Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

Summary

Présenté ici est une procédure chirurgicale pour la ligature permanente de l’artère coronaire gauche chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire associée après un infarctus du myocarde.

Abstract

La cardiopathie ischémique et l’infarctus du myocarde (IM) subséquent sont l’une des principales causes de mortalité aux États-Unis et dans le monde. Afin d’explorer les changements physiopathologiques après un infarctus du myocarde et de concevoir de futurs traitements, des modèles de recherche de l’IM sont nécessaires. La ligature permanente de l’artère coronaire gauche (ACL) chez la souris est un modèle populaire pour étudier la fonction cardiaque et le remodelage ventriculaire après l’IM. Nous décrivons ici un modèle chirurgical d’IM murin moins invasif, fiable et reproductible par ligature permanente de l’ACL. Notre modèle chirurgical comprend une anesthésie générale facilement réversible, une intubation endotrachéale qui ne nécessite pas de trachéotomie et une thoracotomie. L’électrocardiographie et la mesure de la troponine doivent être effectuées pour assurer l’IM. L’échocardiographie au jour 28 après l’IM permettra de discerner la fonction cardiaque et les paramètres d’insuffisance cardiaque. Le degré de fibrose cardiaque peut être évalué par la coloration trichrome de Masson et l’IRM cardiaque. Ce modèle d’IM est utile pour étudier les altérations physiopathologiques et immunologiques après un IM.

Introduction

Les maladies cardiovasculaires sont un problème majeur de santé publique qui fait 17,9 millions de victimes chaque année, soit 31 % de la mortalité mondiale¹. Le type d’anomalie cardiovasculaire le plus répandu est la maladie coronarienne, et l’infarctus du myocarde (IM) est l’une des principales manifestations de la maladie coronarienne². L’IM est généralement causée par une occlusion thrombotique d’une artère coronaire due à la rupture d’une plaque vulnérable³. L’ischémie qui en résulte provoque de profonds changements ioniques et métaboliques dans le myocarde affecté, ainsi qu’une diminution rapide de la fonction systolique. L’IM entraîne la mort des cardiomyocytes, ce qui peut entraîner un dysfonctionnement ventriculaire et une insuffisance cardiaque⁴.

La recherche sur l’IM chez les patients est limitée en raison de la rareté des tissus obtenus chez les patients atteints d’IM⁵. En tant que tels, les modèles murins de l’IM sont utiles à la fois pour étudier les mécanismes de la maladie et pour développer des cibles thérapeutiques potentielles. Les modèles murins actuellement disponibles d’IM comprennent des modèles d’ischémie irréversible (ACV et méthodes d’ablation) et des modèles de reperfusion (ischémie/reperfusion, I/R)⁶. La ligature permanente de l’artère coronaire gauche (ACL) chez la souris est la méthode la plus utilisée, et elle imite la physiopathologie et l’immunologie de l’IM chez les patients ^7,8,9. L’IM permanent peut également être induit par des méthodes d’ablation, qui impliquent des dommages électriques ou des cryoblessures. Les méthodes d’ablation sont capables de générer un infarctus de taille uniforme à l’endroit précis¹⁰. D’autre part, la formation de cicatrices, la morphologie de l’infarctus et les mécanismes de signalisation moléculaire peuvent varier selon les méthodes d’ablation^10,11. La méthode I/R murine est un autre modèle important d’IM car elle représente le scénario clinique de la thérapie de reperfusion¹². Le modèle I/R est associé à des défis tels qu’une taille variable de l’infarctus, la difficulté à distinguer les réponses de la blessure initiale et la reperfusion⁶.

Bien que largement utilisées, les méthodes de ligature de l’ACL sont associées à de faibles taux de survie et à des douleurs postopératoires¹³. Ce protocole démontre le modèle chirurgical murin de ligature de l’ACL qui implique la préparation et l’intubation de souris, la ligature de l’ACL, les soins postopératoires et la validation de l’IM. Plutôt que d’utiliser une trachéotomie^{invasive 14}, cette méthode utilise l’intubation endotrachéale. L’animal est intubé en éclairant l’oropharynx à l’aide d’un laryngoscope, ce qui rend la procédure plus facile, plus sûre et moins traumatisante¹⁵. La souris est maintenue sous assistance respiratoire et sous anesthésie à l’isoflurane tout au long de la procédure. De plus, l’échocardiographie et la coloration trichrome de Masson sont effectuées pour évaluer la fonction cardiaque et la fibrose cardiaque après un IM, respectivement. Dans l’ensemble, cette méthode fournit un modèle murin chirurgical fiable et reproductible de l’IM qui peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et l’inflammation après un IM.

Protocol

Le présent protocole d’étude a été examiné et approuvé par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Pittsburgh. Huit souris C57BL/6J femelles (simulé n = 4 et MI n = 4) âgées de 1 an pesant entre 24 et 30 g ont été utilisées pour ces expériences. Environ 100% et au moins 80% des souris ont survécu au cours des premières 24 heures et 28 jours, respectivement. 1. Préparation et intubation endotrachéale des souris …

Representative Results

La figure 1 montre les signaux ECG et respiratoires actifs représentatifs lors de l’évaluation échocardiographique de souris simulées (Figure 1A) et MI (Figure 1B). La vérification de l’ECG actif et des signaux respiratoires est importante avant d’acquérir les données échocardiographiques. La figure 2 montre la mesure échocardiographique des paramètres fonctionnels card…

Discussion

Le modèle murin de l’IM gagne en popularité dans les laboratoires de recherche cardiovasculaire, et cette étude décrit un modèle d’IM reproductible et cliniquement pertinent. Ce protocole améliore le processus de ligature de l’ACV de plusieurs façons. Pour commencer, l’utilisation d’anesthésiques préopératoires injectables tels que la xylazine/kétamine ou le pentobarbital^{sodique 14,15} est évitée. Seule l’anesthésie à l’isoflurane a é…

Materials

22 G catheter needle	Exel INT	26741	Thoracentesis
24 G catheter needle	Exel INT	26746	Endotracheal intubation
4-0 nylon suture	Covetrus	29263	Suturing of muscles and skin
8-0 nylon suture	S&T	3192	Ligation of LAD
Anesthetic Vaporizers	Vet equip	VE-6047	Anesthetic support
Animal physiology monitor	Fujifilm	VEVO 3100	Monitor heart rate,respiration rate and body temperature
Betadine solution	PBS animal health	11205	Antispetic
Buprenorphine	Covetrus	55175	Analgesic
Disecting microscope	OMANO	OM2300S-V7	Binocular
Electric razor	Wahl	79300-1001M	Shaving
Electrode gel	Parker Laboratories	W60698L	Electrically conductive gel
Ethanol	Decon Laboratories	22-032-601	Disinfectant
Forceps	FST	11065-07	Stainless Steel
Gauze	Curity	CAR-6339-PK	Sterile
Heat lamp	Satco	S4998	Post surgery care
Heating pad	Kent scientific	Surgi-M	Temperature control
Hot Bead sterilizer	Germinator 500	11503	Sterilization of surgical instrument
Isoflurane	Covetrus	29405	Anesthesia
Masson’s trichrome staining kit	Thermoscientific	87019	Measurement of cardiac Fibrosis
Micro Needle Holder	FST	12500-12	Stainless Steel
Micro scissors	FST	15000-02	Stainless Steel
Ophthalmic ointment	Dechra	Puralube Vet	Sterile occular lubricant
Scanning Gel	Parker Laboratories	Aquasonic 100	Aqueous ultrasound transmission gel
Scissors	FST	14060-11	Stainless Steel
Small Animal Laryngoscope	Penn-Century	Model LS-2-M	Illuminating the oropharynx
Small animal ventilator	Harvard apparatus	557058	Ventilator support
Surgical light	Cole parmer	41723	Illuminator Width (in): 7
Vevo 3100 preclinical imaging platform	Fujifilm	VEVO 3100	Echocardiography
VevoLAB software	Fujifilm	VevoLAB 3.2.6	Echocardiography data analysis