Hodeimplantater for neuroimaging av våkne, hodefaste rotter
Summary
En detaljert ny prosedyre for funksjonell avbildning av våkne, hodefikserte rotter er beskrevet.
Abstract
Anestesi, som ofte brukes i preklinisk og grunnleggende vitenskapelig forskning, har en depressiv innflytelse på hjernens metabolske, nevronale og vaskulære funksjoner og kan påvirke nevrofysiologiske resultater negativt. Bruk av våkne dyr til forskningsstudier er fordelaktig, men utgjør den største utfordringen med å holde dyrene rolige og stasjonære for å minimere bevegelsesartefakter gjennom datainnsamling. Våken avbildning hos mindre gnagere (f.eks. mus) er svært vanlig, men forblir lite hos rotter da rotter er større, sterkere og har en større tendens til å motsette seg bevegelsesbegrensninger og hodefiksering over de lange varighetene som kreves for avbildning. En ny modell av neuroimaging av våkne, hodefikserte rotter ved hjelp av tilpassede håndsydde slynger, 3D-printede hodeimplantater, hodekapsler og en hoderamme er beskrevet. Resultatene som er oppnådd etter en enkelt prøve med enkeltwhisker-stimulering, antyder en økning i intensiteten av den fremkalte funksjonelle responsen. Oppkjøpet av den fremkalte funksjonelle responsen fra våkne, hodefaste rotter er raskere enn fra bedøvede rotter, pålitelig, reproduserbar og kan brukes til gjentatte langsgående studier.
Introduction
De fleste av de grunnleggende, prekliniske og translasjonelle vitenskapelige neuroimaging-undersøkelsene er anskaffet fra bedøvede dyr 1,2. Anestetika letter eksperimentering, men påvirker kontinuerlig hjernens og kroppens metabolisme, blodtrykk og hjertefrekvens3. Type bedøvelse og varighet og administrasjonsvei legger til konfunderende variabler til datatolkning som kan bidra til reproduserbarhet og translasjonsfeil4. En stor flaskehals ved våkne, hodefikserte nevroavbildningsstudier hos rotter er kravet om å holde rotta stasjonær og rolig gjennom forberedelses- og datainnsamlingsprosessene. Små bevegelser produserer uberettigede bevegelsesartefakter, noe som kan påvirke dataanalyse og tolkninger negativt.
En ny modell av neuroimaging fra våkne, hodefikserte rotter ved hjelp av tilpassede slynger, tredimensjonale (3D) -trykte hodeimplantater, hodekapsler og en hoderamme er utviklet som gir flere fordeler for enkel eksperimentering. 3D-hodeimplantatet er lett og dekker en liten del av skallen som trengs for transfixing. De 3D-printede hodeimplantatene og capsene er designet ved hjelp av programvare for dataassistert konstruksjon (CAD). Protokollene for whisker-stimulering, datainnsamling, dataanalyse og resultater fra bedøvede rotter er beskrevet i detalj i tidligere arbeid 5,6,7.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bruken av våken, hodefast rotteavbildning gir mange fordeler når det gjelder enkelhet og tilpasning. De spesialdesignede slyngene gjør at rottene kan pakkes inn gjennom pustende nettingmateriale, noe som eliminerer behovet for å omslutte dyr i lukkede plastkamre i lengre perioder10,11. Rotter holdes rolige og stressfrie gjennom lange varigheter av påfølgende bildebehandlingsøkter ved bruk av en svært lav dose acepromazin under nivåene av mild sedasjon ho…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Vi anerkjenner Clara Jones, James Stirwalt, Linh Hoang, Young Joon Ha og Amirsoheil Zareh for deres hjelp under trening av rottene og forberedelse av slyngene. Finansiering ble gitt av National Institutes of Health (NIH, Grant Number: NS119852) og Leducq Foundation (Grant Number: 15CVD02).
Materials
| Rats | Charles River | Sprague Dawley | |
| Isoflurane | Pivetal | 21295098 | General anesthetic |
| Lidocaine HCl 2% injection | Phoenix | L-2000-04 | Local anesthetic |
| Atropine sulfate injection | Vedco | 5098907512 | Help in respiration |
| Lactated Ringer's injection solution | Vedco | 50989088317 | |
| Flunixin injection | Vedco | 6064408670 | Pain management |
| Enrosite injection (Enrofloxacin 2.27%) | VetOne | 501084 | Avoid infection |
| PromAce injection (Acepromazine maleate) | Beohringer Ingelheim | 136059 | |
| Animax ointment | Dechra Veterinary Products | 122-75 | active ingredients of nystatin 1000units per gram, neomycin sulfate 2.5mg per gram, thiostrepton 2500 units per gram, and triamcinolone acetonide 1mg per gram |
| Puralube ophthalmic ointment | Dechra Veterinary Products | 211-38 | |
| Povidone-iodine PVP prep pads | Medline | MDS093917 | Betadine generic |
| Isopropyl alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Vetbond tissue adhesive | 3M | 1469SB | |
| Bur (drill bit), standard operatory carbide | SS White Burs | 14829 | #3 bur |
| Screws, 00-90 x 1/8 flat head stainless steel | J.I. Morris | F0090CE125 | Anchor screws |
| Stereotaxic system | Kopf Instruments | 1430 | |
| Homeothermic heating blanket | Harvard Apparatus | 50-7220-F | |
| Pulse oximeter & heart rate monitor | Kent Scientific | MouseStat Jr. | |
| Petrolatum | Fisher Scientific | P66-1LB | Vaseline generic |
| Wire, bare copper | Fisher Scientific | 15-545-2C | 20 gauge |
| Teets Cold Cure powder | Pearson Dental | C73-0054 | active ingredient: Methyl Methacrylate |
| Teets Cold Cure liquid | Pearson Dental | C73-0078 | active ingredient: Methyl Methacrylate |
| Silicone mold rubber | Smooth-On | Body Double Fast | silicon polymer |
| Metricide 28 (Germicide) | Metrex | Oct-05 | |
| India ink, black | Pelikan | 301051 | |
| Dental drill | NSK Dental | Ultimate XL-F | |
| 3D printer | Prusa Research | i3 MK3S+ | |
| Sew on fasteners | Velcro | 90030 | |
| Pet screening utility fabric | Joann | 10173334 | Netting material |
| Bur (drill bit), standard operatory carbide | SS White Burs | 14829 | #1 bur |
References
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
- Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
- Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310 (2014).
- Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205 (2015).
- Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
- Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
- Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
- Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
- Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts’o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
- Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
- Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548 (2018).
- Vogler, G. A., Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. Chapter 19 – Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. , 627-664 (2006).
- Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat–Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
- Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064 (2016).
- Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377 (2022).
- Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
- Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
- Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499 (2019).
- Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
- Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
- Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
- Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
- Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).
