Трансплантация печени свиней без вено-венозного шунтирования в качестве расширенной донорской модели критериев
Summary
В данном протоколе описана модель ортотопической трансплантации печени свиней после статического холодного хранения донорских органов в течение 20 ч без применения вено-венозного шунтирования при приживлении. Подход использует упрощенную хирургическую технику с минимизацией печеночной фазы и сложным объемным и вазопрессорным управлением.
Abstract
Трансплантация печени считается золотым стандартом для лечения различных смертельных заболеваний печени. Однако нерешенные проблемы хронической недостаточности трансплантата, продолжающейся нехватки доноров органов и более широкого использования маргинальных трансплантатов требуют улучшения современных концепций, таких как внедрение машинной перфузии органов. Для оценки новых методов восстановления и модуляции трансплантата требуются трансляционные модели. Что касается анатомического и физиологического сходства с человеком и недавнего прогресса в области ксенотрансплантации, свиньи стали основными крупными видами животных, используемыми в моделях трансплантации. После первоначального введения ортотопической модели трансплантации печени свиней Garnier et al. в 1965 году, за последние 60 лет было опубликовано несколько модификаций.
Из-за специфических анатомических признаков вено-венозное шунтирование во время печеночной фазы рассматривается как необходимость уменьшения кишечной застойки и ишемии, приводящих к гемодинамической нестабильности и периоперационной смертности. Однако внедрение обхода увеличивает техническую и логистическую сложность процедуры. Кроме того, ранее сообщалось о сопутствующих осложнениях, таких как воздушная эмболия, кровоизлияние и необходимость одновременной спленэктомии.
В этом протоколе описана модель ортотопической трансплантации печени свиней без применения вено-венозного шунтирования. Приживление донорской печени после статического холодного хранения в течение 20 ч – моделирование расширенных критериев донорских условий – демонстрирует, что этот упрощенный подход может быть выполнен без значительных гемодинамических изменений или интраоперационной смертности и с регулярным поглощением функции печени (как определено производством желчи и специфическим для печени метаболизмом CYP1A2). Успех этого подхода обеспечивается оптимизированной хирургической техникой и сложным анестезиологическим объемом и управлением вазопрессорами.
Эта модель должна представлять особый интерес для рабочих групп, специализирующихся на немедленном послеоперационном течении, ишемии-реперфузионном повреждении, связанных иммунологических механизмах и восстановлении расширенных критериев донорских органов.
Introduction
Трансплантация печени остается единственным шансом на выживание при различных заболеваниях, приводящих к острой или хронической печеночной недостаточности. С момента своего первого успешного применения в человечестве в 1963 году Томасом Э. Старзлом концепция трансплантации печени превратилась в надежный вариант лечения, применяемый во всем мире, главным образом в результате достижений в понимании иммунной системы, развития современной иммуносупрессии и оптимизации периоперационного ухода и хирургических методов 1,2 . Однако старение населения и более высокий спрос на органы привели к нехватке доноров, с более широким использованием маргинальных трансплантатов от доноров с расширенными критериями и появлением новых проблем в последние десятилетия. Считается, что внедрение и широкое внедрение машинной перфузии органов открывает широкий спектр возможностей в отношении восстановления и модуляции трансплантата и помогает смягчить нехватку органов и снизить смертность в листе ожидания 3,4,5,6.
Для того чтобы оценить эти понятия и их эффекты in vivo, необходимы трансляционные модели трансплантации7. В 1983 году Kamada et al. представили эффективную ортотопическую модель трансплантации печени у крыс, которая с тех пор была широко модифицирована и применена рабочими группами по всему миру 8,9,10,11. Ортотопическая модель трансплантации печени у мышей технически более требовательна, но также более ценна с точки зрения иммунологической переносимости, и впервые была зарегистрирована в 1991 году Qian et al.12. Несмотря на преимущества в отношении доступности, благополучия животных и затрат, модели грызунов ограничены в их применимости в клинических условиях7. Следовательно, требуются модели крупных животных.
В последние годы свиньи стали основным видом животных, используемым для трансляционных исследований из-за их анатомического и физиологического сходства с людьми. Кроме того, текущий прогресс в области ксенотрансплантации может еще больше повысить важность свиней как объектов исследования13,14.
Garnier et al. описали модель трансплантации печени у свиней еще в 1965году 15. Несколько авторов, в том числе Calne et al. в 1967 году и Chalstrey et al. в 1971 году, впоследствии сообщили об изменениях, что в конечном итоге привело к безопасной и осуществимой концепции экспериментальной трансплантации печени свиней в течение десятилетий, которые последовали за 16,17,18,19,20,21.
Совсем недавно различные рабочие группы представили данные о текущих проблемах трансплантации печени с использованием метода ортотопической трансплантации печени свиней, почти всегда включающего активную или пассивную вено-венозную, т.е. порто-каваль, шунтирование19,22. Причиной этого является видоспецифическая непереносимость пережатия нижней полой вены и воротной вены во время печеночной фазы из-за сравнительно большей кишки и меньшего количества порто-кавальных или каво-кавальных шунтов (например, отсутствие азигосной вены), что приводит к увеличению периоперационной заболеваемости и смертности23. Методы трансплантации полой вены, применяемые у людей-реципиентов в качестве альтернативы, неосуществимы, поскольку нижняя полая вена свиньи заключена в печеночную ткань23.
Тем не менее, использование вено-венозного шунтирования еще больше увеличивает техническую и логистическую сложность в и без того сложной хирургической процедуре, что, возможно, мешает рабочим группам пытаться реализовать модель в целом. Помимо прямых физиологических и иммунологических эффектов шунтирования, некоторые авторы указали на значительную заболеваемость, такую как кровопотеря или воздушная эмболия во время установки шунта, и необходимость одновременной спленэктомии, потенциально влияющей на краткосрочные и долгосрочные результаты после приживления24,25.
Следующий протокол описывает простую технику ортотопической трансплантации печени свиней после статического холодного хранения донорских органов в течение 20 ч, представляющую расширенные критерии донорских состояний без использования вено-венозного шунтирования во время приживления, включая закупку донорской печени, подготовку закулисного стола, гепатэктомию реципиента и анестезиологическое пред- и интраоперационное лечение.
Эта модель должна представлять особый интерес для хирургических рабочих групп, ориентированных на непосредственное послеоперационное течение, ишемию-реперфузионное повреждение, восстановление расширенных критериев донорских органов и связанные с ними иммунологические механизмы.
Protocol
Representative Results
Discussion
Последние технические разработки, такие как внедрение машинной перфузии, могут революционизировать область трансплантации печени. Чтобы перевести концепции восстановления или модификации трансплантата в клинические условия, воспроизводимые модели трансплантации у крупных животны…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Авторы благодарят Бритту Траутевиг, Коринну Лёбберт, Астрид Динкель и Ингрид Медер за их усердие и приверженность. Кроме того, авторы благодарят Тома Фигиэля за создание картинного материала.
Materials
| Abdominal retractor | No Company Name available | No Catalog Number available | |
| Aortic clamp, straight | Firma Martin | No Catalog Number available | |
| Arterial Blood Sampler Aspirator (safePICOAspirator) 1.5 mL | Radiometer Medical ApS | 956-622 | |
| Atropine (Atropinsulfat 0.5 mg/1 mL) | B.Braun | 648037 | |
| Backhaus clamp | Bernshausen | BF432 | |
| Bipolar forceps, 23 cm | SUTTER | 780222 SG | |
| Bowl 5 L, 6 L, 9 L | Chiru-Instrumente | 35-114327 | |
| Braunol Braunoderm | B.Braun | 3881059 | |
| Bulldog clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Button canula | Krauth + Timmermann GmbH | 1464LL1B | |
| Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL (10%)) | B.Braun | 2353745 | |
| Cell Saver (Autotransfusion Reservoir) | Fresenius Kabi AG | 9108471 | |
| Central venous catheter 7Fr., 3 Lumina, 30 cm 0.81 mm | Arrow | AD-24703 | |
| Clamp | INOX | B-17845 / BH110 / B-481 | |
| Clamp | Aesculap | AN909R | |
| Clamp, 260 mm | Fehling Instruments GMbH &Co.KG | ZAU-2 | |
| Clip Forceps, medium | Ethicon | LC207 | |
| Clip forceps, small | Ethicon | LC107 | |
| CPDA-1 solution | Fresenius Kabi AG | 41SD09AA00 | |
| Custodiol (Histidin-Tryptophan-Ketogluterat-Solution) | Dr.Franz Köhler Chemie GmbH | 2125921 | |
| Dissecting scissors | LAWTON 05-0641 | No Catalog Number available | |
| Dissecting scissors, 180 mm | Metzenbaum | BC606R | |
| Endotracheal tube 8.0 mm | Covetrus | 800764 | |
| Epinephrine (Adrenalin 1:1000) | InfectoPharm | 9508734 | |
| Falcon Tubes 50ml | Greiner | 227 261 L | |
| Femoralis clamp | Ulrich | No Catalog Number available | |
| Fentanyl 0.1mg | PanPharma | 00483 | |
| Forceps, anatomical | Martin | 12-100-20 | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD052R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD032R | |
| Forceps, anatomical, 250 mm | Aesculap | BD240R | |
| Forceps, surgical | Bernshausen | BD 671 | |
| Forceps, surgical | INOX | B-1357 | |
| G40 solution | Serag Wiessner | 10755AAF | |
| Gelafundin ISO solution 40 mg/mL | B. Braun | 210257641 | |
| Guidewire with marker | Arrow | 14F21E0236 | |
| Haemostatic gauze ("Tabotamp" 5 x 7.5 cm) | Ethicon | 474273 | |
| Heparin sodium 25,000IE | Ratiopharm | W08208A | |
| Hico-Aquatherm 60 | Hospitalwerk | No Catalog Number available | |
| Infusion Set Intrafix | B.Braun | 4062981 L | |
| Intrafix SafeSet 180 cm | B.Braun | 4063000 | |
| Introcan Safety, 18 G | B.Braun | 4251679-01 | |
| Isofluran CP | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| Large-bore venous catheter, 7Fr. | Edwards Lifesciences | I301F7 | |
| Ligaclip, medium | Ethicon | LT200 | |
| Ligaclip, small | Ethicon | LT100 | |
| Material scissors | Martin | 11-285-23 | |
| Methylprednisolone (Urbason solubile forte 250 mg) | Sanofi | 7823704 | |
| Monopolar ERBE ICC 300 | Fa. Erbe | No Catalog Number available | |
| NaCl solution (0.9%) | Baxter | 1533 | |
| Needle holder | Aesculap | BM36 | |
| Needle holder | Aesculap | BM035R | |
| Needle holder | Aesculap | BM 67 | |
| Neutral electrode | Erbe Elektromedizin GmbH Tübingen | 21191 – 060 | |
| Norepinephrine (Sinora) | Sintetica GmbH | 04150124745717 | |
| Omniflush Sterile Filed 10 mL | B.Braun | 3133335 | |
| Original Perfusorline 300 cm | B.Braun | 21E26E8SM3 | |
| Overhold clamp | INOX | BH 959 | |
| Overhold clamp | Ulrich | CL 2911 | |
| Pentobarbital sodium(Release 500 mg/mL) | WDT, Garbsen | 21217 | |
| Perfusers | B.Braun | 49-020-031 | |
| Perfusor Syringe 50 mL | B.Braun | 8728810F | |
| Petri dishes 92 x 17 mm | Nunc | 150350 | |
| Poole Suction Instrument Argyle flexibel | Covidien, Mansfield USA | 20C150FHX | |
| Potassium chloride (7.45%) | B.Braun | 4030539078276 | |
| Pressure measurement set | Codan pvb Medical GmbH | 957179 | |
| Propofol (1%) | CP-Pharma | No Catalog Number available | |
| S-Monovette 2.6 mL K3E | Sarstedt | 04.1901 | |
| S-Monovette 2.9 mL 9NC | Sarstedt | 04.1902 | |
| S-Monovette 7.5 mL Z-Gel | Sarstedt | 11602 | |
| Sartinski clamp | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Scalpel No.11 | Feather Safety Razor Co.LTD | 02.001.40.011 | |
| Scissors | INOX | BC 746 | |
| Seldinger Arterial catheter | Arrow | SAC-00520 | |
| Sodium bicarbonate (8.4%) | B.Braun | 212768082 | |
| Sterilization Set ("ProSet Preparation Kit CVC") | B.Braun | 4899719 | |
| Sterofundin ISO solution | B.Braun | No Catalog Number available | |
| Suction | Dahlhausen | 07.068.25.301 | |
| Suction Aesculap Securat 80 | Aesculap | No Catalog Number available | |
| Suction catheter | ConvaTec | 5365049 | |
| Sultamicillin (Unacid: 2000 mg Ampicillin/1000 mg Sulbactam) | Pfizer | DL253102 | |
| Suprapubic urinary catheter, "bronchialis", 50 cm | ConvaTec | UK 1F02772 | |
| Suprasorb ("Toptex lite RK") | Lohmann & Rauscher | 31654 | |
| Suture Vicryl 3-0 | Ethicon | VCP 1218 H | |
| Suture Vicryl 4-0 | Ethicon | V392H | |
| Suture, Prolene 4-0 | Ethicon | 7588 H | |
| Suture, Prolene 5-0, double armed | Ethicon | 8890 H | |
| Suture, Prolene 5-0, single armed | Ethicon | 8720 H | |
| Suture, Prolene 6-0, double armed | Ethicon | 7230 H | |
| Suture, Prolene 6-0, single armed | Ethicon | EH 7406 H | |
| Suture, Prolene: blau 3-0 | Ethicon | EH 7499H | |
| Suture, Safil 2/0 | Aesculap | C 1038446 | |
| Suture, Terylene 0 | Serag Wiessner | 353784 | |
| Syringe 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL | B.Braun | 4606027V | |
| TransferSet "1D/X-double" steril 330 cm | Fresenius Kabi AG | 2877101 | |
| Ultrasound Butterfly IQ+ | Butterfly Network Inc. | 850-20014 | |
| Ventilator "Oxylog Dräger Fl" | Dräger Medical AG | No Catalog Number available | |
| Yankauer Suction | Medline | RA19GMD | |
| Zoletil 100 mg/mL (50 mg Zolazepam, 50 mg tiletamin) | Virbac | 794-861794861 |
References
- Zarrinpar, A., Busuttil, R. W. Liver transplantation: Past, present and future. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 10 (7), 434-440 (2013).
- Song, A. T., et al. Liver transplantation: Fifty years of experience. World Journal of Gastroenterology. 20 (18), 5363-5374 (2014).
- Jakubauskas, M., et al. Machine perfusion in liver transplantation: A systematic review and meta-analysis. Visceral Medicine. , (2021).
- Serifis, N., et al. Machine perfusion of the liver: A review of clinical trials. Frontiers in Surgery. 8, 625394 (2021).
- Ceresa, C. D. L., Nasralla, D., Pollok, J. -. M., Friend, P. J. Machine perfusion of the liver: Applications in transplantation and beyond. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. 19 (3), 199-209 (2022).
- Schlegel, A., Muller, X., Dutkowski, P. Machine perfusion strategies in liver transplantation. Hepatobiliary Surgery and Nutrition. 8 (5), 490-501 (2019).
- Wenzel, N., Blasczyk, R., Figueiredo, C. Animal models in allogenic solid organ transplantation. Transplantology. 2 (4), 412-424 (2021).
- Kamada, N., Calne, R. Y. A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat. Surgery. 93 (1), 64-69 (1983).
- Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. Orthotopic liver transplantation in rats. Journal of Visualized Experiments. (65), e4143 (2012).
- Yang, L., et al. A rat model of orthotopic liver transplantation using a novel magnetic anastomosis technique for suprahepatic vena cava reconstruction. Journal of Visualized Experiments. (133), e56933 (2018).
- Chen, X. -. C., et al. Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation. Journal of Visualized Experiments. (165), e60628 (2020).
- Qian, S. G., Fung, J. J., Demetris, A. V., Ildstad, S. T., Starzl, T. E. Orthotopic liver transplantation in the mouse. Transplantation. 52 (3), 562-564 (1991).
- Li, X., Wang, Y., Yang, H., Dai, Y. Liver and hepatocyte transplantation: What can pigs contribute. Frontiers in Immunology. 12, 802692 (2022).
- Reardon, S. First pig-to-human heart transplant: what can scientists learn. Nature. 601 (7893), 305-306 (2022).
- Garnier, H., et al. Liver transplantation in the pig: Surgical approach. Comptes Rendus Hebdomadaires des Seances de l’Academie des Sciences. Serie d: Sciences Naturelles. 260 (21), 5621-5623 (1965).
- Calne, R. Y., et al. Observations of orthotopic liver transplantation in the pig. British Medical Journal. 2 (5550), 478-480 (1967).
- Chalstrey, L. J., et al. Technique of orthotopic liver transplantation in the pig. The British Journal of Surgery. 58 (8), 585-588 (1971).
- Filipponi, F., Falcini, F., Benassai, C., Martini, E. Orthotopic liver transplant in pigs: Several variations of the surgical technic. Il Giornale di Chirurgia. 10 (7-8), 374-378 (1989).
- Spetzler, V. N., et al. Technique of porcine liver procurement and orthotopic transplantation using an active porto-caval shunt. Journal of Visualized Experiments. (99), e52055 (2015).
- Oldhafer, K. J., Hauss, J., Gubernatis, G., Pichlmayr, R., Spiegel, H. U. Liver transplantation in pigs: A model for studying reperfusion injury. Journal of Investigative Surgery. 6 (5), 439-450 (1993).
- Oldhafer, K. J., et al. Analysis of liver hemodynamics in severe ischemia and reperfusion injury after liver transplantation. Zentralblatt fur Chirurgie. 119 (5), 317-321 (1994).
- Vogel, T., et al. Successful transplantation of porcine liver grafts following 48-hour normothermic preservation. PLoS One. 12 (11), 0188494 (2017).
- Leal, A. J., et al. A simplified experimental model of large-for-size liver transplantation in pigs. Clinics. 68 (8), 1152-1156 (2013).
- Schiefer, J., et al. Regulation of histamine and diamine oxidase in patients undergoing orthotopic liver transplantation. Scientific Reports. 10 (1), 822 (2020).
- Esmaeilzadeh, M., et al. Technical guidelines for porcine liver allo-transplantation: A review of literature. Annals of Transplantation. 17 (2), 101-110 (2012).
- Oldhafer, F., et al. Supportive hepatocyte transplantation after partial hepatectomy enhances liver regeneration in a preclinical pig model. European Surgical Research. 62 (4), 238-247 (2021).
- Stockmann, M., et al. The LiMAx test: A new liver function test for predicting postoperative outcome in liver surgery. HPB. 12 (2), 139-146 (2010).
- Lapisatepun, W., Lapisatepun, W., Agopian, V., Xia, V. W. Venovenous bypass during liver transplantation: A new look at an old technique. Transplantation Proceedings. 52 (3), 905-909 (2020).
- Falcini, F., et al. Veno-venous bypass in experimental liver transplantation: portal-jugular versus caval-portal-jugular. Il Giornale di Chirurgia. 11 (4), 206-210 (1990).
- Copca, N., et al. Experimental liver transplantation on pigs — Technical considerations. Chirurgia. 108 (4), 542-546 (2013).
- Torres, O. J., et al. Hemodynamic alterations during orthotopic liver experimental transplantation in pigs. Acta Cirurgica Brasileria. 23 (2), 135-139 (2008).
- Canedo, B. F., et al. Liver autotransplantation in pigs without venovenous bypass: A simplified model using a supraceliac aorta cross-clamping maneuver. Annals of Transplantation. 20, 320-326 (2015).
- Battersby, C., Hickman, R., Saunders, S. J., Terblanche, J. Liver function in the pig. 1. The effects of 30 minutes’ normothermic ischaemia. The British Journal of Surgery. 61 (1), 27-32 (1974).
- Kaiser, G. M., Heuer, M. M., Frühauf, N. R., Kühne, C. A., Broelsch, C. E. General handling and anesthesia for experimental surgery in pigs. Journal of Surgical Research. 130 (1), 73-79 (2006).
- Oike, F., et al. Simplified technique of orthotopic liver transplantation in pigs. Transplantation. 71 (2), 328-331 (2001).
- Heuer, M., et al. Liver transplantation in swine without venovenous bypass. European Surgical Research. 45 (1), 20-25 (2010).
- Fondevila, C., et al. Step-by-step guide for a simplified model of porcine orthotopic liver transplant. The Journal of Surgical Research. 167 (1), 39-45 (2011).
