Summary

Venstre koronararterieligering: En kirurgisk murinmodel af myokardieinfarkt

Published: August 09, 2022
doi:

Summary

Præsenteret her er en kirurgisk procedure for permanent ligering af venstre koronararterie hos mus. Denne model kan bruges til at undersøge patofysiologien og tilhørende inflammatorisk respons efter myokardieinfarkt.

Abstract

Iskæmisk hjertesygdom og efterfølgende myokardieinfarkt (MI) er en af de førende årsager til dødelighed i USA og rundt om i verden. For at udforske de patofysiologiske ændringer efter myokardieinfarkt og designe fremtidige behandlinger kræves forskningsmodeller af MI. Permanent ligering af venstre koronararterie (LCA) hos mus er en populær model til at undersøge hjertefunktion og ventrikulær remodellering efter MI. Her beskriver vi en mindre invasiv, pålidelig og reproducerbar kirurgisk murin MI-model ved permanent ligering af LCA. Vores kirurgiske model består af en let reversibel generel anæstesi, endotracheal intubation, der ikke kræver en trakeotomi, og en thoracotomi. Elektrokardiografi og troponinmåling bør udføres for at sikre MI. Ekkokardiografi på dag 28 efter MI vil skelne hjertefunktion og hjertesvigt parametre. Graden af hjertefibrose kan evalueres ved Massons trikromfarvning og hjerte-MR. Denne MI-model er nyttig til at studere de patofysiologiske og immunologiske ændringer efter MI.

Introduction

Hjerte-kar-sygdomme er et stort folkesundhedsproblem, der kræver 17,9 millioner liv hvert år, hvilket tegner sig for 31 procent af den globale dødelighed1. Den mest udbredte type kardiovaskulær anomali er koronar hjertesygdom, og myokardieinfarkt (MI) er en af de største manifestationer af koronar hjertesygdom2. MI er normalt forårsaget af trombotisk okklusion af en koronararterie på grund af brud på en sårbar plak3. Den resulterende iskæmi forårsager dybe ioniske og metaboliske ændringer i det berørte myokardium såvel som et hurtigt fald i systolisk funktion. MI resulterer i død af kardiomyocytter, hvilket yderligere kan føre til ventrikulær dysfunktion og hjertesvigt4.

Forskning i MI hos patienter er begrænset på grund af knaphed på væv fra patienter med MI5. Som sådan er murine modeller af MI nyttige til både at studere sygdomsmekanismer samt udvikle potentielle terapeutiske mål. De aktuelt tilgængelige murine modeller af MI omfatter irreversible iskæmimodeller (LCA og ablationsmetoder) og reperfusionsmodeller (iskæmi/reperfusion, I/R)6. Permanent ligering af venstre koronararterie (LCA) hos mus er den mest anvendte metode, og den efterligner patofysiologien og immunologien af MI hos patienter 7,8,9. Permanent MI kan også induceres ved ablationsmetoder, som involverer elektrisk skade eller kryoskade. Ablationsmetoder er i stand til at generere infarkt af ensartet størrelse på det nøjagtige sted10. På den anden side kan ardannelse, infarktmorfologi og molekylære signalmekanismer variere mellem ablationsmetoderne10,11. Murine I / R-metoden er en anden vigtig MI-model, da den repræsenterer det kliniske scenario for reperfusionsterapi12. I/R-modellen er forbundet med udfordringer såsom en variabel infarktstørrelse, vanskeligheder med at skelne respons på indledende skade og reperfusion6.

Selvom LCA ligeringsmetoder er meget udbredt, er de forbundet med lave overlevelsesrater og postoperativ smerte13. Denne protokol demonstrerer den murinkirurgiske MI-model af LCA-ligation, der involverer forberedelse og intubation af mus, LCA-ligation, postoperativ pleje og validering af MI. I stedet for at bruge en invasiv trakeotomi14 anvender denne metode endotracheal intubation. Dyret intuberes ved at belyse oropharynx ved hjælp af et laryngoskop, hvilket gør proceduren lettere, sikrere og mindre traumatisk15. Musen holdes på respiratorstøtte og under isofluranbedøvelse under hele proceduren. Endvidere udføres ekkokardiografi og Massons trikromfarvning for at evaluere henholdsvis hjertefunktion og hjertefibrose efter MI. Samlet set giver denne metode en pålidelig og reproducerbar kirurgisk murinmodel af MI, der kan bruges til at studere patofysiologi og betændelse efter MI.

Protocol

Denne undersøgelsesprotokol blev gennemgået og godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) ved University of Pittsburgh. Otte (sham n = 4 og MI n = 4) 1-årige C57BL/6J hunmus, der vejer 24-30 g, blev brugt til disse forsøg. Ca. 100% og mindst 80% af musene overlevede i henholdsvis de første 24 timer og 28 dage. 1. Forberedelse og endotracheal intubation af musene Forvarm en perlesterilisator (se materialetabel) til 250 °C og…

Representative Results

Figur 1 viser de repræsentative aktive EKG- og respirationssignaler under den ekkokardiografiske evaluering af sham (figur 1A) og MI (figur 1B) mus. Verifikation af aktive EKG- og respirationssignaler er vigtige, før de ekkokardiografiske data erhverves. Figur 2 viser ekkokardiografisk måling af hjertefunktionsparametre efter 28 dage efter LCA-ligation. Figur 2<…

Discussion

Murinmodellen af MI vinder popularitet i kardiovaskulære forskningslaboratorier, og denne undersøgelse beskriver en reproducerbar og klinisk relevant MI-model. Denne protokol forbedrer LCA-ligeringsprocessen på flere måder. Til at begynde med undgås brugen af injicerbare præoperative anæstetika, såsom xylazin / ketamin eller natriumpentobarbital14,15. Kun isofluranbedøvelse blev anvendt, hvilket hjælper med at forbedre dyreoverlevelsesraten (>80% overle…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dette arbejde blev støttet af National Institute of Health-tilskud (R01HL143967, R01HL142629, R01AG069399 og R01DK129339), AHA Transformational Project Award (19TPA34910142), AHA Innovative Project Award (19IPLOI34760566) og ALA Innovation Project Award (IA-629694) (til PD).

Materials

22 G catheter needle Exel INT 26741 Thoracentesis
24 G catheter needle Exel INT 26746 Endotracheal intubation
4-0 nylon suture Covetrus 29263 Suturing of muscles and skin
8-0 nylon suture S&T 3192 Ligation of LAD
Anesthetic Vaporizers Vet equip VE-6047 Anesthetic support
Animal physiology monitor Fujifilm VEVO 3100 Monitor heart rate,respiration rate and body temperature
Betadine solution PBS animal health 11205 Antispetic
Buprenorphine Covetrus 55175 Analgesic
Disecting microscope OMANO OM2300S-V7 Binocular
Electric razor Wahl 79300-1001M Shaving
Electrode gel Parker Laboratories W60698L Electrically conductive gel
Ethanol Decon Laboratories 22-032-601 Disinfectant
Forceps FST 11065-07 Stainless Steel
Gauze Curity CAR-6339-PK Sterile
Heat lamp Satco S4998 Post surgery care
Heating pad Kent scientific Surgi-M Temperature control
Hot Bead sterilizer Germinator 500 11503 Sterilization of surgical instrument
Isoflurane Covetrus 29405 Anesthesia
Masson’s trichrome staining kit Thermoscientific 87019 Measurement of cardiac Fibrosis
Micro Needle Holder FST 12500-12 Stainless Steel
Micro scissors FST 15000-02 Stainless Steel
Ophthalmic ointment Dechra Puralube Vet Sterile occular lubricant
Scanning Gel Parker Laboratories Aquasonic 100 Aqueous ultrasound transmission gel
Scissors FST 14060-11 Stainless Steel
Small Animal Laryngoscope Penn-Century Model LS-2-M Illuminating the oropharynx
Small animal ventilator Harvard apparatus 557058 Ventilator support
Surgical light Cole parmer 41723 Illuminator Width (in): 7
Vevo 3100 preclinical imaging platform Fujifilm VEVO 3100 Echocardiography
VevoLAB software Fujifilm VevoLAB 3.2.6 Echocardiography data analysis

References

  1. Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254 (2021).
  2. Mendis, S., et al. World Health Organization definition of myocardial infarction: 2008-09 revision. International Journal of Epidemiology. 40 (1), 139-146 (2011).
  3. Frangogiannis, N. G. Pathophysiology of myocardial infarction. Comprehensive Physiology. 5 (4), 1841-1875 (2011).
  4. Smit, M., Coetzee, A., Lochner, A. The pathophysiology of myocardial ischemia and perioperative myocardial infarction. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (9), 2501-2512 (2020).
  5. Johny, E., et al. Platelet mediated inflammation in coronary artery disease with Type 2 Diabetes patients. Journal of Inflammation Research. 14, 5131 (2021).
  6. Martin, T. P., et al. Preclinical models of myocardial infarction: from mechanism to translation. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 770-791 (2022).
  7. De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: comparing permanent ligation and ischaemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
  8. Vasamsetti, S. B., et al. Apoptosis of hematopoietic progenitor-derived adipose tissue-resident macrophages contributes to insulin resistance after myocardial infarction. Science Translational Medicine. 12 (553), (2020).
  9. Fernandez, B., et al. The coronary arteries of the C57BL/6 mouse strains: implications for comparison with mutant models. Journal of Anatomy. 212 (1), 12-18 (2008).
  10. van Amerongen, M. J., Harmsen, M. C., Petersen, A. H., Popa, E. R., van Luyn, M. J. Cryoinjury: a model of myocardial regeneration. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 23-31 (2008).
  11. Lam, N. T., Sadek, H. A. Neonatal heart regeneration: comprehensive literature review. Circulation. 138 (4), 412-423 (2018).
  12. Heusch, G., Gersh, B. J. The pathophysiology of acute myocardial infarction and strategies of protection beyond reperfusion: a continual challenge. European Heart Journal. 38 (11), 774-784 (2017).
  13. Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells & Regenerative Medicine. 5 (1), 30-36 (2009).
  14. Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591 (2019).
  15. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206 (2014).
  16. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. C. Murine echocardiography and ultrasound imaging. Journal of Visualized Experiments. (42), e2100 (2010).
  17. Li, L., et al. Assessment of cardiac morphological and functional changes in mouse model of transverse aortic constriction by echocardiographic imaging. Journal of Visualized Experiments. (112), e54101 (2016).
  18. Vasamsetti, S. B., et al. Sympathetic neuronal activation triggers myeloid progenitor proliferation and differentiation. Immunity. 49 (1), 93-106 (2018).
  19. Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: an improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353 (2017).
  20. Alwardt, C. M., Redford, D., Larson, D. F. General anesthesia in cardiac surgery: a review of drugs and practices. The Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (2), 227-235 (2005).
  21. Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438 (2009).
  22. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -. H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments. (48), e2464 (2011).
  23. Kalogeris, T., Baines, C., Krenz, M., Korthuis, R. Chapter six-cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. , 229-317 (2012).
  24. Scofield, S. L., Singh, K. Confirmation of myocardial ischemia and reperfusion injury in mice using surface pad electrocardiography. Journal of Visualized Experiments. (117), e54814 (2016).
  25. Yan, X., et al. Temporal dynamics of cardiac immune cell accumulation following acute myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 62, 24-35 (2013).
  26. Xu, Q., et al. Protective effects of fentanyl preconditioning on cardiomyocyte apoptosis induced by ischemia-reperfusion in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 50 (2), 5286 (2017).
  27. Leuschner, F., et al. Rapid monocyte kinetics in acute myocardial infarction are sustained by extramedullary monocytopoiesis. Journal of Experimental Medicine. 209 (1), 123-137 (2012).
  28. Leuschner, F., et al. Silencing of CCR2 in myocarditis. European Heart Journal. 36 (23), 1478-1488 (2015).
  29. Dutta, P., et al. E-selectin inhibition mitigates splenic HSC activation and myelopoiesis in hypercholesterolemic mice with myocardial infarction. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 36 (9), 1802-1808 (2016).
  30. Jiang, C., et al. A modified simple method for induction of myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (178), e63042 (2021).

Play Video

Cite This Article
Johny, E., Dutta, P. Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction. J. Vis. Exp. (186), e64387, doi:10.3791/64387 (2022).

View Video