    1. Beregn konverteringen ved hjelp av ligning (1):
      Equation 2 (1)
      Hvor Cp er O 2 konsentrasjon i vann (mg (O 2) L-1) når den er fullstendig mettet med O 2, VFlaske er volumet av flasken i ml, VStones er volumet okkupert av steinen i ml, er vekten av periphytonmassen i g, og 32 er molvekten av O 2.
    2. Beregn Cp ved hjelp av ligning (2):
      Equation 3 (2)
      Hvor Cs er standard O2-konsentrasjon, P er atmosfæretrykket ved innsjøoverflaten, Pw er partialtrykket til vanndampen ved innsjøoverflaten, og ω er vanntetthet.
    3. Beregn C s, ω, P og Pw fra tidligere definerte empiriske ligninger (3-6) når innsjøhøyde (h i km) og vanntemperatur ved innsjøoverflaten (t i ° C) er kjent:
      Equation 4 (3)
      Equation 5 (4)
      Equation 6 (5)
      Equation 7 (6)
      MERK: Fra ligninger (1-6) er det tydelig at den beregnede O2-konsentrasjonen er mest nøyaktig for grunne dybder. Etter hvert som dybden øker, blir den beregnede konsentrasjonen mer partisk når det gjelder absolutt konsentrasjon. Det er optimalt når endringshastigheten for oksygenkonsentrasjon langs dybden er kjent for hver innsjø, slik at den absolutte O2-konsentrasjonen kan korrigeres om nødvendig. Når O 2-konsentrasjonen er beregnet, kan endringen over tid brukes til å beregne to forskjellige flukser av O2 ved to forskjellige forhold. Under lysforhold er netto økosystemproduktivitet (NEP) direkte proporsjonal med endringen i O2-konsentrasjon over tid (se nedenfor). Begrepet "økosystem" brukes her for å betegne at periphyton består av autotrofe og heterotrofe organismer. I mørket er endringen i O2-konsentrasjon over tid proporsjonal med summen av respiratoriske tap av autotrofe og heterotrofe organismer, og definerer dermed økosystemrespirasjon (RE). Forskjellen mellom NEP og RE definerer brutto økosystemproduktivitet (GEP). Hvis åndedrettstapene i den heterotrofe delen av samfunnet er ubetydelige, blir GEP lik brutto økosystemproduktivitet.
  3. Bestem endringshastigheten for O2-konsentrasjon over tid ved tredjegrads polynomregresjon, som vist i ligning (7).
    Equation 8(7)
    Hvor A 0 er O 2 konsentrasjon ved tid null og A 1-A2 er koeffisienter av polynomregresjon.
    MERK: Polynomfunksjonen brukes fordi den kan tjene som en tilnærming av en hvilken som helst differensialligning. Det er således ikke nødvendig å vite det nøyaktige funksjonelle forholdet mellomO2 konsentrasjon og tid. Derfor trenger enhver antagelse knyttet til det funksjonelle forholdet (f.eks. Linearitet) ikke å kontrolleres. Per definisjon definerer den andre termen av polynomregresjon, A 1 endringshastigheten til O 2-konsentrasjonen ved tid null (dvs. øyeblikkelig hastighet), som er uavhengig av A0 og dermed den absolutte O2-konsentrasjonen ved tid null. Av den grunn påvirkes ikke estimatet av O2-fluks av skjevheten i absolutte O2-konsentrasjonsberegninger forårsaket av trykkendring over dybdegradienten. En 1 har enheter O2 (mmol g (OM) -1) per gang (1 time i denne studien).
    1. Beregn A1, beregnet separat for flasker med og uten eksponering for lys og inneholder mikrobiell mattbiomasse (dvs. V steiner > 0) og for kontrollflasker med og uten eksponering for lys og inneholder fritt vann (dvs. Vsteiner = 0).
      MERK: Tilordne disse forskjellige regresjonskoeffisientene notasjoner Equation 9, , , og , Equation 10Equation 12Equation 11henholdsvis ligningen (8) for produktivitet GEP beregning kan skrives som:
      Equation 13 (8.1)
      Equation 14 (8.2)
      Equation 15 (8.3)
      Begrepet Equation 16 definerer netto økosystemproduktivitet (figur 5A; dvs. netto oksygenproduktivitet ), og begrepet Equation 17 representerer summen av autotrofisk og heterotrofisk respirasjon (figur 5B; RE, dvs. forutsatt at begge respirasjonene er like under mørke og lyse forhold).
    2. Trekk R fra NEP for å oppnå GEP (figur 5C).
      MERK: Ligning (8) forutsetter implisitt at Equation 9 og er både positive, og Equation 11 Equation 10 er Equation 12 begge negative. Hvis Equation 17 det er positivt, sjekk rådataene nøye for uteliggere . kan være teoretisk negativt fordi åndedrettstapene forårsaket av heterotrofisk aktivitet kan være høyere enn fotosyntetisk aktivitet. Equation 16

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figure 5
Figur 5: Netto og brutto økosystemproduktivitet av mikrobielle matter i dagslys. (A) Lett flaske-netto økosystemproduktivitet: tidsforløpsdata for netto oksygenproduktivitet av mikrobielle matter fra lysflaskene. Oksygenkonsentrasjonsendringen i inkubasjonsflasker ble målt etter 1 time i dagslys. Grå sirkler: flasker med prøver av mikrobielle matter. Hvite sirkler: blanke flasker kun med innsjøvann. (B) Mørk flaske-respirasjon: summen av autotrofisk og heterotrofisk respirasjon fra de mørke flaskene. Endringen i oksygenkonsentrasjon i inkubasjonsflasker ble målt etter 1 time i dagslysperioden. Grå sirkler: flasker med prøver av mikrobielle matter. Hvite sirkler: blanke flasker kun med innsjøvann. (C) Sammenligning av netto økosystemproduktivitet, respirasjon og brutto økosystemproduktivitet: fratrekk av respirasjonsfrekvenser fra netto økosystemproduktivitetsrater resulterer i brutto økosystemproduktivitet av biomassen til mikrobielle matter. Forkortelser: NEP = netto økosystemproduktivitet; RE = respirasjon; GEP = brutto økosystemproduktivitet. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Et skjema for det eksperimentelle flytende lekter- og inkubasjonsflaskeoppsettet er vist i figur 1, figur 2 og figur 3. Figur 4 viser hvordan eksperimentet kan settes opp i felt. Figur 5 viser det representative datasettet som brukes til å beregne den endelige netto- og brutto økosystemproduktiviteten. I figur 5A vises endringen iO2-konsentrasjon (dvs. omregnet til mmol (O2) g (OM) -1) over tid for flasker med (betegnet som "prøve") eller uten (betegnet som "kontroll") de mikrobielle mattene som ble utsatt for lys. Økningen iO2-konsentrasjon er tydelig i kontrollen så vel som i prøven. Likevel er økningen betydelig høyere i flasker med mikrobielle matter. Det viser at signalet om den mikrobielle matteaktiviteten kan påvises mot bakgrunnen.

Det samme gjelder data fra flasker som oppbevares i mørket, som er vist i figur 5B. I dette tilfellet er imidlertid hellingen av O2-konsentrasjonsendring over tid i kontrollen ikke signifikant forskjellig fra null. Figur 5C viser produktene av data vist i figur 5A, B, henholdsvis netto økosystemproduktivitet (NEP) og respirasjon (RE). Per definisjon må den første være positiv og sistnevnte negativ. Dataene samsvarer godt med definisjonen. Summen av NPP og RE er da brutto økosystemproduktivitet (GEP). Legg merke til at feilen i GEP øker fordi det er kvadratroten av de kvadrerte summene av feil beregnet for NEP og RE. Hver målehendelse produserer en serie O2-konsentrasjoner over dagslys for hver av de overvåkede inkubasjonsflaskene, som er grunnlaget for å estimere netto og brutto økosystemproduktivitet. Figur 5A viser tidsforløpsdata for netto oksygenproduktivitet (fotosyntese og respirasjon) av mikrobielle matter fra lysflaskene. Figur 5B viser tidsforløpsdata for respirasjon av mikrobielle matter fra mørke flasker. Å trekke respirasjonsrater fra netto økosystemproduktivitet gir frekvensen av brutto økosystemproduktivitet (figur 5C). Figur 6 viser resultatene oppnådd ved den praktiske anvendelsen av metoden i feltet. Brutto økosystemproduktivitet i det perifytiske samfunnet ble målt i tre innsjøer etter gruvedrift i Tsjekkia i vegetasjonssesongen.

Figure 6
Figur 6. Brutto økosystemproduktivitet av periphyton i tre innsjøer etter gruvedrift. Eksempel på sesongvariasjon av brutto økosystemproduktivitet (GEP) av periphyton biomasse i tre innsjøer etter gruvedrift i Tsjekkia (Milada, Most, Medard). Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Taksere
Eksperimentell enhet O2 flux proxy μmol O2 g OM-1 h-1 SE
Lett flaske Netto økosystemproduktivitet (NEP) 38.6 1.98
Mørk flaske Åndedrett i økosystemet (RE) -18.1 2.3
Brutto økosystemproduktivitet (GEP) 53.8 13.6

Tabell 1: En sammendragstabell med resultater. Resultatene av den lineære regresjonen beregnet som gjennomsnitt og standardfeil. Gjennomsnittlige estimeringsverdier fra fem replikasjoner av mørke og lyse inkubasjonsflasker. SE = standardfeil.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Metodikken beskrevet i denne artikkelen er basert på prinsippet om lys og mørk flaske oksygenteknikk i kombinasjon med den ikke-invasive teknikken for å måle O2-konsentrasjon ved hjelp av optiske oksygensensorer. Dette systemet tillater parallell måling av forskjellige inkubasjonsinnstillinger, da den optiske fiberen for måling av O2 kan flyttes raskt fra flaske til flaske. Bunnsamfunnene fra forskjellige dybder kan variere i taksonomisk sammensetning og produktivitet; Samtidig måling av dem på en parallell måte kan spare tid og gjøre resultatene mer presise, noe som muliggjør beregning av heldybdeprofiler der periphyton vokser. Ikke-invasive oksygensensorer integrert i risteflasker muliggjør oksygenfluksovervåking i sanntid.

Det utformede eksperimentelle oppsettet tillater måling av den primære produktiviteten til mikrobielle samfunn på respektive dybder der samfunnene naturlig forekommer, noe som er vanskelig å simulere i laboratoriet (passende trykk, spore endringene i det daglige løpet av temperatur og lysintensitet in situ, forskjellig næringstilgjengelighet). De store forbedringene i den foreslåtte metoden er ikke-invasivitet, kostnadseffektivitet og muligheten for flere samtidige målinger på et enkelt koordinatsted nær stedet for prøveinnsamling. Metoden er miljøvennlig da alle materialer kan brukes flere ganger. Det muliggjør også innsamling av store datasett uten ekstra utgifter. Innføringen av svært følsomme O 2-sonder (dvs. deteksjonsgrense 15 ppb, oppløsning 0,1% av 0,04 mg O2 L-1) skifter også bruken av metoden til mindre produktive vannmiljøer.

Likevel har den foreslåtte metoden også begrensninger som er knyttet til arten av den eksperimentelle ordningen. Den første begrensningen er muligheten for O2 overmetning av de lukkede flaskene. Dette skjer spesielt i solfylte dager hvis den svært produktive biomassen inkuberes. Det kan resultere i en underestimering av fotosyntese forårsaket av ufullstendig oppløsning av O2 i vannet7. Høye konsentrasjoner av O2 kan også deaktivere PSII11. For å unngå overmetning anbefales foreløpige eksperimenter fokusert på optimalisering av biomassemengder på det sterkeste. For det andre kan utvekslingen av produserte gasser begrenses av det tykke diffusive grenselaget til den perifytiske matten. Sammen med de stillestående forholdene i inkubasjonsflasker, kan det føre til undervurdering av produktiviteten. Innenfor rammen av den beskrevne metodikken manipuleres imidlertid inkubasjonsflaskene hver time når de trekkes ut av vannet i løpet av måletiden og senkes da. Under inkubasjon kan det autotrofe samfunnet også bli begrenset av oppløst uorganisk karbon (DIC), noe som forårsaker en retardasjon i produksjonen. Derfor er økningen i O2 ikke lineær over hele inkubasjonstiden. Vanligvis løses problemet ved å velge bare det lineære området av O2 til tidsforholdet for hastighetsberegning. Her brukte vi en tredjegrads polynomregresjon, som fungerer som en tilnærming av enhver differensierbar funksjon som definerer endringshastigheten til O2 over tid. Det gjør det mulig å beregne endringshastigheten på tidspunktet null; derfor er samfunnet ennå ikke begrenset av DIC på tidspunkt null.

Studier har vist at minimal omrøring for homogenisering av gasser mellom perifytiske matter og overliggende vann er nødvendig12. I lentiske miljøer er hydrodynamikken til littorale soner ikke sterk uansett, så blanding av vannet i inkubasjonsflasken under de enkelte målingene kan være et tilstrekkelig kompromiss for naturlige homogeniseringsprosesser. Et annet problematisk skritt er å trekke ut den perifytiske prøven fra den fysiske konteksten til bunnen, noe som kan føre til endring av lyseksponering og gassinntrengning til matten. Mengden belysning av periphyton kan moduleres litt, spesielt ved kantene på de oppsamlede mattene. Imidlertid står fotosyntetiske organismer overfor lysintensitetssvingninger naturlig, så de er tilpasset for å opprettholde slike endringer13,14. For å unngå større grad av forstyrrelse, anbefales det å forsiktig prøve et kompakt stykke perifytisk matte for inkubasjon. Prøver kan bli utsatt for mer intens stråling når de trekkes ut av vannet under målinger. Likevel er inkubasjonstiden til flaskene i de respektive dypene mye større enn tiden som kreves for å utføre O2-konsentrasjonsavlesning. Inkubasjonstiden er 4 timer, og en lesing tar omtrent 30 s.

Den presenterte metoden ble oppfunnet for de lentiske vannøkosystemene. Den kan også brukes i rennende vann, men noen mindre tekniske problemer må løses. I rennende vann kan inkubasjonsflaskene lettere brytes, og forankring av hele systemet vil være utfordrende i strømmen. Likevel, selv i stillestående vann, må inkubasjonsflasker håndteres forsiktig slik at de ikke bryter hverandre under manipulasjonen. Spesiell oppmerksomhet må betales hvis inkubasjonsflaskene inkluderer mikrobielle matter som vokser på steiner. Det er viktig å ikke prøve store steiner for å unngå å knuse glassflaskene.

Som nevnt i protokoll avsnitt 7, gir den beskrevne metoden estimater av netto økosystemproduktivitet, økosystemrespirasjonsrate og deres produkt-brutto økosystemproduktivitet. I denne metoden kan respirasjonsfrekvenser av heterotrofe og autotrofe deler av det mikrobielle samfunnet ikke skilles. Derfor er brutto økosystemproduktivitet lavere enn brutto primærproduktivitet med en hastighet som tilsvarer heterotrofisk respirasjon. Derfor er denne metoden ikke direkte sammenlignbar med den ofte brukte metoden for primærproduktivitetsestimering med 14C isotopmerking 15,16,17. Denne metoden er basert på å introdusere en kjent mengde merket 14C-CO2 i inkubasjonsflasker fylt med vann med kjent oppløst uorganisk C-konsentrasjon18. Radioaktivitetstapet over tid er direkte proporsjonalt med brutto primærproduktivitet. Den foreslåtte metoden kompletterer faktisk radiomerkingsmetoden fordi kombinasjonen av begge metodene teoretisk gjør det mulig å skille alle karbonflukser, inkludert heterotrofisk og autotrofisk respirasjon. Radiomerkingsmetoden har imidlertid også flere begrensninger. For eksempel er det avhengig av antagelsen om rask og homogen inkorporering av det merkede elementet i perifytisk matte19, noe som vanligvis ikke er mulig uten mekanisk forstyrrelse av periphytonmatrisen. For å få nøyaktige daglige estimater må prøver samles inn, inkuberes og prøves flere ganger i løpet av dagen, og metoden bør kjøres under laboratorieforhold for å unngå radioaktiv forurensning7. Kontinuerlig og ikke-invasiv måling er ikke mulig.

Andre vanlige metoder for å estimere primærproduktivitet i akvatiske økosystemer har samme eksperimentelle design, men inkluderer forskjellige typer oksygenprober, som er mindre praktiske, spesielt for å estimere den primære produktiviteten til periphyton20. Bruk av noen typer oksygenprober kan bidra til å oppdage den faktiske oksygenkonsentrasjonen i den perifytiske matten, men kan ikke estimere endringshastigheten over tid med mindre den er forseglet i et lukket system. Tetting av oksygensonden er mer utsatt for lekkasje enn ikke-invasive optiske sensorer. På grunn av deres behov for kablede tilkoblinger, tillater andre flaskebaserte metabolismemetoder ikke måling av oksygenkonsentrasjoner på større dybder. Dette gjør den foreslåtte metoden, som ikke krever en kablet tilkobling, mer i stand til å gi nøyaktige estimater av dypvanns bentisk metabolisme. Siden hver optisk sensor er en uavhengig enhet, er det mulig å måle endringen i oksygenkonsentrasjon samtidig over tid på flere dybder på ett enkelt koordinatsted. Som et resultat kan metoden gi et robust datasett som til og med tillater oppskalering til hele vannkroppen om nødvendig. Fjernmålingsteknikken er for eksempel ikke tilsvarende anvendelig fordi denne metoden ikke kan brukes på varierende dybder under overflaten.

Detaljerte sesongmessige in situ-målinger av bruttoproduktiviteten til periphyton (eller andre bunnorganismer) kan forbedre dagens kunnskap om prosessene som styrer primærproduktivitetsdynamikken i lentiske farvann. Estimering av den totale primære produktiviteten i hver innsjøs kystsone kan gi en bedre ide om dens relative betydning for hele innsjøens karbonmetabolisme. Denne metoden er imidlertid uegnet til å måle planktons primære produktivitet i oligotrofe farvann. Sammenlignet med bunnsamfunn er planktonbiomassen i åpent vann for lav. Dermed vil endringene i O2-konsentrasjonen være for sakte til å bli oppdaget samtidig under forsøket med bentisk biomasse. I dette tilfellet kan planktons metabolske aktivitet måles ved hjelp av 14C-bikarbonatmetoden som beskrevet av Šimek et al.21 i samme prøvetakingstid. I eutrofiske farvann er det mulig å bruke denne metoden til å måle den primære produktiviteten til plankton også. Hver teknikk for måling av primærproduktivitet nevnt ovenfor har fordeler og ulemper, som har blitt diskutert. Den beste teknikken bør velges i henhold til de vitenskapelige spørsmålene som undersøkes. Videre bør metoden etterligne de økologiske parametrene til studerte økosystemer så mye som mulig.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne bekrefter at de ikke har noen interessekonflikter å avsløre.

Acknowledgments

Denne studien ble støttet av den tsjekkiske Science Foundation (GACR 19-05791S), RVO 67985939, og av CAS innenfor programmet til Strategi AV 21, Land save and recovery. Mange takk til Ondřej Sihelský for å ta bildene i feltet - uten ham ville filmingen vært fullstendig helvete. Prosjektet ville ikke vært mulig uten tett samarbeid med selskaper, Palivový Kombinát Ústí s.p. og Sokolovská Uhelná, som ga tilgang til de studerte lokalitetene.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Aluminum angle L profile 40 x 40 mm x 3 mm, length 2,000 mm
Aluminum flat bar 40 x 3 x 350 mm
Bucket 15 L with concrete infill 
Carabine hook with screw lock 50 x 5 mm
electric tape black
Extruded polystyrene (XPS) material 500 x 200 x 150 mm
Fibox 3 LCD trace PreSens Precision Sensing GmbH stand-alone fiber optic oxygen meter
Hondex PS-7 Portable Depth Sounder Hondex  - Honda Electronics to measures distances through water - to bottom depth measurement; https://www.honda-el.net/industry/ps-7e
KORKEN - glass tight-seal jar 0.5 L IKEA incubation bottles; https://www.ikea.com/cz/en/p/korken-jar-with-lid-clear-glass-70213545/
metal hook 
Oxygen Sensor Spot SP-PSt3-NAU-D5 PreSens Precision Sensing GmbH non-invasive optical oxygen sensor for measurements under Real Conditions
SCOUT infantable canoe GUMOTEX https://www.gumotexboats.com/en/scout-standard#0000-044667-021-13/11C
Screw 10 x 170 mm with hexagonal nuts
Screw 4 x 15 mm with hexagonal nuts
Screw 4 x 15 mm with wing nuts
Snap hooks 50 x 5 mm
Steel Carabine hook 50 x 5 mm
Steel chain with wire diameter 3 mm, inside link 5.5 x 26 mm
Steel chain, 5 m
toothbrush
tweezer
Washer 10 x 50 mm
Washer 4 x 10 mm
Washer 4 x 10 mm

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Blachart, J. L., et al. Potential consequences of climate change for primary production and fish production in large marine ecosystems. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 367 (1605), 2979-2989 (2012).
  2. Howarth, R. W., Michaels, A. F. The Measurement of primary production in aquatic ecosystems. Methods in Ecosystem Science. Sala, O. E., Jackson, R. B., Mooney, H. A., Howarth, R. W. , Springer. New York, NY. 72-85 (2000).
  3. Vadenbecouer, Y. E. G., Peterson, M. J., Vander, Z., Kalff, J. Benthic algal production across lake size gradients: Interactions among morphometry, nutrients, and light. Ecology. 89 (9), 2542-2552 (2008).
  4. Reimer, A., Landmann, G., Kempe, S. Lake Van, eastern Anatolia, hydrochemistry and history. Aquatic Geochemistry. 15 (1), 195-222 (2009).
  5. Cantonati, M., Lowe, R. L. Lake benthic algae: toward an understanding of their ecology. Freshwater Sciences. 33 (2), 475-486 (2014).
  6. Gaarder, T., Gran, H. H. Investigation of the production of plankton in the Oslo Fjord. Rapports et Proces-verbaux des Réunions. Conseil International pour l'Éxploration de la Mer. 42, 1-48 (1927).
  7. Hall, R. O., Thomas, S., Gaiser, E. E. Measuring Freshwater Primary Productivity and Respiration. Principles and Standards for Measuring Primary Productivity. Fahey, T. J., Knapp, A. K. , Oxford Academic. New York. The Long-Term Ecological Research Network Series (2007).
  8. Howart, R., Michaels, A. Chapter 6 The Measurement of Primary Production in Aquatic Ecosystems. Springer Science and Business Media LLC. , (2000).
  9. Kopáček, J., Hejzlar, J. Semi-micro determination of total phosphorus in soils, sediments, and organic materials: a simplified perchloric acid digestion procedure. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (11-12), 1935-1946 (1995).
  10. Benson, B. B., Krause, D. The concentration and isotopic fractionation of oxygen dissolved in freshwater and seawater in equilibrium with the atmosphere1. Limnology and Oceanography. 29 (3), 620-632 (1984).
  11. Dodds, W. K., Biggs, B. J., Lowe, R. L. Photosynthesis-irradiance patterns in benthic microalgae: variations as a function of assemblage thickness and community structure. Journal of Phycology. 35 (1), 42-53 (1999).
  12. Bott, T. L., et al. An evaluation of techniques for measuring periphyton metabolism in chambers. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 54 (3), 715-725 (1997).
  13. Blankenship, R. E. Structural and functional dynamics of photosynthetic antenna complexes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (45), 13751-13752 (2015).
  14. Hawes, I., Schwartz, A. -M. Photosynthesis in an extreme shade environment, benthic microbial mats from Lake Hoare, a permanently ice-covered Antarctic lake. Journal of Phycology. 35 (3), 448-459 (1999).
  15. Aristegui, J., et al. Planktonic primary production and microbial respiration measured by 14C assimilation and dissolved oxygen changes in coastal waters of the Antarctic peninsula during austral summer: Implications for carbon flux studies. Marine Ecology-Progress Series. 132, 191-201 (1996).
  16. Steemann-Nielsen, C. The use of radioactive carbon (14C) for measuring organic production in the sea. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 18 (2), 117-140 (1952).
  17. Sanz-Martín, M., et al. Relationship between carbon-and oxygen-based primary productivity in the Arctic Ocean, svalbard archipelago. Frontiers in Marine Science. 6, 468 (2019).
  18. Nielsen, E. S. Measurement of the production of organic matter in the sea by means of carbon-14. Nature. 167 (4252), 684-685 (1951).
  19. Jönsson, B. A 14C-incubation technique for measuring microphytobenthic primary productivity in intact sediment cores. Limnology and Oceanography. 36 (7), 1485-1492 (1991).
  20. Bender, M. L., et al. A comparison of four methods for determining planktonic community production. Limnology and Oceanography. 32 (5), 1085-1098 (1987).
  21. Šimek, K., et al. Spatio-temporal patterns of bacterioplankton productivity and community composition related to phytoplankton composition and protistan bacterivory in a dam reservoir. Aquatic Microbial Ecology. 51 (3), 249-262 (2008).

Tags

Miljøvitenskap utgave 190 Primærproduktivitet respirasjon littoral sone periphyton mikrobielle matter oksygenproduktivitet in situ eksperimenter
En rimelig metode for å måle in <em>situ</em> primærproduktiviteten til periphytonsamfunn i lentiske farvann
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Čapková, K., Bešta,… More

Čapková, K., Bešta, T., Mareš, J., Čapek, P., Řeháková, K. A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters. J. Vis. Exp. (190), e64078, doi:10.3791/64078 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter