En musemodel af orotracheal intubation og ventileret lungeiskæmi reperfusion kirurgi
Summary
En musekirurgisk model til at skabe venstre lungeiskæmireperfusion (IR) skade, samtidig med at ventilationen opretholdes og hypoxi undgås.
Abstract
Iskæmi reperfusion (IR) skade skyldes ofte processer, der involverer en forbigående periode med afbrudt blodgennemstrømning. I lungen tillader isoleret IR eksperimentel undersøgelse af denne specifikke proces med fortsat alveolær ventilation og derved undgår de sammensatte skadelige processer af hypoxi og atelektase. I klinisk sammenhæng er lungeiskæmireperfusionsskade (også kendt som lunge IRI eller LIRI) forårsaget af adskillige processer, herunder men ikke begrænset til lungeemboli, genoplivet hæmoragisk traume og lungetransplantation. Der er i øjeblikket begrænsede effektive behandlingsmuligheder for LIRI. Her præsenterer vi en reversibel kirurgisk model af lunge-IR, der involverer første orotracheal intubation efterfulgt af ensidig venstre lungeiskæmi og reperfusion med bevaret alveolær ventilation eller gasudveksling. Mus gennemgår en venstre thoracotomi, hvorigennem den venstre lungearterie udsættes, visualiseres, isoleres og komprimeres ved hjælp af en reversibel slipknot. Det kirurgiske snit lukkes derefter i den iskæmiske periode, og dyret vækkes og ekstuberes. Når musen spontant trækker vejret, etableres reperfusion ved at frigive slipknuden omkring lungearterien. Denne klinisk relevante overlevelsesmodel tillader evaluering af lunge-IR-skade, opløsningsfasen, nedstrømseffekter på lungefunktionen samt to-hit-modeller, der involverer eksperimentel lungebetændelse. Selvom det er teknisk udfordrende, kan denne model mestres i løbet af et par uger til måneder med en eventuel overlevelses- eller succesrate på 80% -90%.
Introduction
Iskæmi reperfusion (IR) skade kan opstå, når blodgennemstrømningen genoprettes til et organ eller væv seng efter en periode med afbrydelse. I lungen kan IR forekomme isoleret eller i forbindelse med andre skadelige processer såsom infektion, hypoxi, atelektase, volutrauma (fra høje tidevandsvolumener under mekanisk ventilation), barotrauma (højt peak eller vedvarende tryk under mekanisk ventilation) eller stump (ikke-penetrerende) lungekontusionsskade 1,2,3 . Der er stadig flere huller i vores viden om LIRI’s mekanismer og virkningen af samtidige processer (f.eks. infektion) på LIRI-resultaterne, og også behandlingsmulighederne for LIRI er begrænsede. En in vivo-model af ren LIRI er nødvendig for at identificere patofysiologien af lunge IR-skade isoleret og for at studere dens bidrag til enhver multi-hit-proces, hvor lungeskade er en komponent.
Murine lunge IR-modeller kan bruges til at studere den lungespecifikke patofysiologi af flere processer, herunder lungetransplantation3, lungeemboli4 og lungeskade efter hæmoragisk traume med genoplivning5. Aktuelt anvendte modeller omfatter kirurgisk lungetransplantation6, hilar fastspænding7, ex vivo lungeperfusion8 og ventileret lunge IR9. Her giver vi en detaljeret protokol for en murinventileret lunge-IR-model af steril lungeskade. Der er flere fordele ved denne tilgang (figur 2), herunder at den inducerer minimal hypoxi og minimal atelektase, og det er en overlevelseskirurgisk model, der giver mulighed for langsigtede undersøgelser.
Grunde til at vælge denne model af LIRI frem for andre modeller såsom hilar fastspænding og ex vivo perfusion modeller er følgende: denne model minimerer de inflammatoriske bidrag fra atelektase, mekanisk ventilation og hypoxi; det bevarer cyklisk ventilation; det opretholder et intakt in vivo kredsløbsimmunsystem, der kan reagere på IR-skaden; og endelig tillader den som en overlevelsesprocedure en langsigtet analyse af mekanismerne for sekundær skadesgenerering (2-hit-modeller) og skadeopløsning. Samlet set mener vi, at denne ventilerede lunge IR-model giver den “reneste” form for IR-skade, der kan studeres eksperimentelt.
Andre publikationer har beskrevet brugen af orotracheal intubation af mus til at udføre IT-injektioner eller installationer10,11, men ikke som udgangspunkt for en overlevelsesoperation, som det er i denne model. Placeringen af et orotrachealrør tillader udførelse af lungekirurgi ved at tillade sammenbrud af den operative lunge. Det giver også mulighed for genopblussen af lungen i slutningen af proceduren, hvilket er kritisk for pneumothorax og for musens evne til at vende tilbage til spontan ventilation ved afslutningen af procedurerne. Endelig er fjernelsen af det sikrede orotrachealrør en simpel procedure, der i modsætning til en invasiv trakeotomi er kompatibel med en overlevelsesoperation. Dette giver mulighed for langsigtede forskningsundersøgelser med fokus på at forstå progression og opløsning af LIRI og tilhørende lidelser samt oprettelse af kroniske skademodeller.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dette manuskript beskriver de trin, der er involveret i udførelsen af den ventilerede lunge IR-model udviklet af Dodd-o et al.9. Denne model har hjulpet med at identificere molekylære veje involveret i generering og opløsning af inflammation fra lunge IR isoleret 14,15,16,17, lunge IR i kombination med sameksisterende infektion 18 og lunge IR i forhold til tarm-lungeaksen og bidraget fra tarmmikrobiomet13,18,19<sup class="xre…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Dette arbejde blev finansieret af afdelingsstøtte fra Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco og San Francisco General Hospital samt af en NIH R01-pris (til AP): 1R01HL146753.
Materials
| Equipment | |||
| Fiber Optic Light Pipe | Cole-Parmer | UX-41720-65 | Fiberoptic light pipe |
| Fiber Optic Light Source | AmScope | SKU: CL-HL250-B | Light source for fiberoptic lights |
| Germinator 500 | Cell Point Scientific, Inc. | No.5-1450 | Bead Sterilizer |
| Heating Pad | AIMS | 14-370-223 | Alternative option |
| Lithium.Ion Grooming Kits(hair clipper) | WAHL home products | SKU 09854-600B | To remove mouse hair on surgical site |
| Microscope | Nikon | SMZ-10 | Other newer options available at the company website |
| MiniVent Ventilator | Havard Apparatus | Model 845 | Mouse ventilator |
| Ultrasonic Cleaner | Cole-Parmer | UX-08895-05 | Clean tools that been used in operation |
| Warming Pad | Kent Scientific | RT-0501 | To keep mouse warm while recovering from surgery |
| Weighing Scale | Cole-Parmer | UX-11003-41 | Weighing scale |
| Surgery Tools | |||
| 4-0 Silk Suture | Ethicon | 683G | For closing muscle layer |
| 7-0 Prolene Suture | Ethicon Industry | EP8734H | Using for making a slip knot of left pulmonary artery |
| Bard-Parker (11) Scalpel (Rib-Back Carbon Steel Surgical Blade, sterile, single use) | Aspen Surgical | 372611 | For entering thoracic cavity (option 1) |
| Bard-Parker (12) Scalpel | Aspen Surgical | 372612 | For entering thoracic cavity (option 2) |
| Extra Fine Graefe Forceps | FST | 11150-10 | Muscle/rib holding forceps |
| Magnetic Fixator Retraction System | FST | 1. Base Plate (Nos. 18200-03) 2. Fixators (Nos. 18200-01) 3. Retractors (Nos. 18200-05 through 18200-12) 4. Elastomer (Nos.18200-07) 5. Retractor(No.18200-08) |
Small Animal Retraction System |
| Monoject Standard Hypodermic Needle | COVIDIEN | 05-561-20 | For medication delivery IP |
| Narrow Pattern Forceps | FST | 11002-12 | Skin level forceps |
| Needle holder/Needle driver | FST | 12565-14 | for holding needles |
| Needles | BD | 305110 | 26 gauge needle for externalizing slipknot (24 or 26 gauge needle okay too) |
| PA/Vessel Dilating forceps | FST | 00125-11 | To hold PA; non-damaging gripper |
| Scissors | FST | 14060-09 | Used for incision and cutting into the muscular layer durging surgery |
| Ultra Fine Dumont micro forceps | FST | 11295-10 (Dumont #5 forceps, Biology tip, tip dimension:0.05*0.02mm,11cm) | For passing through the space between the left pulmonary artery and bronchus |
| Reagents | |||
| 0.25% Bupivacaine | Hospira, Inc. | 0409-1159-02 | Topical analgesic used during surgical wound closure |
| Avertin (2,2,2-Tribromoethanol) | Sigma-Aldrich | T48402-25G | Anesthetic, using for anesthetize the mouse for IR surgery, the concentration used in IR surgery is 250-400 mg/kg. |
| Buprenorphine | Covetrus North America | 59122 | Analgesic: concentration used for surgery is 0.05-0.1 mg/kg |
| Eye Lubricant | BAUSCH+LOMB | Soothe Lubricant Eye Ointment | Relieves dryness of the eye |
| Povidone-Iodine 10% Solution | MEDLINE INDUSTRIES INC | SKU MDS093944H (2 FL OZ, topical antiseptic) | Topical liquid applied for an effective first aid antiseptic at beginning of surgery |
| Materials | |||
| Alcohol Swab | BD brand | BD 326895 | for sterilzing area of injection and surgery |
| Plastic film | KIRKLAND | Stretch-Tite premium | Alternative for covering the sterilized surgical field (more cost effective) |
| Rodent Surgical Drapes | Stoelting | 50981 | Sterile field or drape for surgical field |
| Sterile Cotton Tipped Application | Pwi-Wnaps | 703033 | used for applying eye lubricant |
| Top Sponges | Dukal Corporaton | Reorder # 5360 | Stopping bleeding from skin/muscle |
References
- Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
- Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
- Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121 (2017).
- Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
- Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
- Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
- Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
- Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
- Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261 (2014).
- Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702 (2011).
- Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
- Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
- Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
- Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
- Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
- Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337 (2017).
- Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159 (2019).
- Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids’ immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
- Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).
